Name: modified heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap model in the rat for translational vascularized composite allotransplantation research
Uploaded: 2019-04-26T14:00:00
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Ce travail a été appuyé par le Bureau du sous-secrétaire à la défense pour les affaires de santé par l’entremise du programme de recherche médicale dirigé par le Congrès au titre du prix no. W81XWH-13-2-0057. Les opinions, les interprétations, les conclusions et les recommandations sont celles des auteurs et ne sont pas nécessairement approuvées par le ministère de la défense.

Toutes les chirurgies animales ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels de l’Université de Louisville (protocole 18198 approuvé par l’IACUC) et le guide des instituts nationaux de santé (NIH) pour le soin et l’utilisation des Animaux de laboratoire10. Mâle brun-Norvège de quatre mois (RT1. An) et le mâle de 4 mois Lewis (RT1. Al) les rats ont été utilisés comme ...

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	<li>Gilbert Fernandez, J. J., Febres-Cordero, R. G., Simpson, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Untold+Story+of+the+First+Hand+Transplant:+Dedicated+to+the+Memory+of+one+of+the+Great+Minds+of+the+Ecuadorian+Medical+Community+and+the+World.">The Untold Story of the First Hand Transplant: Dedicated to the Memory of one of the Great Minds of the Ecuadorian Medical Community and the World.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. , (2018).</li><li>Dubernard, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+hand+allograft:+report+on+first+6+months.">Human hand allograft: report on first 6 months.</a> Lancet. 353 (9161), 1315-1320 (1999).</li><li>Jones, J. W., Gruber, S. A., Barker, J. H., Breidenbach, W. 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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat.">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li><li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats:+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation.">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li></ol>

Dans l’élaboration de ce modèle d’EVC, plusieurs questions clés ont été examinées. Premièrement, il était important d’inclure l’OS intact (tibia et péroné), la moelle osseuse et la peau dans la greffe. Bien que les greffes cliniques de mains de donneurs adultes ne transfèrent pas de quantités significatives de moelle hématopoïétique active, les études du rôle de la niche de la moelle osseuse sont mieux reflétées à l’aide d’un OS intact, vascularisé plutôt que d’un os long coupé, ce qu...

La chirurgie reconstructive pour la perte de tissu catastrophique causée par l’amputation, les blessures par explosion, les tumeurs malignes et les malformations congénitales est limitée par la disponibilité des tissus du patient et la morbidité additionnelle provoquée sur le site du donneur. Dans certains cas, comme les victimes de brûlures ou les amputés quadrilatéraux, les tissus viables pour la reconstruction ne sont pas disponibles chez le patient. En 1964, la première transplantation de main moderne a été réalisée en Équateur. Bien qu’il s’agissait d’un succès technique, l’immunosuppression disponible à l’époque était insuffisante pour prévenir le rejet, et la greffe a été perdue en moins de 3 semaines1. En 1998 et 1999, les transplantations de première main à l’ère moderne de l’immunosuppression ont été réalisées à Lyon, France2 et Louisville, Kentucky, USA3. Pour la première fois, les chirurgiens reconstructifs pourraient remplacer comme avec. La transplantation faciale a été réalisée pour la première fois en 20054, et un certain nombre d’autres greffes VCA sont maintenant régulièrement exécutées, comme la paroi abdominale5, l’utérus et les transplantations urogénitales6.
Contrairement à la transplantation d’organes solides, la plupart des techniques de VCA impliquent la présence de la peau de donneur hautement antigénique. L’expérience clinique a déterminé que le rejet aigu de la peau est relativement facile à contrôler, mais peut contribuer au rejet chronique des tissus et des vaisseaux sous-jacents, qui ne répondent pas bien au traitement7. Le dysfonctionnement vasculaire associé à une réponse alloimmune est un obstacle plus inquiétant pour le domaine de la VCA7. Les macrovasculopathies entraînent des déficits de perfusion, une guérison retardée et des conditions proinflammatoires. La vasculopathie et l’hyperplasie intimique focale du grand vaisseau sont présentes dans les receveurs de greffe de main7. En outre, les microvasculopathies peuvent également contribuer aux complications de l’VCA et peut même conduire à des événements de rejet. Bien que les facteurs immunologiques et non-immuns jouent probablement un rôle dans la vasculopathie des receveurs de greffe de la main, les mécanismes spécifiques favorisant la dysfonction distale des vaisseaux dans le VCA ne sont pas connus, en particulier dans le contexte du rejet chronique de bas grade. Ces questions sans réponse nécessitent le développement d’un modèle animal VCA qui permettra l’évaluation en série de la greffe pendant le cours clinique de rejet/d’entretien VCA et de vasculopathie. Un tel modèle offrira un aperçu du rejet et de la vasculopathie face à l’immunosuppression, au défi infectieux et/ou à d’autres lésions traumatiques postopératoires8,9.
Présenté ici est un modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique de l’VCA de rat allogénique. Sur la base des modèles VCA déjà publiés, cette procédure est techniquement facile à réaliser, reproductible dans un grand nombre, et présente une morbidité et une gêne minimes pour l’animal récepteur. Ce modèle a été conçu pour permettre des évaluations cliniques et histopathologiques de l’acceptation VCA par rapport au rejet, et offre la possibilité d’évaluer les mécanismes immunitaires et non-immuns sous-jacents impliqués dans le rejet.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:697px;" width="698">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Acepromazine</td>
			<td style="width:143px;">Henry Schein</td>
			<td style="width:119px;">5700850</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adventitia Scissors</td>
			<td>ASSI&#160;</td>
			<td>SAS15R8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Approximator Clamp (Double)</td>
			<td>ASSI</td>
			<td>ABB2V, ABB22V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Approximator Clamp (single)</td>
			<td>FST</td>
			<td>00398-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamp Applying Forceps</td>
			<td>ASSI&#160;</td>
			<td>CAF4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting Scissors</td>
			<td>ASSI</td>
			<td>SDS18R8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Flushing blunt needle 27G</td>
			<td>SAI</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heparin Sodium</td>
			<td>Sagent</td>
			<td>25021-400-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isoflurane</td>
			<td>Patterson Veterinary</td>
			<td>14043-704-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Jewelers Bipolar</td>
			<td>ASSI</td>
			<td>103000BPS03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Jewelers forceps #3</td>
			<td>FST</td>
			<td>11231-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine HCl 100 mg/ml</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>043-304</td>
			<td>DEA License required</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lactated Ringer Solution</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>0409-7953-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lactated Ringer Solution + 5% Dextrose</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>0409-7953-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Meloxicam</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>11695-6925-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro forceps</td>
			<td>ASSI&#160;</td>
			<td>JFAL3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micro needle holder</td>
			<td>ASSI</td>
			<td>B138</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prograf (Tacrolimus) 5 mg/ml</td>
			<td>Astellas</td>
			<td>0469-3016-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Suture, 10-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W2790</td>
			<td>or 10-0 Ethilon (2830)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Suture, 4-0 Coated Vicryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J714D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vessel Dilator Forceps</td>
			<td>ASSI</td>
			<td>D5AZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazine</td>
			<td>VetOne</td>
			<td>13985-612-50</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

modified heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap model in the rat for translational vascularized composite allotransplantation research

L’allotransplantation composite vascularisée (VCA) est un domaine relativement nouveau dans la chirurgie reconstructive. Les réalisations cliniques dans le VCA humain comprennent les greffes de la main et du visage et, plus récemment, la paroi abdominale, l’utérus et les greffes urogénitales. Les résultats fonctionnels ont dépassé les attentes initiales, et la plupart des bénéficiaires bénéficient d’une meilleure qualité de vie. Cependant, comme l’expérience clinique s’accumule, le rejet chronique et les complications de l’immunosuppression doivent être abordées. Dans de nombreux cas où les greffés ont échoué, la pathologie causal a été la vasculopathie ischémique. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">Les mécanismes biologiques du rejet aigu et chronique associés à l’evt, en particulier la vasculopathie ischémique, sont des domaines importants de la recherche. Cependant, en raison du très petit nombre de patients VCA, l’évaluation des mécanismes proposés est mieux abordée dans un modèle expérimental. Plusieurs groupes ont utilisé des modèles animaux pour répondre à certaines des questions non résolues pertinentes dans le rejet VCA et la vasculopathie. Plusieurs conceptions de modèles impliquant une variété d’espèces sont décrites dans la littérature. Nous présentons ici un modèle reproductible du volet ostéomyocutané du membre postérieur de VCA hétérootopique dans le rat qui peut être utilisé pour la recherche translationnelle de VCA. Ce modèle permet l’évaluation en série de la greffe, y compris les biopsies et les différentes modalités d’imagerie, tout en conservant un faible niveau de morbidité.

Le modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique du rat VCA permet une survie à long terme de l’allogreffe sous immunosuppression. Le modèle est fiable, reproductible et simple à réaliser. Le rabat est bien caché dans la zone de l’aine et constitue une morbidité et un inconfort minimes pour l’animal. La présentation cutanée est une manifestation clinique de la survie et du rejet de l’allogreffe (figure 1). La conception des volets permet une surveil...

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Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

L’allogreffe composite vascularisée offre des bienfaits qui altèrent la vie aux receveurs de greffe, mais les causes biologiques du rejet du greffon et de la vasculopathie demeurent mal comprises. Le modèle chirurgical des rongeurs présenté ici offre un modèle de transplantation reproductible, cliniquement pertinent, permettant aux chercheurs d’évaluer les événements de rejet et les stratégies thérapeutiques potentielles pour prévenir leur apparition.

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Le petit nombre d’allotransplants composites vascularisés exécutés médicalement nécessite un modèle animal fiable et reproductible afin d’étudier les causes sous-jacentes du rejet de greffe. Les tissus cliniquement pertinents tels que la peau, le muscle et l’os sont tous présents dans le modèle. En outre, la nature non fonctionnelle de notre modèle permettent une chirurgie plus rapide, moins de temps ischémique pour le rabat, et une morbidité plus faible par rapport aux modèles orthotopiques de VCA.Chez les receveurs de greffes à la main, la vasculopathie des vaisseaux donneurs peut entraîner une fermeture complète des vaisseaux et des dommages ischémiques à la main greffée. Ce modèle est un outil pour étudier le développement de ces événements vasculopathiques. Avant de tenter ce modèle chirurgical, le chirurgien primaire devrait être familier avec et compétent dans les techniques chirurgicales macrovasculaires.C’est une procédure compliquée et longue. La démonstration visuelle aidera d’autres laboratoires à se préparer en conséquence et à comprendre les étapes de la chirurgie. Pour commencer, récoltez d’abord le membre postérieur d’un rat donneur en faisant une incision cutanée dans la concavité de l’aine, exposant les vaisseaux fémoraux.Faire une incision ventrale de la peau, qui aidera à la dissection du pédule. Après la désarticulation du genou et de la cheville, faire des coupures cutanées dorsales, transecter le pédicule pour libérer la greffe, et transporter la greffe immédiatement à la table chirurgicale du receveur, où le site chirurgical de l’animal receveur est préparé à l’avance pour minimiser le temps ischémique de la greffe. Sur l’animal receveur, exposer et disséquer les vaisseaux fémoraux comme avant, puis anastomoser la greffe, veine de bout en côté, artère de bout en bout.Incruster la greffe dans la poche inguinale et l’orienter à l’envers. Enfin, suture de la peau. Pour commencer la procédure, raser un rat donneur anesthésié, puis utiliser de la crème depilatory.Injecter 30 unités d’héparine sous-cutanée dans la zone de scruff. Placez l’animal supine sur un coussin chauffant et produisez un champ chirurgical stérile en prédant, en frottant et en drapant la zone chirurgicale, y compris l’aspect dorsal de la jambe. Utilisez la lame de scalpel numéro 15 pour faire une incision cutanée de 3 centimètres dans la concavité de l’aine du rat donneur.Utilisez des ciseaux Iris pour refléter latéralement la garniture de graisse inguinale. À l’aide d’une dissection contondant à l’aide d’un coton-tige, exposer les vaisseaux fémoraux communs, puis placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux. Sous un microscope dissecting avec jusqu’à 40X grossissement, utilisez des micro-ciseaux, numéro trois forceps bijoutier droit, et le numéro cinq forceps à angle de 45 degrés pour disséquer le pédule proximalement de l’émergence des vaisseaux fémoraux communs sous le ligament inguinal, et distally à la confluence des vaisseaux popliteal dans la greffe.À l’aide de micro-clips et de bijoux bipolaires forceps, ligate et diviser les grandes branches artérielles et veineux pour mobiliser les principaux vaisseaux fémoraux. Utilisez de fines forceps bipolaires pour cautériser les petites branches. Utilisez des ciseaux Iris pour faire une incision cutanée à partir du centre de la peau précédente coupée le long du côté ventral de l’arrière-plan à la cheville.Coupez le muscle gracilis et les autres muscles adducteurs en dessous d’une manière verticale pour exposer et ligate les vaisseaux géniculaires proximaux médiaux, les petits vaisseaux à branches profondes et le nerf sciatique. À ce stade, sur une table chirurgicale séparée, l’autre chirurgien devrait intuber et anesthésier l’animal destinataire pour préparer le site chirurgical de destinataire à temps pour le placement de greffe, et pour réduire au minimum le temps ischémique de la greffe. Faire des incisions cutanées circonférentielles au niveau du genou et de la cheville, désarticuler le genou et la cheville, et enlever les muscles et les tissus étrangers.Faire une incision verticale de la peau sur le côté dorsal de l’arrière-bord pour libérer la greffe, composée de péroné et tibia, et maintenant connecté uniquement par le pédule. Placez les petites pinces le plus près possible de l’artère et de la veine fémorales et coupez le pédule le plus près possible du ligament inguinal. Utilisez une canule émoussée à chasse d’eau de calibre 27 pour injecter de la solution saline héparinisée dans l’artère fémorale pour rincer la greffe de sang.Enveloppez la greffe isolée dans de la gaze chaude trempée saline et transportez-la immédiatement à la table avec l’animal receveur, le site chirurgical ayant déjà été préparé pour l’anastomose vasculaire. Intuber le rat receveur, et anesthésier profondément avec 2,5 à 3% d’isoflurane vaporisé, équilibré avec un litre par minute d’oxygène. Placez l’animal supine sur un coussin chauffant, frottez et drapez le site chirurgical.Pendant que le premier chirurgien travaille à libérer la greffe de l’animal donneur, utilisez la lame du scalpel numéro 15 pour faire une incision cutanée de trois centimètres dans la concavité de l’aine du rat receveur anesthésié. Utilisez des ciseaux Iris pour refléter latéralement la garniture de graisse inguinale. Après avoir exposé les vaisseaux fémoraux communs de la même manière qu’avec l’animal donneur, placez un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.Puis ligate et diviser les branches murphy. À l’aide de sutures interrompues en nylon 10-0, les vaisseaux donneurs d’anastomose. Aux vaisseaux destinataires par la technique veineuse de bout en côté.Ensuite, effectuez l’anastomose artérielle par la technique de bout en bout. Après avoir progressivement libéré les pinces, surveiller les sites anastomotic pour le saignement et ajouter des sutures supplémentaires si nécessaire. Afin d’assurer une reperfusion efficace de greffe, évaluez visuellement l’anastomosis vasculaire.Puis incruster la greffe dans la poche inguinale, et l’orienter à l’envers, avec l’articulation de la cheville supérieure, et l’articulation du genou inférieur. Utilisez des sutures de tucking pour fixer la greffe aux muscles adjacents. Enfin, fermez la peau par des sutures horizontales interrompues absorbables par la peau de matelas 4-0, et continuez avec des soins postopératoires tels que décrits dans le manuscrit.Le modèle hétérotopique d’aileron ostéomyocutaneous d’arrière-point de rat VCA permet la survie à long terme d’allograft sous l’immunosuppression. Le rabat est bien caché dans la région de l’aine, et constitue une morbidité minimale et un inconfort pour l’animal. Quand le traitement d’immunosuppression a été arrêté, la greffe a été rejetée.Les images de Doppler de l’allograft montrent un décalage de profusion minimale de sang immédiatement post-VCA, à la revascularisation complète du aileron le jour 64. La biopsie de peau d’une allogreffe syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale des composants de peau, alors qu’il y a a atrophie et infiltration mononucléaire de cellules dans une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 75 traité quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur. La biopsie musculaire d’une allogreffe syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale, tandis que l’atrophie de muscle et l’infiltration mononucléaire de cellules sont apparentes dans une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 98, traitée quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur.La biopsie fémorale d’artère d’un allograft syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale de l’artère, en contraste à l’artère fémorale d’une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 98, traitée quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur. Ce modèle fournit un outil pour tester les effets du rejet aigu, du rejet chronique, et des facteurs environnementaux tels que l’infection et les insultes chirurgicales sur le développement de la vasculopathie. Des médicaments immunosuppresseurs sont nécessaires pour la survie à long terme de la greffe.Ces médicaments sont dangereuses sur le plan chimique et doivent être manipulés avec prudence et avec l’équipement de protection du personnel approprié.

Research

JoVE Journal

Medicine

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Recherche

Médecine

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