Name: sample preparation method of scanning and transmission electron microscope for the appendages of woodboring beetle
Uploaded: 2020-02-03T12:00:00
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Wir schätzen die großzügige Unterstützung des Beijing Vocational College of Agriculture, des Institute for the Application of Atomic Energy (Chinese Academy of Agricultural Science), des Bioresearch Center of Beijing Forestry University und Professor Shan-gan Zhang vom Institut für Zoologie der Chinesischen Akademie der Wissenschaften. Diese Forschung wurde unterstützt durch national Key R&D Program of China (2017YFD0600103), die National Natural Science Foundation of China (Grant No. 31570643, 81774015), Forest Scientific Research in the Public Welfare of China (201504304), Inner Mongolia Agricultural University High-Level Talent Research Startup Plan (203206038) und Inner Mongolia Autonomous Region Higher Education Research Project (NJZZ18047), Inner Mongolia Autonomous Region Linxue "Double First-class" Construction Project (170001).

VORSICHT: Konsultieren Sie die Materialsicherheitsdatenblätter der Reagenzien, bevor Sie sie verwenden. Mehrere der bei der Probenvorbereitung verwendeten Chemikalien sind giftig, erbgutverändernd, krebserregend und/oder reprotoxisch. Verwenden Sie persönliche Schutzausrüstung (Handschuhe, Labormantel, Hose in voller Länge und Schuhe mit geschlossener Zehen) und arbeiten Sie unter einer Dunstabzugshaube, während Sie die Probe bearbeiten.
1. SEM Probenvorbereitung und Bildgebung
<ol><li...

<ol>
	<li>Song, Y. Q., Dong, J. F., Sun, H. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scanning+Electron+Microscope+Technology+of+Insect+Material.">Scanning Electron Microscope Technology of Insect Material.</a> Hubei Agricultural Sciences. 52, 1064-1065 (2013).</li><li>Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+the+scanning+electron+microscopy+(sem)+and+its+application+in+polymer+materials+research.">The development of the scanning electron microscopy (sem) and its application in polymer materials research.</a> Journal of the Graduates Sun Yat-Sen University (Natural Sciences Medicine). 34, 7-12 (2008).</li><li>Gan, L., Jensen, G. 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L., Zhang, L., Wang, R., Yu, Y., Lu, P. F., Luo, Y. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrastructure+and+distribution+of+sensilla+on+the+maxillary+and+labial+palps+of+Chlorophorus+caragana+(Coleoptera:+Cerambycidae).">Ultrastructure and distribution of sensilla on the maxillary and labial palps of Chlorophorus caragana (Coleoptera: Cerambycidae).</a> Journal of Morphology. 279, 574-588 (2018).</li><li>Harrison, J. D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cleaning+and+preparing+adult+beetles+(Coleoptera)+for+light+and+scanning+electron+microscopy.">Cleaning and preparing adult beetles (Coleoptera) for light and scanning electron microscopy.</a> African Entomology. 20, 395-401 (2012).</li><li>Xiao, Y., Liu, W., Wang, Y., Zuo, Y. X., Hu, R., Li, T. T., Cui, Z. 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In diesem Artikel haben wir ein Probenvorbereitungsschema für die Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie für Holzbohrkäfer vorgestellt. Anhand des Insektenanhängsals als repräsentatives Studienfach haben wir einige Verbesserungen gegenüber herkömmlichen Probenvorbereitungsmethoden gezeigt.
Das von der festen Oberfläche gelöste flüssige Öl wird zu kleinen Tröpfchen emulgiert, die gut dispergiert und im Waschmedium aufgehängt werden können, um die Rückablagerung auf der Ob...

Die Rasterelektronenmikroskopie ist ein wichtiges Werkzeug in vielen Morphologiestudien, dass SEM Oberflächenstrukturen1,2zeigt. Der Reiz der Transmissionselektronenmikroskopie ist, dass sie verwendet werden kann, um eine breite Palette biologischer Strukturen im Nanometermaßstab zu untersuchen, von der Architektur der Zellen und der Ultrastruktur von Organellen bis hin zur Struktur makromolekularer Komplexe und Proteine. TEM zeigt innere Strukturen3,4,5.
Coleoptera ist die größte Insektengruppe, darunter etwa 182 Familien und 350.000 Arten. Die meisten der coleopteran Insekten, insbesondere Holzbohrkäfer, ernähren sich von Pflanzen, von denen viele wichtige Schädlinge von Wäldern und Obstbäumen sind, die verheerende Schäden an Bäumenverursachen 6. Zur Zeit, Prävention und Kontrolle Der Population von Schädlingen auf der Grundlage der chemischen Ökologie Theorie haben immer mehr Aufmerksamkeit erhalten7. Effiziente, niedriggiftige, schadstofffreie Pheromon-Kontrollmethoden sind zu einem effektiven Weg geworden8. Das Studium der Sensilla-Morphologie und Ultrastruktur von Insekten ist ein wichtiger Teil der chemischen Ökologieforschung in Insekten. Die Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie (SEM bzw. TEM) wird zur Untersuchung ihrer Morphologie und inneren Anatomie eingesetzt. Bei der Vorbereitung von Insektenproben für die Elektronenmikroskopie (EM) kann jedoch die Objektivität und Authentizität der Beobachtungsstelle beeinträchtigt werden9. Im Allgemeinen erfordert die SEM-Probenvorbereitung von Insekten Reinigung, Gewebefixierung, Dehydrierung, Metathesen, Trocknung und Sputterbeschichtung10. Aufgrund der komplexen Umgebung, in der Holzbohrkäfer leben, hat die Körperoberfläche oft verschiedene Schadstoffe und ihre Anhängsel haben oft viele feine lange Sensilla oder Borsten. Insbesondere sind einige Holzträger nicht aus der Laboraufzucht erhältlich, die direkt im Feld gesammelt und dann in Befestigungsflüssigkeit gesteckt werden, um frische seramungzumachen und anschließend im Labor zu waschen. Wenn die Probe zuerst fixiert und dann gewaschen wird, ist es offensichtlich viel schwieriger, Schmutz zu entfernen, da Glutaraldehyd sie stark an der Probe fixiert. Tween 20 ist ein Tensid11,12,13,14, das eine wichtige Rolle im Waschprozess spielt, einschließlich der Verringerung der Oberflächenspannung von Wasser und der Verbesserung der Benetzbarkeit von Wasser auf der Oberfläche der Wäsche. In dieser Studie wurde Tween 20 der Befestigungslösung und der PBS-Reinigungslösung hinzugefügt, um die Oberflächenspannung der Flüssigkeit zu reduzieren und zu verhindern, dass sich der Schmutz auf der Körperoberfläche des Holzbohrkäfers ablagert, was die Körperoberfläche in SEM sauberer machte.
Mit TEM können Sensilla an verschiedenen Insektenorganen in Scheiben geschnitten werden, um die klaren Strukturen in ihnen zu offenbaren und so eine Grundlage für die Analyse von Sensilla-Funktionen zu schaffen. Wenn das Subjekt Insekt, wie Holzbohrkäfer, groß ist, und seine Körperwand hat einen erheblichen Grad an Sklerotisierung, so dass das Fixativ kann nicht vollständig gesättigt Organgewebe im Inneren des Insektenkörpers. Tween 20 kann die Dispersions- und Aufhängungskapazität des Schmutzes verbessern. In dieser Studie wurde Tween 20 dem Fixativ hinzugefügt, um das Fixative Flüssigkeitsdurchdringung in die Insektenkörperwand des Holzbohrkäfers zu verbessern, um Verformungen und Denkollaps des Epidermi11,12,13zu vermeiden. Darüber hinaus ist es mit der allgemeinen Schneidetechnologie schwierig, verschiedene Arten von Sensilla genau zu lokalisieren, insbesondere für einige kleine Sensilla15. Basierend auf der traditionellen TEM-Probenvorbereitung kombinierte diese Studie Fluoreszenzmikroskopie und SEM, um die Position von Insektensensilla im eingebetteten Block zu bestimmen und so die Schnittgenauigkeit zu verbessern.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anatomical lens</td>
			<td>Chongqing Auto Optical 
			limited liability company</td>
			<td>1425277</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon adhesive tape</td>
			<td>SPI Supplies, Division of Structure Probes, Inc.</td>
			<td>7311</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon tetrachloride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>56-23-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper grids</td>
			<td>GilderGrids</td>
			<td>G300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disodium hydrogen phosphate</td>
			<td>Sinopharm group chemical reagent co., LTD</td>
			<td>10039-32-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>64-17-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flat embedding molds</td>
			<td>Hyde Venture (Beijing) Biotechnology Co., Ltd.</td>
			<td>70900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescence microscope</td>
			<td>LEICA</td>
			<td>DM2500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>111-30-8</td>
			<td>Anhydrous EM Grade</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isophorone</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>78-59-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lead citrate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>512-26-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>67-56-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monobasic sodium phosphate</td>
			<td>Its group chemical reagent co., LTD</td>
			<td>7558-80-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Objective micrometer</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>0-001-034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmium tetroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>541-09-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish</td>
			<td>Aldrich</td>
			<td>1998</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Razor blade</td>
			<td>Gillette</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Resin</td>
			<td>Spurr</td>
			<td>ERL4221</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Lianhui</td>
			<td>GB/T19001-2008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SEM</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>S-3400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel desiccant</td>
			<td>Suzhou Longhui Desiccant Co., Ltd.</td>
			<td>112926-00-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small brush</td>
			<td>Martol</td>
			<td>G1220</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium hydroxide</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>1310-73-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sputter ion instrument</td>
			<td>Hitachi Koki Co. Ltd., Tokyo, Japan</td>
			<td>E-1010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>EZ4 HD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TEM</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>H-7500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Tianjin Damao Chemical Reagent</td>
			<td>9005-64-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultramicrotome</td>
			<td>Leica</td>
			<td>UC6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic cleaner</td>
			<td>GT Sonic</td>
			<td>GT-X1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Uranyl acetate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>6159-44-0</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sample preparation method of scanning and transmission electron microscope for the appendages of woodboring beetle

Dieser Bericht beschrieb Probenvorbereitungsmethoden, die Raster- und Transmissionselektronenmikroskop-Beobachtungen, die durch die Vorbereitung von Anhängsel des Holzbohrkäfers Chlorophorus caragana Xie & Wang (2012) für beide Arten der Elektronenmikroskopie demonstriert wurden. Das Rasterelektronenmikroskopieprotokoll (SEM) basierte auf probenchemischer Fixierung, Dehydrierung in einer Reihe von Ethanolbädern, Trocknung und Sputterbeschichtung. Durch Zugabe von Tween 20 (Polyoxyethylen-Sorbitan-Laurat) zur Fixier- und Waschlösung wurde die Insektenkörperoberfläche des Holzbohrkäfers im SEM sauberer gewaschen. Die Probenvorbereitung der Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) in dieser Studie umfasste eine Reihe von Schritten, einschließlich Fixierung, Ethanoldehydrierung, Einbettung in Harz, Positionierung mittels Fluoreszenzmikroskopie, Schnittung und Färbung. Fixative mit Tween 20 aktiviert eindringen die Insektenkörperwand von Holzbohrkäfer leichter als es ohne Tween 20 gewesen wäre, und in der Folge bessere feste Gewebe und Organe im Körper, so ergab klare Transmission Elektronenmikroskop Beobachtungen von Insekten sensilla Ultrastrukturen. Der nächste Schritt dieser Vorbereitung war die Bestimmung der Positionen der Insektensensorilla in der im Harzblock eingebetteten Probe durch die Verwendung der Fluoreszenzmikroskopie, um die Präzision der Zielsensilla-Positionierung zu erhöhen. Dies verbesserte die Schnittgenauigkeit.

Mit Reinigungs- und Fixierlösung mit Tween 20 wurde ein saubereres SEM-Bild beobachtet als das ohne Tween 20 (Abbildung 3). Tween 20 Befestigungslösung drang in die Glutaraldehyd-Fixierlösung in das Gewebe ein. Die Mikrotubuli-Struktur war deutlich zu sehen. DAS TEM-Bild der internen Struktur der Probe wurde ohne Tween 20 verwischt (Abbildung 4).
<img alt="Figure 3" ...

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Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle

Zur Beobachtung der Ultrastruktur von Insektensensilla wurden in der Studie Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie (SEM bzw. TEM) zur Probenvorbereitung vorgestellt. Tween 20 wurde in das Fixativ aufgenommen, um Probenverformungen in SEM zu vermeiden. Fluoreszenzmikroskopie war hilfreich, um die Schnittgenauigkeit in TEM zu verbessern.

Probenvorbereitungsmethode des Raster- und Transmissionselektronenmikroskops für die Anhänge von Woodboring Beetle

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of ...

Holzbohrkäfer ihre Körperoberfläche sind immer hart in SEM. Der Tween-20 wird in fixative und Waschlösung hinzugefügt. Die Körperoberfläche des Holzbohrkäfers In TEM, der Tween-20 kann fixatives Eindringen in die Körperwand verbessern und Gewebe und Organ besser im Körper fixieren.Das Fluoreszenzmikroskop ist hilfreich, um die Schnittgenauigkeit zu verbessern. Die Technik ist hilfreich, um die Körperoberfläche zu waschen und in die Körperwand im Holzbohrkäfer einzudringen. Damit würde die Vision von SEM und TEM klar.Fluoreszenzmikroskop ist hilfreich, um die Schnittgenauigkeit in TEM zu verbessern. Demonstriert wird das Verfahren von Zhang Yanru, einem Doktoranden unseres Labors. In einem Gebiet, in dem Chlorophorus caragana lebt, legen Feldfallen, die mit Pflanzenlockmitteln wie Isophoron geködert werden, auf eine Trichterfalle.Locken Sie Holzbohrkäfer-Erwachsene in die Fallen. Bewahren Sie die sauberen Körper der erwachsenen Chlorophorus caragana in 0,1 Mol pro Liter PBS bei pH 7,2, 2,5 % Volumengewicht Glutaraldehyd und 0,06 % Volumenvolumen Tween-20 auf. Fixieren Sie die Probe bei vier Grad Celsius für drei Tage.Entfernen Sie die Körper aus der Konservierungsflüssigkeit und spülen Sie in PBS. Verwenden Sie unter einem Stereomikroskop Zangen, um die Anhänge zu entfernen und sie bei 40 Kilohertz in PBST ultrasonisch zu reinigen. Nach der Reinigung für 100 Sekunden, übertragen Sie die Probe auf das Mikroskop, um zu überprüfen, ob es sauber ist.Reinigen Sie nicht länger als 400 Sekunden, um Schäden zu vermeiden. Dann tauchen Sie die Proben in Ethanol in einer Reihe von Konzentrationen für jeweils 20 Minuten, um Dehydrierung durchzuführen. Verwenden Sie nach der Austrocknung unter einem Stereomikroskop kohlenstoffhalbseitiges Klebeband, um drei Beobachtungsflächen, dorsal, ventral und seitlich, getrennt auf Stubs zu fixieren.Stellen Sie sicher, dass alle Sichtflächen sauber und frei von Verunreinigungen gehalten werden. Die Probenstufe 48 Stunden lang in eine Petrischale geben, die ein Kieselgel-Desiccant enthält. Anschließend drehen Sie auf einem Ionen-Sputtergerät das Hauptventil in die offene Position, entfernen Sie die Probenkammerabdeckung und legen Sie die Probe in die Kammer.Schalten Sie den Netzschalter ein und stellen Sie sicher, dass das fertige Licht eingeschaltet ist. Stellen Sie die Sputterzeit auf 45 Sekunden und die Schichtdicke auf 70.875 angstrom. Sobald der mechanische Pumpen-Vakuum-Zifferblattindex unter sieben fällt, drücken Sie die Entladung und beginnen Platin zu sprühen.Schalten Sie am Ende des Verfahrens das Netzteil aus und nehmen Sie die Probe aus der Kammer. Berechnen Sie die Sprühschichtdicke D in angstrom gleich K mal I mal V mal T.K ist eine Konstante, die durch das gesputterte Metall und Gas bestimmt wird. Ich bin der Plasmastrom in Milliampere, während V die in Kilovolt angelegte Spannung ist und T die Zeit in Sekunden.Legen Sie den Stub, der die Probe enthält, auf die Bühne des SEM. Stellen Sie sicher, dass die Probenstufe mit dem Probenstub genügend Höhe hat, um ein gutes Bild zu ermöglichen. Öffnen Sie die SEM-Software und wählen Sie die gewünschte Betriebsspannung ab 20 Kilovolt aus.Nach Erhalt der Anhänge von erwachsenen Chlorophorus caragana, waschen Sie die Proben in PBST in einem Ultraschallbad für drei Stunden und dann post-fix sie in 1% Volumen volumenmäßig Osmiumtetroxid in PBS für eine Stunde bei 25 Grad Celsius. Dehydrieren Sie die Proben mit 20-minütigen aufeinanderfolgenden Behandlungen in 50%60%70%80%85%90%95%100% und 100% Volumenvolumen Ethanol bei Raumtemperatur. Mit Zangen erhitztes Harz in eine flache Einbettform auftragen und die Proben in das Harz einbetten.Stellen Sie sicher, dass sich die Probe an der Unterseite der Platte befindet und so nah wie möglich an den Rand der Einbaunut enden. Beschriften und bebrüten Sie dann die Platte, die die Probe bei 60 Grad Celsius enthält, 72 Stunden lang. Entfernen Sie nach der Inkubation die Platte aus dem Inkubator und überprüfen Sie, ob das Harz polymerisiert ist.Sobald die Probe erstarrt ist, stellen Sie jeden Harzblock unter ein Fluoreszenzmikroskop, bewegen Sie die fluoreszierende Lichtquelle des Mikroskops, um die Probe mit blauem Licht von oben zu bestrahlen und zu fotografieren. Stellen Sie sicher, dass die Sensilla im Harzblock deutlich sichtbar ist. Messen Sie den Abstand zwischen der Kante des Harzblocks und dem Zielsensor, um die Sensilla zu zielen.Beziehen Sie sich auf das SEM-Bild der Palps und schneiden Sie den Harzblock grob mit einer Rasierklinge in der Nähe des Zielrezeptors. Anschließend, unter einer blaulichten Fluoreszenzmikroskopie, stellen Sie die Lichtquelle von oben so ein, dass die Sensilla deutlich beobachtet wird. Fügen Sie das objektive Mikrometer der Fluoreszenzmikroskopstufe hinzu.Fotografieren Sie den grob geschnittenen Harzblock und messen Sie dann mit ImageJ den Abstand zwischen dem Ziel und dem Rand des Harzes. Die Harzprobe auf ein Ultramikrotom legen und 50 bis 60 Nanometer dicke Abschnitte schneiden, bis die Zielposition erreicht ist. Montieren Sie die Abschnitte auf Formvar-beschichteten 100 Mesh-Kupfergittern in Petrischalen.Färben Sie die Gitter mit einer gesättigten gefilterten Lösung von Uranylacetat bei Raumtemperatur. Bedecken Sie die Abschnitte während der Färbung, um lichtinduzierte Ausscheidungen zu blockieren. 10 Minuten lang färben.In einer Dunstabzugshaube zweimal in 50% Methanol abspülen, dann zweimal in gefiltertem entgastem Wasser. Legen Sie Tropfen von vorbereiteten Blei Citrat Fleck auf den Quadraten der Kunststoff Petri-Gerichte und lassen Sie sie für acht Minuten sitzen. In entgastem gefiltertem Wasser abspülen und trocknen.Montieren Sie die Gitter auf einer Probenstufe innerhalb der TEM-Maschine. Stellen Sie die Spannung auf 80 Kilovolt ein und untersuchen Sie die Abschnitte. In diesem Protokoll wurde mit Reinigungs- und Fixierlösung mit Tween-20 ein klares SEM-Bild beobachtet als das ohne Tween-20.Mit der Tween-20 Befestigungslösung, die es der Glutaraldehyd-Fixierlösung ermöglichte, in das Gewebe einzudringen, waren Mikrotubulistrukturen im TEM-Bild deutlich zu sehen, während die innere Struktur der ohne Tween-20 hergestellten Probe verschwommen war. Kontinuierliche Querschnittsansichten des Pflocks des Typs ein sensilla twig basiconica auf den Kieferhöhlen zeigten, dass die dendritische Hülle die äußeren dendritischen Segmente umgab und bis zur Spitze pore ausdehnte. Sieben unverzweigte äußere dendritische Segmente existierten in der inneren Rezeptor-Lymphhöhle, die von einer äußeren Höhle umgeben war.Der röhrenförmige Körper wurde durch eine dendritische Hülle von anderen äußeren dendritischen Segmenten an jeder sensillar Sockelbasis getrennt. In der Ziliarregion wurden acht Dendriten mit unterschiedlichen Durchmessern identifiziert, die auf das Vorhandensein von acht bipolaren Neuronen hindeuten. Die Technik kann verwendet werden, um die Funktion von Nerven wie Einzelzellaufzeichnung oder In-situ-Hybridisierung weiter zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Environment

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Forschung

Umwelt

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