Name: sample preparation method of scanning and transmission electron microscope for the appendages of woodboring beetle
Uploaded: 2020-02-03T12:00:00
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Nous apprécions l'aide généreuse du Beijing Vocational College of Agriculture, de l'Institute for the Application of Atomic Energy (Chinese Academy of Agricultural Science), du Bioresearch Center de l'Université forestière de Beijing et du professeur Shan-gan Zhang de l'Institut de Zoologie, Académie chinoise des sciences. Cette recherche a été soutenue par le National Key R-D Program of China (2017YFD06000103), la National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31570643, 81774015), Forest Scientific Research in the Public Welfare of China (201504304), Inner Mongolia Agriculture University High-level Talent Research Startup Plan (203206038), and Inner Mongolia Autonomous Region Higher Education Research Project (NJZZ18047), Inner Mongolia Autonomous Region Linxue "Double First-class" Construction Project (170001).

CAUTION : Consultez les fiches de données sur la sécurité des matériaux des réactifs avant de les utiliser. Plusieurs des produits chimiques utilisés lors de la préparation de l'échantillon sont toxiques, mutagènes, cancérigènes et/ou reprotoxiques. Utilisez de l'équipement de protection individuelle (gants, blouse de laboratoire, pantalon sépuldage et chaussures à boutfermé) et travaillez sous une hotte de fumée tout en manipulant l'échantillon.
1. Préparation et imagerie de l...

<ol>
	<li>Song, Y. Q., Dong, J. F., Sun, H. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scanning+Electron+Microscope+Technology+of+Insect+Material.">Scanning Electron Microscope Technology of Insect Material.</a> Hubei Agricultural Sciences. 52, 1064-1065 (2013).</li><li>Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+scanning+electron+microscopy+(sem)+and+its+application+in+polymer+materials+research.">The development of the scanning electron microscopy (sem) and its application in polymer materials research.</a> Journal of the Graduates Sun Yat-Sen University (Natural Sciences Medicine). 34, 7-12 (2008).</li><li>Gan, L., Jensen, G. 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C., Coppel, H. C., Matsumura, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+ultrastructure+of+the+antennal+chemoreceptors+and+mechanoreceptors+of+worker+Coptotermes+formosanus+Shiraki.">Morphology and ultrastructure of the antennal chemoreceptors and mechanoreceptors of worker Coptotermes formosanus Shiraki.</a> Cell Tissue Res. 173, 173-178 (1976).</li><li>Zacharuk, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+and+function+of+insect+chemosensilla.">Ultrastructure and function of insect chemosensilla.</a> Annual Review of Entomology. 25, 27-47 (1980).</li><li>Li, Y. Z., Zhong, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Screening+of+detergents+and+floating+carriers+for+treating+potato+golden+nematode+cysts+to+improve+the+original+appearance+of+electron+microscopy.">Screening of detergents and floating carriers for treating potato golden nematode cysts to improve the original appearance of electron microscopy.</a> Plant quarantine. 8, 72-75 (1994).</li><li>Marzio, L. D., Marianecci, C., Petrone, M., Rinaldi, F., Carafa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+pH-sensitive+non-ionic+surfactant+vesicles:+comparison+between+tween+21+and+tween+20.">Novel pH-sensitive non-ionic surfactant vesicles: comparison between tween 21 and tween 20.</a> Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 82, 18-24 (2011).</li><li>Ren, L. L., Wu, Y., Shi, J., Zhang, L., Luo, Y. 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C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+distribution+of+ovipositor+sensilla+of+female+Helicoverpa+armigera+(Lepidoptera:+Noctuidae).">Morphology and distribution of ovipositor sensilla of female Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae).</a> The 11th Henan Plant Protection Society, the 10th Henan Insect Society, and the 5th Member Congress and Academic Symposium of Henan Plant Pathology Society. , 138-142 (2017).</li><li>Yang, R., Zhang, L. N., Fan, J. W., Wang, J. L., Fang, K. F., Yu, T. Q., Wang, S. H., Du, Y. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+specimens+for+scanning+electron+microscopy.">Insect specimens for scanning electron microscopy.</a> Journal of Beijing University of Agriculture. 29, 33-36 (2014).</li><li>Zhang, Y. R., Ren, L. L., Zhang, L., Wang, R., Yu, Y., Lu, P. F., Luo, Y. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+and+distribution+of+sensilla+on+the+maxillary+and+labial+palps+of+Chlorophorus+caragana+(Coleoptera:+Cerambycidae).">Ultrastructure and distribution of sensilla on the maxillary and labial palps of Chlorophorus caragana (Coleoptera: Cerambycidae).</a> Journal of Morphology. 279, 574-588 (2018).</li><li>Harrison, J. D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleaning+and+preparing+adult+beetles+(Coleoptera)+for+light+and+scanning+electron+microscopy.">Cleaning and preparing adult beetles (Coleoptera) for light and scanning electron microscopy.</a> African Entomology. 20, 395-401 (2012).</li><li>Xiao, Y., Liu, W., Wang, Y., Zuo, Y. X., Hu, R., Li, T. T., Cui, Z. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drying+methods+of+biological+sample+preparation+for+scanning+electron+microscope.">Drying methods of biological sample preparation for scanning electron microscope.</a> Research and Exploration Laboratory. 32, 46-53 (2013).</li><li>Graef, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Introduction to Conventional Transmission Electron Microscopy. , 1 (2003).</li></ol>

Dans cet article, nous avons présenté un schéma de préparation d'échantillon pour la microscopie électronique de balayage et de transmission pour le colégon laborieux. En utilisant l'appendice d'insecte comme sujet représentatif d'étude, nous avons démontré plusieurs améliorations au-dessus des méthodes traditionnelles de préparation d'échantillon.
L'huile liquide détachée de la surface solide est émulsionnée en petites gouttelettes, qui peuvent être bien dispersées et sus...

La microscopie électronique de balayage est un outil important dans beaucoup d'études de morphologie, que SEM montre des structures de surface1,2. L'attrait de la microscopie électronique de transmission est qu'elle peut être utilisée pour étudier un large éventail de structures biologiques à l'échelle nanométrique, de l'architecture des cellules et de l'ultrastructure des organites à la structure des complexes macromoléculaires et des protéines. TEM montre les structures intérieures3,4,5.
Le coleoptera est le plus grand groupe d'insectes, comprenant environ 182 familles et 350 000 espèces. La plupart des insectes coleopterans, en particulier le coléoptère du bois, se nourrissent de plantes, dont beaucoup sont d'importants ravageurs des forêts et des arbres fruitiers, causant des dommages dévastateurs aux arbres6. À l'heure actuelle, la population de prévention et de lutte des ravageurs basée sur la théorie de l'écologie chimique a reçu une attention croissante7. Des méthodes efficaces, peu toxiques et exemptes de pollution pour la phéromone sont devenues un moyen efficace8. L'étude de la morphologie sensilla et de l'ultrastructure des insectes est une partie importante de la recherche sur l'écologie chimique des insectes. La microscopie électronique de balayage et de transmission (SEM et TEM, respectivement) sont employées à grand effet pour étudier leur morphologie et anatomie interne. Cependant, pendant la préparation d'échantillons d'insectes pour la microscopie électronique (EM), l'objectivité et l'authenticité du site d'observation peuvent être affectées9. En général, la préparation de l'échantillon SEM des insectes nécessite le nettoyage, la fixation des tissus, la déshydratation, la métathèse, le séchage et le revêtement10. En raison de l'environnement complexe dans lequel vivent les bûcherons, la surface du corps a souvent divers polluants et leurs appendices ont souvent beaucoup de sensibilités fines ou de poils. En particulier, certains bûcherons ne sont pas disponibles dans l'élevage en laboratoire, qui a recueilli directement dans le champ, puis mis dans le liquide de fixation pour assurer la fraîcheur et ensuite lavé dans le laboratoire. Si l'échantillon est d'abord fixé puis lavé, il est évidemment beaucoup plus difficile d'enlever les débris parce que le glutaraldéhyde le fixe fortement à l'échantillon. Tween 20 est un surfactant11,12,13,14, qui joue un rôle important dans le processus de lavage, y compris la réduction de la tension de surface de l'eau et l'amélioration de la mouillabilité de l'eau à la surface de la lessive. Dans cette étude, Tween 20 a été ajouté à la solution de fixation et pbS solution de nettoyage pour réduire la tension de surface du liquide, et d'empêcher la saleté de déposer sur la surface du corps du scétole boisant, ce qui a rendu la surface du corps plus propre dans SEM.
À l'aide de TEM, la sensilla sur différents organes d'insectes peut être tranchée pour révéler les structures claires à l'intérieur d'eux, fournissant ainsi une base pour analyser les fonctions sensilla. Lorsque l'insecte sujet, comme le scétis boisé, est grand, et sa paroi corporelle a un degré substantiel de sclérotisation, de sorte que le fixatif peut ne pas saturer entièrement les tissus des organes à l'intérieur du corps des insectes. Tween 20 peut améliorer la dispersion et la capacité de suspension de la saleté. Dans cette étude, Tween 20 a été ajouté au fixatif pour améliorer la pénétration du liquide fixatif dans la paroi du corps des insectes du scendis boisé, évitant la déformation et l'effondrement de l'épidermi11,12,13. En outre, en utilisant la technologie de tranchage général, il est difficile de localiser avec précision différents types de sensilla, en particulier pour certains petits sensilla15. Basée sur la préparation traditionnelle de l'échantillon TEM, cette étude a combiné la microscopie à fluorescence et le SEM pour déterminer la position de l'insecte sensilla dans le bloc intégré, améliorant ainsi la précision des tranches.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Anatomical lens</td>
			<td>Chongqing Auto Optical 
			limited liability company</td>
			<td>1425277</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon adhesive tape</td>
			<td>SPI Supplies, Division of Structure Probes, Inc.</td>
			<td>7311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon tetrachloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>56-23-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper grids</td>
			<td>GilderGrids</td>
			<td>G300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disodium hydrogen phosphate</td>
			<td>Sinopharm group chemical reagent co., LTD</td>
			<td>10039-32-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flat embedding molds</td>
			<td>Hyde Venture (Beijing) Biotechnology Co., Ltd.</td>
			<td>70900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence microscope</td>
			<td>LEICA</td>
			<td>DM2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>111-30-8</td>
			<td>Anhydrous EM Grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isophorone</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>78-59-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lead citrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>512-26-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>67-56-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monobasic sodium phosphate</td>
			<td>Its group chemical reagent co., LTD</td>
			<td>7558-80-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective micrometer</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>0-001-034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>541-09-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Aldrich</td>
			<td>1998</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor blade</td>
			<td>Gillette</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resin</td>
			<td>Spurr</td>
			<td>ERL4221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Lianhui</td>
			<td>GB/T19001-2008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SEM</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>S-3400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel desiccant</td>
			<td>Suzhou Longhui Desiccant Co., Ltd.</td>
			<td>112926-00-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small brush</td>
			<td>Martol</td>
			<td>G1220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>1310-73-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sputter ion instrument</td>
			<td>Hitachi Koki Co. Ltd., Tokyo, Japan</td>
			<td>E-1010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>EZ4 HD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TEM</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>H-7500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Tianjin Damao Chemical Reagent</td>
			<td>9005-64-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>UC6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic cleaner</td>
			<td>GT Sonic</td>
			<td>GT-X1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl acetate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>6159-44-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sample preparation method of scanning and transmission electron microscope for the appendages of woodboring beetle

Ce rapport décrit les méthodes de préparation d'échantillon qui scannent et canalysent des observations de microscope électronique, démontrées en préparant des appendices du coléopter de bois, Chlorophorus caragana Xie et Wang (2012), pour les deux types de microscopie électronique. Le protocole de préparation de l'échantillon de microscopie électronique à balayage (SEM) était basé sur la fixation chimique de l'échantillon, la déshydratation dans une série de bains d'éthanol, le séchage et le revêtement par pulvérisation. En ajoutant Tween 20 (Polyoxyethylene sorbitan laurate) au fixatif et à la solution de lavage, la surface du corps d'insecte du scétis boisé a été lavée plus proprement dans SEM. La microscopie électronique de transmission de cette étude (TEM) comprenait une série d'étapes, y compris la fixation, la déshydratation de l'éthanol, l'intégration dans la résine, le positionnement à l'aide de la microscopie à fluorescence, la sectionnement et la coloration. Fixative avec Tween 20 permis pénétrer la paroi du corps d'insecte de colégon boisé plus facilement qu'il ne l'aurait été sans Tween 20, et par la suite de meilleurs tissus fixes et organes dans le corps, ainsi donné des observations électroniques de microscope de transmission claire des ultrastructures de sensilla d'insecte. L'étape suivante de cette préparation a été de déterminer les positions des insectes sensilla dans l'échantillon incorporé dans le bloc de résine en utilisant la microscopie de fluorescence pour augmenter la précision du positionnement sensilla cible. Cette précision de découpe améliorée.

En utilisant le nettoyage et la solution fixative avec Tween 20, une image SEM plus propre a été observée que celle sans Tween 20 (Figure 3). La solution de fixation de tween 20 a pénétré la solution de fixation de glutaraldéhyde dans le tissu. La structure de microtubule a été clairement vue. L'image TEM de la structure interne de l'échantillon a été floue sans Tween 20 (Figure 4).
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Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle

Afin d'observer l'ultrastructure de la sensibilité d'insecte, le protocole de préparation d'échantillon de balayage et de transmission d'électron (SEM et TEM, respectivement) ont été présentés dans l'étude. Tween 20 a été ajouté dans le fixatif pour éviter la déformation de l'échantillon dans LA microscopie de fluorescence DE SEM a été utile pour améliorer la précision de tranchage dans TEM.

Méthode de préparation d'échantillons de microscope électronique de balayage et de transmission pour les appendices du bec de bois

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of ...

Coléoptère de bois leur surface de corps sont toujours dures dans SEM. Le Tween-20 est ajouté dans la solution fixative et de lavage. La surface du corps du coléoptère du bois Dans TEM, le Tween-20 peut améliorer la pénétration fixative dans la paroi du corps et mieux fixer les tissus et les organes dans le corps.Le microscope à fluorescence est utile pour améliorer la précision du tranchage. La technique est utile pour laver la surface du corps et pénétrer dans la paroi du corps dans le coléoptère woodboring. Ainsi, il permettrait d’effacer la vision SEM et TEM.Microscope à fluorescence est utile pour améliorer la précision de tranchage dans TEM. Zhang Yanru, un étudiant diplômé de notre laboratoire, démontrera la procédure. Dans une zone où vit chlorophorus caragana, placez des pièges de champ appâtés avec des attractants végétaux tels que l’isophorone sur un piège en entonnoir.Attirez les adultes de coléoptères de bois dans les pièges. Préserver les corps propres de chlorophorus caragana adulte dans 0,1 grain de beauté par litre PBS au pH 7,2, 2,5% de poids par glutaraldehyde volume, et 0,06% volume par volume Tween-20. Fixez l’échantillon à quatre degrés Celsius pendant trois jours.Retirer les corps du liquide de conservation et rincer en PBS. Au microscope stéréo, utiliser des forceps pour enlever les appendices et les nettoyer par ultrasons à 40 kilohertz dans PBST. Après le nettoyage pendant 100 secondes, transférez l’échantillon au microscope pour vérifier s’il est propre.Ne pas nettoyer plus de 400 secondes pour éviter les dommages. Puis immerger les échantillons dans de l’éthanol à une série de concentrations pendant 20 minutes chacune pour effectuer la déshydratation. Après la déshydratation, au microscope stéréo, utilisez du ruban adhésif à double face de carbone pour fixer séparément trois surfaces d’observation, dorsales, ventrales et latérales, sur des talons.Assurez-vous que toutes les surfaces d’observation sont propres et exemptes de contamination. Placer l’étape de l’échantillon dans une boîte de Pétri contenant un desiccant en gel de silice pendant 48 heures. Ensuite, sur un instrument de pulvérisation d’ion, faites pivoter la valve principale vers la position ouverte, retirez le couvercle de la chambre d’échantillon et mettez l’échantillon dans la chambre.Allumez l’interrupteur et assurez-vous que la lumière prête est allumée. Réglez le temps de pulvérisation comme 45 secondes et l’épaisseur de revêtement comme 70.875 angstrom. Une fois que l’index du cadran sous vide de la pompe mécanique descend en dessous de sept, pressez la décharge et commencez à pulvériser du platine.À la fin de la procédure, éteignez l’alimentation électrique et sortez l’échantillon de la chambre. Calculer l’épaisseur du film de pulvérisation D dans angstrom égalant K fois je fois V fois T.K est une constante déterminée par le métal pulvérisé et le gaz. Je suis le flux plasmatique en milliamps tandis que V est la tension appliquée en kilovolts et T est le temps en secondes.Insérez le talon contenant l’échantillon sur la scène du SEM. Assurez-vous que l’étape de l’échantillon avec le talon de l’échantillon a suffisamment de hauteur pour permettre une bonne image. Ouvrez le logiciel SEM et sélectionnez la tension de fonctionnement désirée à partir de 20 kilovolts.Après avoir obtenu les appendices de chlorophorus caragana adulte, lavez les échantillons dans PBST dans un bain ultrasonique pendant trois heures, puis post-fixez-les en 1% de poids par tétroxide d’osmium de volume dans PBS pendant une heure à 25 degrés Celsius. Déshydrater les échantillons en utilisant des traitements successifs de 20 minutes dans 50%60%70%80%85%90%95%100%et 100% volume par volume d’éthanol à température ambiante. Avec des forceps, appliquer de la résine chauffée dans un moule d’intégration plat et intégrer les échantillons dans la résine.Assurez-vous que l’échantillon est au fond de la plaque et placé le plus près possible du bord de la rainure encastrée. Étiquetez puis couvez la plaque contenant l’échantillon à 60 degrés Celsius pendant 72 heures. Après l’incubation, retirer la plaque de l’incubateur et vérifier que la résine s’est polymérisée.Une fois que l’échantillon s’est solidifié, placez chaque bloc de résine sous un microscope à fluorescence, déplacez la source de lumière fluorescente du microscope pour irradier l’échantillon avec la lumière bleue d’en haut et photographiez-les. Assurez-vous que la sensilla dans le bloc de résine sont clairement visibles. Mesurez la distance entre le bord du bloc de résine et le capteur cible pour cibler la sensilla.Référez-vous à l’image SEM des palpes et coupez grossièrement le bloc de résine à l’aide d’une lame de rasoir près du récepteur cible. Ensuite, sous une microscopie de fluorescence de lumière bleue, ajustez la source lumineuse d’en haut de sorte que la sensilla soit observée clairement. Ajouter le micromètre objectif au stade du microscope à fluorescence.Photographiez le bloc de résine grossièrement coupé, puis à l’aide d’ImageJ mesurer la distance entre la cible et le bord de la résine. Placez l’échantillon de résine sur un ultramicrotome et coupez des sections de 50 à 60 nanomètres d’épaisseur jusqu’à ce que la position cible ait été atteinte. Montez les sections sur des grilles de cuivre en maille recouvertes de formvar dans des boîtes de Pétri.Tacher les grilles avec une solution filtrée saturée d’acétate d’uranyle à température ambiante. Couvrir les sections pendant la coloration pour bloquer les précipités induits par la lumière. Tacher pendant 10 minutes.Dans un capot fumigène, rincer deux fois dans 50% de méthanol, puis deux fois dans de l’eau dégazée filtrée. Déposer les gouttes de tache de citrate de plomb préparée sur les carrés des boîtes de Pétri en plastique et les laisser reposer pendant huit minutes. Rincer à l’eau filtrée dégazée et sécher.Montez les grilles sur une étape d’échantillon à l’intérieur de la machine TEM. Réglez la tension à 80 kilovolts et examinez les sections. Dans ce protocole, utilisant la solution de nettoyage et fixative avec Tween-20, une image claire de SEM a été observée que cela sans Tween-20.Avec la solution de fixation Tween-20 permettant à la solution de fixation du glutaraldehyde de pénétrer dans le tissu, des structures de microtubules ont été clairement vues dans l’image TEM tandis que la structure interne de l’échantillon préparée sans Tween-20 était floue. Les vues transversales continues de la cheville de la brindille de sensilla de type un basiconica sur les palpes maxillaires ont montré que la gaine dendritique entourait les segments dendritiques externes et s’étendait au pore de pointe. Sept segments dendritiques externes non ramifiés existaient à l’intérieur de la cavité lymphatique du récepteur intérieur qui était entourée d’une cavité externe.Le corps tubulaire a été séparé par une gaine dendritique d’autres segments dendritiques externes à chaque base de prise sensillar. Dans la région ciliaire, huit dendrites de diamètres différents ont été identifiés indiquant la présence de huit neurones bipolaires. La technique peut être utilisée pour étudier plus avant la fonction des nerfs tels que l’enregistrement à cellule unique ou l’hybridation in situ.

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