Name: direct intrabronchial administration to improve the selective agent deposition within the mouse lung
Uploaded: 2019-05-20T14:00:00
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Ces travaux ont été financés par la subvention HL125371 de l'NHLBI à E.P.S. et par la subvention W81XWH-17-1-0051 du DOD (CDMRP) à Y.Y.

Tous les protocoles sur les animaux ont été approuvés par l'University of Colorado Denver Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Toutes les procédures décrites ci-dessous (sections 4 à 7) ont été optimisées à l'aide de souris C57BL/6 mâles et femelles. Cette approche a été validée à l'aide de souris dont le poids corporel varie de 19 à 40 g.
1. Création d'une plate-forme pour l'administration de l'IB
<ol><li>Pliez le bookend de l'angle original de 90 degrés en...

<ol>
	<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of Applied Physiology. 106 (3), 984-987 (2009).</li><li>Thomas, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endotracheal+intubation+in+mice+via+direct+laryngoscopy+using+an+otoscope.">Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope.</a> Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).</li><li>Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Improved+Method+for+Rapid+Intubation+of+the+Trachea+in+Mice.">An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (108), 53771 (2016).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique.">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50172 (2013).</li><li>Halbower, A. C., Mason, R. J., Abman, S. H., Tuder, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+infiltration+improves+morphology+of+cryostat+sections+of+lung.">Agarose infiltration improves morphology of cryostat sections of lung.</a> Laboratory Investigation. 71 (1), 149-153 (1994).</li><li>Thrall, R. S., McCormick, J. R., Jack, R. M., McReynolds, R. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bleomycin-induced+pulmonary+fibrosis+in+the+rat:+inhibition+by+indomethacin.">Bleomycin-induced pulmonary fibrosis in the rat: inhibition by indomethacin.</a> American Journal of Pathology. 95 (1), 117-130 (1979).</li><li>Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+acute+lung+injury.">Animal models of acute lung injury.</a> American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), L379-L399 (2008).</li><li>Del Sorbo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratracheal+Administration+of+Small+Interfering+RNA+Targeting+Fas+Reduces+Lung+Ischemia-Reperfusion+Injury.">Intratracheal Administration of Small Interfering RNA Targeting Fas Reduces Lung Ischemia-Reperfusion Injury.</a> Criticial Care Medicine. 44 (8), e604-e613 (2016).</li><li>McLemore, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+intrapulmonary+model+for+orthotopic+propagation+of+human+lung+cancers+in+athymic+nude+mice.">Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice.</a> Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).</li><li>Vertrees, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+human+to+murine+orthotopic+xenotransplanted+lung+cancer+model.">Development of a human to murine orthotopic xenotransplanted lung cancer model.</a> Journal of Investigative Surgery. 13 (6), 349-358 (2000).</li></ol>

Les lésions pulmonaires ont été modélisées classiquement chez les rongeurs en utilisant l'administration informatique d'agents nuisibles tels que BLM6. Une telle administration informatique, cependant, ne conduit qu'à des blessures inégales, reflétant la nature non ciblée de la livraison des poumons avec cette approche7. Ces limitations de la modélisation des lésions pulmonaires sont des défis instructifs rencontrés lors de la tentative de la livraison informat...

L'administration pulmonaire directe d'agents expérimentaux chez la souris permet l'étude des réponses immunitaires pulmonaires, des lésions pulmonaires aigues et de la fibrose pulmonaire. L'administration pulmonaire directe est généralement effectuée par instillation intratrachéale (IT), comme décrit précédemment1,2,3. Cependant, cette approche n'est pas sélective, affectant les deux poumons d'une manière non ciblée et souvent asymétrique.  La modélisation expérimentale des lésions pulmonaires peut bénéficier de la capacité de cibler sélectivement un poumon spécifique, permettant l'utilisation du poumon contralatéral comme un contrôle. Inversement, la modélisation précise des maladies pulmonaires diffuses humaines bénéficie de la distribution symétrique d'agents expérimentaux au parenchyme pulmonaire bilatéral.
L'objectif global de ce rapport est de décrire une méthode d'administration sélective d'agents expérimentaux au poumon gauche ou droit d'une souris (figure 1). Cette approche d'administration intrabronchique (IB) permet le traitement unilatéral d'un poumon de souris et peut être facilement adaptée pour assurer la livraison égale d'un agent aux bronches bilatérales de mainstem. En utilisant l'administration de l'IB pour fournir de plus grandes doses d'agents expérimentaux au poumon droit plus grand et de plus petits volumes au poumon gauche plus petit (c.-à-d., l'administration de l'IB dose-ajustée), démontrée dans ce rapport est une amélioration de l'homogénéité du poumon pulmonaire l'administration d'agents expérimentaux, optimisant le modèle de lésions pulmonaires diffuses chez la souris. En tant que tel, ce rapport peut avoir de la valeur pour les chercheurs qui cherchent soit à administrer unilatéralement des agents expérimentaux aux souris ou d'améliorer la symétrie des dépôts de médicaments dans les deux poumons.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:739px;" width="739">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">22 G shielded IV Catheter</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:140px;">381423</td>
			<td style="width:180px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Bleomycin</td>
			<td style="width:139px;">Enzo life sciences</td>
			<td style="width:140px;">BML-AP302-0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">Compact Mini rodent anesthesia machine&#160;</td>
			<td style="width:139px;">DRE Veterinary</td>
			<td style="width:140px;">9280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Evans blue dye</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:140px;">E2129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">FITC-dextran</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:140px;">FD150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:139px;">Piramal Critical Care</td>
			<td style="width:140px;">NDC&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:280px;">LED-30W Fiber Optic Dual Gooseneck Lights Microscope Illuminator</td>
			<td style="width:139px;">AmScope</td>
			<td style="width:140px;">LED-30W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Low temperature cautery with fine tip&#160;</td>
			<td style="width:139px;">Bovie</td>
			<td style="width:140px;">AA02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Precisionglide needle, 18G x 1&#34;</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:140px;">305195</td>
			<td>Beveled tip, 12 mm in length&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Xylazine</td>
			<td style="width:139px;">AKORN</td>
			<td style="width:140px;">NDC 59399-110-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:280px;">Zatamine</td>
			<td>VetOne</td>
			<td style="width:140px;">NDC 13985-702-10&#160;</td>
			<td>Ketamine</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct intrabronchial administration to improve the selective agent deposition within the mouse lung

L'administration intratrachéale (IT) des agents expérimentaux est une technique essentielle dans les modèles murins des maladies pulmonaires diffuses, telles que la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine.  Cependant, la distribution des agents intratracheally-administrés au poumon distal de souris est souvent asymétrique, avec des concentrations parenchymales de poumon augmentées dans le poumon gauche plus petit (mais également accessible) de la souris.  Décrit dans ce rapport est une nouvelle approche intrabronchique (IB) pour canuiller les poumons gauches et/ou droits des souris vivantes non-opératoirement.  Il est également démontré comment cette approche peut être utilisée pour administrer sélectivement des agents à un poumon ou adaptée (par l'intermédiaire de l'administration de l'IB corrigée des doses) afin d'améliorer la symétrie gauche-droite des agents expérimentaux, améliorant ainsi les modèles de maladie pulmonaire telle que la fibrose pulmonaire induite par la bléomycine.

L'intubation sélective de l'IB cible des lobes spécifiques (poumon droit) ou des segments basilaires (poumon gauche).
L'administration de l'IB de l'EBD au poumon droit a été exécutée comme décrit dans la section 5.1. Après l'achèvement de l'expérience, des souris ont été administrées une dose mortelle de kétamine intrapéritonéale/xylazine, et des poumons ont été moisis pour la démonstration de...

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Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

L'administration intratrachéale (IT) des agents expérimentaux chez les souris a souvent comme conséquence la livraison asymétrique aux poumons distal.  Dans ce rapport, nous décrivons une approche intrabronchique directe (IB) pour cannuler chaque poumon dans les souris vivantes non-opératoirement.  Cette approche peut être utilisée pour administrer sélectivement des agents à un poumon ou peut être adaptée pour améliorer l'administration d'agents symétriques aux deux poumons.

Administration intrabronchique directe pour améliorer le dépôt sélectif d'agent dans le poumon de souris

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Pour modéliser les maladies pulmonaires chez la souris, des agents expérimentaux sont souvent administrés par injection intratrachéale. Cette approche, cependant, ne peut pas cibler sélectivement un poumon, et la distribution peut être asymétrique entre les poumons. En cannulant un poumon individuel chez une souris anesthésiée, nous pouvons administrer unilatéralement des agents expérimentaux.Avec la modification, cette approche peut être employée bilatéralement, améliorant la symétrie des dépôts entre les deux poumons. La préparation de cathéter comprenant le polissage, la légère angulation, et l’étiquetage est l’élément clé pour le succès. Bien sûr, la pratique de cette technique est également nécessaire.Sumei Liao, assistant de recherche professionnel de mon laboratoire, démontrera la procédure. Après avoir confirmé un manque de réponse au pincement des orteils, suspendre une souris anesthésiée, de huit à dix semaines, C57-Black/6 des incisives sur une ligne de suture drapée dans une orientation supine. Fixez lâchement la souris avec deux à trois morceaux de crochet, et bouclez le ruban adhésif, en évitant la restriction de ventilation, et allumez un illuminateur à fibres optiques à diode électroluminescente.Placez l’opérateur derrière la plate-forme, dorsale à la souris. Orientez le goulot d’oie de l’illuminateur à deux ou trois centimètres de la souris afin qu’il allume la zone larynx à travers la peau. À l’aide de forceps stériles dans la main dominante, tirez la langue hors de la cavité buccale.Utilisez la main non dominante et le dépresseur stérile pour aplatir la racine de la langue pour exposer largement l’oropharynx. Après avoir libéré les forceps, utilisez la main dominante pour intuber le cathéter étendu dans la trachée par la cavité buccale. Confirmez le placement en observant si la bulle dans la seringue se déplace de haut en bas à chaque respiration.Pour la cannulation lobar sélective du poumon droit distal, après intubation intratrachéale, faites pivoter la planche en plastique à 30 degrés et guidez le moyeu du cathéter en parallèle à la ligne médiane de la souris jusqu’à la profondeur appropriée basée sur le poids, comme indiqué dans le tableau. À l’aide d’une pointe de chargement de gel, livrer 20 microlitres de colorant bleu Evans de 0,3 % dans le cathéter, suivis d’un à deux aliquots de 100 microlitres d’air par goutteuse de verre. Retirez ensuite le cathéter et maintenez la souris en position pendant 30 secondes avant de placer l’animal sur une couverture chauffante, avec surveillance jusqu’à sa récupération complète.Pour la cannulation lobar sélective du poumon gauche distal, après intubation intratracheal, faites pivoter la planche en plastique moins 74 degrés, et avancez doucement le cathéter dans le bronchus gauche de tronc principal tout en plaçant la pression modeste 90 degrés vers le bas et vers le bookend. Après avoir cannulé les segments inférieurs gauches de poumon, tournez la planche en plastique moins 30 degrés, et livrez 40 microlitres de colorant bleu d’Evans de 0,3%avec une pointe de gel-chargement. Ensuite, livrer un à deux aliquots de 100 à 300 microlitres d’air par l’intermédiaire d’un goutte-à-goutte en verre, et retirer le cathéter pour permettre à la souris de récupérer, comme démontré.Pour l’administration pulmonaire entière droite, après intubation intratracheal, faites pivoter le conseil en plastique 30 degrés, et guidez le cathéter en parallèle à la ligne médiane de souris, atteignant aux profondeurs nécessaires pour la cannulation lobar détale droite. Confirmez l’apparence du signe tachypnée et faites pivoter la souris à moins 74 degrés pour permettre l’assistance par gravité pour la livraison de l’agent. Retirez le cathéter à une position qui correspond au décollage de la bronche du tronc principal droit et assurez-vous que le biseau du cathéter fait face vers le bas.Livrer 30 microlitres de 0,3%Evans colorant bleu au poumon droit, suivie d’un à deux aliquots de 100 à 300 microlitres d’air. Ensuite, retirez le cathéter et laissez la souris récupérer. Pour l’administration pulmonaire entière gauche, après cannulation intratracheal, faites pivoter la planche en plastique moins 74 degrés, et avancez doucement le cathéter dans la bronche gauche de tronc principal tout en plaçant la pression modeste à la fois 90 degrés vers le bas et vers le serre-livres.Confirmez le signe no tachypnea et faites pivoter la souris à 86 degrés pour permettre une assistance par gravité avec l’administration de l’agent. Retirer le cathéter vers la bronche du tronc principal gauche et faire pivoter le biseau du cathéter pour faire face vers le bas. Livrer 30 microlitres de colorant bleu Evans à 0,3 %, avec une pointe de chargement de gel vers le poumon gauche, suivi d’un à deux aliquots d’air de 100 à 300 microlitres.Puis, retirez le cathéter, pour permettre à la souris de récupérer, comme démontré. La livraison bilatérale de FITC-dextran par administration intratracheal et symétrique intrabronchial mène à la fluorescence parenchymale asymétrique de FITC de poumon avec de plus grandes concentrations relatives notées dans le poumon gauche. Ceci suggère que la livraison asymétrique de poumon des agents expérimentaux après administration intratracheal n’est pas une conséquence de la présentation asymétrique de ces agents à chaque bronche de tronc principal mais que la livraison égale de tronc principal soit diluée par des différences dans le poids et la masse de poumon.L’administration intrabronchique dose-ajustée améliore la symétrie de la livraison d’agent parenchymal de poumon. En dépit de cette correction, cependant, l’hétérogénéité persistante est toujours observée dans les différents lobes du poumon droit. 21 jours après des dommages fibrotic fibrotic intratracheal bleomycin-induits de poumon, l’inflammation est observée principalement dans le poumon gauche, avec moins de dommages notables dans le poumon droit.Inversement, l’administration intrabronchiale de bleomycine dose-ajustée a comme conséquence une blessure légèrement diminuée au poumon gauche et une blessure accrue au poumon droit, avec la plus grande blessure évidente dans les lobes moyens et supérieurs. Pendant toute l’administration pulmonaire, n’oubliez pas de retirer le cathéter et de tendre le biseau du cathéter face vers le bas.

Research

JoVE Journal

Medicine

High-frequency High-resolution Echocardiography: First Evidence on Non-invasive Repeated Measure of Myocardial Strain, Contractility, and Mitral Regurgitation in the Ischemia-reperfused Murine Heart

Haute-fréquence de haute résolution échocardiographie: première preuve de non-invasive mesure répétée de la souche du myocarde, la contractilité, et la régurgitation mitrale au coeur d&#39;ischémie-reperfusion murin

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L&#39;échographie diagnostique de souris membrane Fonction

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