Name: live imaging and analysis of muscle contractions in drosophila embryo
Uploaded: 2019-07-09T12:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo at JoVE.com

Le projet a été soutenu en partie par les National Institutes of Health Grants RO1 NS099409, NS075534, et CONACYT 2012-037(S) au vice-président.

1. Préparation
<ol><li>Préparer une cage à mouches en faisant environ 50 trous dans un bécher en plastique à trois coins d'une capacité de 100 ml à l'aide d'une aiguille chaude de 25 G (voir Tableau des matériaux).</li>
	<li>Préparer des plats Petri de 60 mm x 15 mm avec du jus de pomme-agar (3 % d'agar et 30 % de jus de pomme).</li>
	<li>Préparer la pâte de levure fraîche en mélangeant les granules de levure sèche et l'eau. Étendre la pâte de levure sur les plaques d'agar de pomme pour...

<ol>
	<li>Pereanu, W., Spindler, S., Im, E., Buu, N., Hartenstein, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+emergence+of+patterned+movement+during+late+embryogenesis+of+Drosophila.">The emergence of patterned movement during late embryogenesis of Drosophila.</a> Developmental Neurobiology. 67, 1669-1685 (2007).</li><li>Suster, M. L., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+assembly+of+a+central+pattern+generator+without+sensory+input.">Embryonic assembly of a central pattern generator without sensory input.</a> Nature. 416, 174-178 (2002).</li><li>Crisp, S., Evers, J. F., Fiala, A., Bate, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+motor+coordination+in+Drosophila+embryos.">The development of motor coordination in Drosophila embryos.</a> Development. 135, 3707-3717 (2008).</li><li>Song, W., Onishi, M., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+multidendritic+sensory+neurons+are+necessary+for+rhythmic+locomotion+behavior+in+Drosophila+larvae.">Peripheral multidendritic sensory neurons are necessary for rhythmic locomotion behavior in Drosophila larvae.</a> Proceedings of National Academy of Science of the United States of America. 104, 5199-5204 (2007).</li><li>Hughes, C. L., Thomas, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensory+feedback+circuit+coordinates+muscle+activity+in+Drosophila.">A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila.</a> Molecular and Cellular Neuroscience. 35, 383-396 (2007).</li><li>Gorczyca, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Ppk26,+a+DEG/ENaC+channel+functioning+with+Ppk1+in+a+mutually+dependent+manner+to+guide+locomotion+behavior+in+Drosophila.">Identification of Ppk26, a DEG/ENaC channel functioning with Ppk1 in a mutually dependent manner to guide locomotion behavior in Drosophila.</a> Cell Reports. 9, 1446-1458 (2014).</li><li>Baker, R., Nakamura, N., Chandel, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+O-Mannosyltransferases+affect+sensory+axon+wiring+and+dynamic+chirality+of+body+posture+in+the+Drosophila+embryo.">Protein O-Mannosyltransferases affect sensory axon wiring and dynamic chirality of body posture in the Drosophila embryo.</a> Journal of Neuroscience. 38 (7), 1850-1865 (2018).</li><li>Nakamura, N., Lyalin, D., Panin, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+O-mannosylation+in+animal+development+and+physiology:+From+human+Disorders+to+Drosophila+phenotypes.">Protein O-mannosylation in animal development and physiology: From human Disorders to Drosophila phenotypes.</a> Seminars in Cell &amp; Developmental Biology. 21, 622-630 (2010).</li><li>Lyalin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+twisted+gene+encodes+Drosophila+protein+O-mannosyltransferase+2+and+genetically+interacts+with+the+rotated+abdomen+gene+encoding+Drosophila+protein+O-mannosyltransferase+1.">The twisted gene encodes Drosophila protein O-mannosyltransferase 2 and genetically interacts with the rotated abdomen gene encoding Drosophila protein O-mannosyltransferase 1.</a> Genetics. 172, 343-353 (2006).</li><li>Beltr&#225;n-Valero de Bernabe, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+in+the+O-Mannosyltransferase+gene+POMT1+give+rise+to+the+severe+neuronal+migration+disorder+Walker-Warburg+Syndrome.">Mutations in the O-Mannosyltransferase gene POMT1 give rise to the severe neuronal migration disorder Walker-Warburg Syndrome.</a> American Journal of Human Genetics. 71, 1033-1043 (2002).</li><li>Reeuwijk, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=POMT2+mutations+cause+alpha-dystroglycan+hypoglycosylation+and+Walker-Warburg+syndrome.">POMT2 mutations cause alpha-dystroglycan hypoglycosylation and Walker-Warburg syndrome.</a> Journal of Medical Genetics. 42, 907-912 (2005).</li><li>Jaeken, J., Matthijs, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congenital+disorders+of+glycosylation:+A+rapidly+expanding+disease+family.">Congenital disorders of glycosylation: A rapidly expanding disease family.</a> Annual Reviews of Genomics and Human Genetics. 8, 261-278 (2007).</li><li>Leyten, Q. H., Gabreels, F. J., Renier, W. O., ter Laak, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Congenital+muscular+dystrophy:+a+review+of+the+literature.">Congenital muscular dystrophy: a review of the literature.</a> Clinical and Neurological Neurosurgery. 98 (4), 267-280 (1996).</li><li>Roberts, D. B., Hames, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila:+A+Practical+Approach.+2nd+ed.">Drosophila: A Practical Approach. 2nd ed.</a> The Practical Approach Series. , 389 (1998).</li><li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Even-Skipped++interneurons+are+core+components+of+a+sensorimotor+circuit+that+maintains+left-right+symmetric+muscle+contraction+amplitude.">Even-Skipped+ interneurons are core components of a sensorimotor circuit that maintains left-right symmetric muscle contraction amplitude.</a> Neuron. 88, 314-329 (2015).</li><li>Penjweini, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+monitoring+of+live+cell+proliferation+in+presence+of+PVP-Hypericin:+a+new+strategy+using+ms+pulses+of+LED+and+the+fluorescent+dye+CFSE.">Long-term monitoring of live cell proliferation in presence of PVP-Hypericin: a new strategy using ms pulses of LED and the fluorescent dye CFSE.</a> J. Microscopy. 245, 100-108 (2011).</li></ol>

Notre méthode fournit un moyen quantitatif d'analyser les comportements embryonnaires importants au cours du développement, tels que les ondes de contraction des muscles péristaltiques, y compris la périodicité des ondes, l'amplitude et le modèle, ainsi que l'effet des ondes sur le roulement et la posture des embryons. Cela peut être utile dans l'analyse de différents mutants pour étudier le rôle de gènes spécifiques dans la régulation de ces comportements et d'autres au cours du développement embryonnaire....

La contraction du muscle péristaltique est un comportement moteur rythmique similaire à la marche et la natation chez l'homme1,2,3. Les contractions musculaires embryonnaires observées chez les embryons de phase tardive de Drosophila représentent un exemple d'un tel comportement. Drosophila est un excellent organisme modèle pour étudier divers processus de développement parce que le développement embryonnaire dans Drosophila est bien caractérisé, relativement court, et facile à surveiller. L'objectif global de notre méthode est d'enregistrer soigneusement et d'analyser le modèle onduleux de contraction et de relaxation des muscles embryonnaires. Nous avons utilisé une approche simple et non invasive qui offre une visualisation détaillée, l'enregistrement et l'analyse des contractions musculaires. Cette méthode peut également être utilisée pour étudier d'autres processus in vivo, tels que le roulement embryonnaire observé chez les embryons à un stade avancé juste avant l'éclosion. Dans des études antérieures, les contractions musculaires embryonnaires ont été principalement analysées en termes de fréquence et de direction1,2. Afin d'estimer l'étendue relative des contractions au fur et à mesure qu'elles progressent le long de l'axe du corps dans la direction antérieure ou postérieure, nous avons utilisé des embryons exprimant le GFP spécifiquement dans les muscles. Cette analyse fournit un moyen plus quantitatif d'analyser les contractions musculaires et de révéler comment la posture du corps chez les embryons est maintenue pendant une série d'ondes péristétiques de contractions musculaires.
Les contractions musculaires péristaltiques sont contrôlées par des circuits de générateurs centraux (CPG) et des communications entre les neurones du système nerveux périphérique (PNS), le système nerveux central (SNC) et les muscles4,5. L'échec de produire des contractions peristaltiques normales de muscle peut mener aux défauts tels que l'échec à éclore2 et à la locomotion larvaire anormale6 et peut être indicatif des anomalies neurologiques. La formation image vivante des ondes péristaltiques de contraction musculaire et l'analyse détaillée des phénotypes de contraction peuvent aider à découvrir les mécanismes pathogènes associés aux défauts génétiques affectant les muscles et les circuits neuronaux impliqués dans la locomotion. Nous avons récemment utilisé cette approche pour étudier les mécanismes qui se traduisent par un phénotype de torsion de posture du corps de protein O-mannosyltransferase (POMT) mutants7.
Protein O-mannosylation (POM) est un type spécial de modification post-traductionnelle, où un sucre mannose est ajouté à la sérine ou des résidus de thréonine de protéines de voie sécrétrice8,9. Les défauts génétiques dans LES POM causent des dystrophies musculaires congénitales (CMD) chez l'homme10,11,12. Nous avons étudié les mécanismes causatifs de ces maladies en utilisant drosophila comme système modèle. Nous avons constaté que les embryons avec des mutations dans la protéine Drosophila O-mannosyltransferase gènes POMT1 et POMT2 (alias l'abdomen rotatif (rt) et tordu (tw)) montrent un («rotation») des segments du corps, ce qui entraîne une posture corporelle anormale7. Intéressant, ce défaut a coïncidé avec le stadedéveloppemental quand les contractions de muscle péristaltic deviennent proéminentes 7.
Puisque la posture anormale de corps dans les embryons mutants de POM se produit quand la musculature et l'épiderme sont déjà formés et les ondes péristaltiques des contractions musculaires coordonnées ont commencé, nous avons supposé que la posture anormale de corps pourrait être une conséquence du muscle anormal contractions plutôt qu'un défaut dans la morphologie musculaire ou/et épiderme7. CMDs peuvent être associés à des contractions musculaires anormales et des défauts de posture13, et donc l'analyse du phénotype de posture dans les mutants Drosophila POMT peut élucider les mécanismes pathologiques associés aux dystrophies musculaires . Afin d'étudier la relation entre le phénotype de posture de corps des mutants de POMT de Drosophila et les anomalies possibles dans les ondes péristaltiques des contractions de muscle, nous avons décidé d'analyser des contractions de muscle en détail utilisant un vivant approche d'imagerie.
Notre analyse des ondes de contraction péristétiques chez les embryons de Drosophila a révélé deux modes de contraction distincts, désignés comme ondes de type 1 et de type 2. Les ondes de type 1 sont de simples ondes qui se propagent de l'antérieur au postérieur ou vice versa. Les ondes de type 2 sont des ondes biphasiques qui s'initient à l'extrémité antérieure, se propagent à mi-chemin dans la direction postérieure, s'arrêtent momentanément, formant une contraction statique temporelle, puis, au cours de la deuxième phase, sont balayées par une contraction péristique qui se propage en avant de l'extrémité postérieure. Les embryons de type sauvage génèrent normalement une série de contractions qui se compose d'environ 75 % d'ondes de type 1 et de 25 % de type 2. En revanche, les embryons mutants POMT génèrent des ondes de type 1 et de type 2 à des fréquences relatives à peu près égales.
Notre approche peut fournir des informations détaillées pour l'analyse quantitative des contractions musculaires et du roulement des embryons7. Cette approche pourrait également être adaptée pour l'analyse d'autres comportements impliquant des contractions musculaires, telles que l'éclosion et l'exploration.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:771px;" width="771">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Digital camera</td>
			<td style="width:155px;">Hamamatsu CMOS ORCA-Flash 4.0</td>
			<td style="width:119px;">C13440-20CU</td>
			<td style="width:283px;">With different emission filters</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Forceps</td>
			<td style="width:155px;">FST Dumont</td>
			<td style="width:119px;">11254-20</td>
			<td>Tip Dimensions 0.05 mm x 0.01 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">LED</td>
			<td style="width:155px;">X-cite BDX (Excelitas)</td>
			<td style="width:119px;">XLED1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Microscope</td>
			<td style="width:155px;">Carl Ziess Examiner D1</td>
			<td style="width:119px;">491405-0005-000</td>
			<td>Epiflourescence with time lapse</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Needle</td>
			<td style="width:155px;">BD&#160;</td>
			<td align="right" style="width:119px;">305767</td>
			<td>25 G x 1-1/2 in</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Paintbrush</td>
			<td style="width:155px;">Contemporary crafts</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Any paintbrush will work</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Petri dishes</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">25384-164</td>
			<td>60 mm x 15 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:215px;">Software</td>
			<td style="width:155px;">HCImage Live</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:215px;">Thread Zap Wax pen</td>
			<td style="width:155px;">Thread Zap II (by BeadSmith)(Amazon)</td>
			<td style="width:119px;">TZ1300</td>
			<td>Burner Tool</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:215px;">Tricorner plastic beaker</td>
			<td style="width:155px;">VWR</td>
			<td>25384-152</td>
			<td>100 mL</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live imaging and analysis of muscle contractions in drosophila embryo

Les contractions musculaires coordonnées sont une forme de comportement rythmique observée tôt au cours du développement chez les embryons de Drosophila. Des circuits de rétroaction sensorielle neuronale sont nécessaires pour contrôler ce comportement. L'échec de produire le modèle rythmique des contractions peut être indicatif des anomalies neurologiques. Nous avons précédemment constaté que les défauts dans la protéine O-mannosylation, une modification post-translationnelle de protéine, affectent la morphologie d'axone des neurones sensoriels et ont comme conséquence des contractions coordonnées anormales de muscle dans des embryons. Ici, nous présentons une méthode relativement simple pour enregistrer et analyser le modèle des contractions de muscle péristaltique par l'imagerie en direct des embryons de stade tardif jusqu'au point de l'éclosion, que nous avons employé pour caractériser le phénotype de contraction de muscle de protéine O-mannosyltransferase mutants. Les données obtenues à partir de ces enregistrements peuvent être utilisées pour analyser les ondes de contraction musculaire, y compris la fréquence, la direction de la propagation et l'amplitude relative des contractions musculaires à différents segments du corps. Nous avons également examiné la posture du corps et profité d'un marqueur fluorescent exprimé spécifiquement dans les muscles pour déterminer avec précision la position de la ligne médiane de l'embryon. Une approche similaire peut également être utilisée pour étudier divers autres comportements au cours du développement, tels que le roulement et l'éclosion d'embryons.

Les contractions normales des muscles péristétiques sont montrées dans un embryon WT (sauvage,Canton-S) dans le film 1. La fréquence moyenne des ondes péristaltiques des contractions de muscle dans notre analyse était 47 contractions par heure et l'amplitude moyenne était 60% au-dessus de la ligne de base pour des embryons de WT. Le roulement d'embryon est montré pour un embryon de WT dans le film 2, avec la flèche blanche marquant la position initiale d'une trachée e...

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Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Imagerie et analyse en direct des contractions musculaires dans l'embryon de Drosophila

Ici, nous présentons une méthode pour enregistrer les contractions musculaires embryonnaires dans les embryons de Drosophila d'une manière non-invasive et axée sur les détails.

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...

Cette méthode traite de la façon d’analyser les processus de développement tels que les contractions musculaires et le roulement qui se produisent dans l’embryon de Drosophile. Certains avantages de cette technique sont qu’elle est non invasive et assez détaillée, mais qu’elle est relativement simple à réaliser. Notre méthode peut être développée davantage pour le dépistage basé sur l’analyse à haute teneur afin d’isoler et d’analyser de nouvelles mutations qui affectent les contractions musculaires embryonnaires et d’autres processus de développement.Lors de la visualisation des contractions musculaires, il est important de bien temps collections d’embryons parce que les contractions commencent seulement à un stade de développement spécifique. La démonstration visuelle étape par étape peut grandement aider à l’analyse quantitative des processus de développement. Pour l’imagerie en direct des embryons montés de Drosophila, placez les embryons sur le stade d’un microscope d’épifluorescence avec une fonction timelapse et un appareil photo numérique avec des filtres d’émission appropriés et sélectionnez une lentille objective d’immersion d’eau de 10X.Ensuite, enregistrez en direct les embryons à l’aide du logiciel d’enregistrement au microscope approprié pendant environ une à deux heures avec un taux d’acquisition de quatre images par seconde. À la fin de l’expérience, exportez la vidéo enregistrée directement dans ImageJ. Sélectionnez l’image et la culture pour dessiner une boîte autour de chaque embryon individuel pour recadrer les enregistrements vidéo à la taille de chaque embryon.Cliquez sur Image, Transformez et tournez pour faire pivoter les images recadrées pour obtenir une position verticale de la ligne médiane de l’embryon par rapport à l’écran. Pour définir les mesures de distance en micromètres, cliquez sur Analyser et définir l’échelle, puis entrez le facteur de conversion du rapport pixel/micron connu pour votre configuration de microscope. Toutes les mesures ultérieures seront ensuite signalées dans les micromètres.Pour analyser le roulement de l’embryon, marquez d’abord la position d’une ou des deux trachée d’un embryon dans la première image de la vidéo à mi-chemin entre les extrémités postérieure et antérieure et cliquez sur Analyser, outils et gestionnaire de la région d’intérêt. Dessinez environ sept micromètres par sept micromètres autour de la trachée et cliquez sur la touche T sur le clavier pour enregistrer cette position en tant que coordonnée XY. Marquez la position de la même zone de la trachée après des contractions périssaltiques d’intérêt et tracez une ligne reliant les centres de chaque boîte en cliquant sur M sur le clavier pour mesurer la distance entre la position de pré-contraction et la position post-contraction.Pour analyser les contractions musculaires embryonnaires à l’aide d’embryons exprimant des marqueurs musculaires fluorescents, utilisez l’enregistrement de la lecture fluorescente pour dessiner une région d’intérêt centrée autour des muscles fluorés d’un segment d’intérêt particulier du corps. Sélectionnez l’onglet Ajouter T dans le gestionnaire de la région d’intérêt pour enregistrer le poste de la région d’intérêt. Cliquez sur Région d’intérêt Gestionnaire et Mesure pour enregistrer l’intensité fluorescente moyenne de chaque région d’intérêt sélectionnée pour chaque image de la vidéo.Déplacez la boîte vers les centres d’autres segments du corps d’intérêt et cliquez sur Ajouter T pour enregistrer leurs positions afin d’obtenir des régions d’intérêt de taille identique dans tous les segments du corps à analyser. Dans la région du gestionnaire d’intérêt, maintenez la clé de contrôle tout en sélectionnant toutes les régions d’intérêt enregistrées sous forme de coordonnées XY. Cliquez sur Plus et Multi-Mesure pour mesurer l’intensité fluorescente moyenne de chaque région d’intérêt pour tous les cadres de la vidéo.Ceci signalera chaque mesure dans un tableau avec chaque région d’intérêt comme colonne de la table et chaque image comme ligne. Ensuite, transférez la table à un programme de feuille de calcul pour une analyse plus approfondie. Tracez un graphique avec le numéro d’image sur l’axe x et l’intensité moyenne de fluorescence sur l’axe y et convertissez le numéro d’image en temps en utilisant le taux d’image de quatre images par seconde.Les contractions musculaires augmentent l’intensité du GFP car elles apportent plus de GFP à proximité de la zone focale à mesure que plus de muscles sont attirés par ces contractions. Pour déterminer l’amplitude de contraction musculaire, estimer l’intensité gfp de base comme l’intensité moyenne des régions entre les pics. Évaluez ensuite l’augmentation de l’intensité de fluorescence du GFP par rapport à cette ligne de base.Divisez ensuite chaque région de valeur d’intensité d’intérêt par l’intensité de base pour normaliser l’intensité du PF GFP jusqu’à la ligne de base. Comparez les intensités normalisées de GFP aux segments postérieur, médial et antérieur pendant l’onde de contraction de muscle pour examiner les changements dans l’ampleur de la contraction de muscle pendant que l’onde se propage et pour déterminer la direction de l’onde. Pour comparer les contractions musculaires sur les côtés gauche et droit de l’embryon, analyser les intensités maximales pour les mêmes segments des deux côtés de l’embryon.Utilisez l’amplitude de contraction et le moment des pics pour révéler les différences, le cas échéant, et l’étendue et le moment des ondes de contraction musculaire périssaltique. Ici, des contractions musculaires périssaltiques normales dans un embryon sauvage de Drosophila sont montrées. Dans cette vidéo de roulement dans un embryon de type sauvage, notez que l’appendice dorsal ne bouge pas tandis que la trachée indique que l’embryon a roulé dans sa coquille.Dans cette analyse représentative, les pics de contraction musculaire au cours de la période de 165 à 178 secondes représentent une seule onde vers l’avant. Pour cet embryon, aucune différence dans l’amplitude et le temps des contractions musculaires n’a été mesurée sur les côtés droit et gauche de l’embryon. Une contraction périssaltique est désignée comme onde de type 1 vers l’avant si son profil a un pic qui se pose à la région postérieure d’abord suivi de pics aux régions moyennes et antérieures.Une onde de type 1 vers l’arrière est un pic qui se pose d’abord à des segments antérieurs, puis se propage vers les régions postérieures. Les ondes de type deux commencent à une extrémité de l’embryon et se dirigent vers les régions moyennes avant de revenir à leur origine sous forme d’onde de balayage redéavenie à l’extrémité opposée. Les embryons mutants de posture de corps démontrent une fréquence relative anormale du type un à la génération d’onde de type deux qui a comme conséquence une anomalie de posture de corps désignée comme phénotype de torsion ou de rotation de corps.Pour utiliser la fluorescence comme une lecture pour les paramètres de contraction musculaire, il est essentiel d’utiliser des embryons avec un journaliste dans le tissu musculaire. Cette méthode peut être utilisée pour l’enregistrement simultané des contractions musculaires de nombreux embryons et pour l’évaluation des réponses à divers stimuli, médicaments ou changements environnementaux.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

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Recherche

Biologie du développement

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