Name: electroretinogram recording in larval zebrafish using a novel cone-shaped sponge-tip electrode
Uploaded: 2019-03-27T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode at JoVE.com

Finanzierung für dieses Projekt wurde durch einen Zuschuss aus dem Melbourne Neuroscience Institute (PTG, PRJ & BVB) zur Verfügung gestellt.

Alle Elektroretinogramm (ERG) Verfahren gemäß den Bestimmungen der australischen National Health and Medical Research Council Code of Practice für die Pflege und Verwendung von Tieren durchgeführt wurden und institutionellen Tierethik zu vom Ausschuss angenommen wurden die Universität von Melbourne.
1. Puffer Vorbereitung
<ol><li>Bereiten Sie die 10 x Goldfisch Ringer Puffer (1,25 M NaCl, 26 mM KCl, 10 mM MgCl2, 25 mm CaCl2100 mM Glukose, 100 mM HEPES) mit Umkehros...

<ol>
	<li>Roper, C., Tanguay, R. L., Slikker, W., Paule, M. G., Wang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Handbook of Developmental Neurotoxicology (Second Edition). , 143-151 (2018).</li><li>Nguyen, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Recording+of+Electroretinography+and+Visual+Evoked+Potentials+in+Anesthetized+Rats.">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a> Journal of visualized experiments: JoVE. , e54158 (2016).</li><li>Chrispell, J. D., Rebrik, T. I., Weiss, E. 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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rod+contributions+to+the+electroretinogram+of+the+dark-adapted+developing+zebrafish.">Rod contributions to the electroretinogram of the dark-adapted developing zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 222 (4), 564-570 (2001).</li><li>Cameron, M. A., Barnard, A. R., Lucas, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroretinogram+as+a+method+for+studying+circadian+rhythms+in+the+mammalian+retina.">The electroretinogram as a method for studying circadian rhythms in the mammalian retina.</a> Journal of genetics. 87 (5), 459-466 (2008).</li><li>Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. 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Funktionale anzeigen wie die ERG haben in die Suite von Tools zur Untersuchung Larven Zebrafisch8,9,12,14immer wichtiger geworden. Aufgrund der geringen Größe des larvalen Zebrafisch Auges haben Glas Mikropipetten angepasst, als Aufnahme Elektroden in den veröffentlichten Protokollen3,4,5,</sup...

Der Zebrabärbling (Danio Rerio) ist eine verbreitete genetische vertebrate Modell, einschließlich Studien der visuellen Neurowissenschaften geworden. Die zunehmende Beliebtheit dieser Spezies kann Vorteile einschließlich einfache Genmanipulation, hoch konservierte vertebrate visuelle System (Neuron Typen, anatomischen Morphologie und Organisation sowie zugrunde liegende Genetik), hohe Fruchtbarkeit zugeschrieben werden und geringere Kosten für die Tierhaltung im Vergleich zu Säugetieren Modelle1. Die nicht-invasive Elektroretinogramm (ERG) ist seit langem verwendet klinisch menschlichen visuellen Funktion zu beurteilen und in der Laborumgebung zu quantifizieren, Vision in einer Reihe von großen und kleinen Arten, darunter Nagetiere und Larven Zebrafisch2,3 , 4 , 5. der am häufigsten untersuchten ERG Komponenten sind die a-Welle und b-Welle, mit Ursprung aus dem lichtempfindlichen Photorezeptoren und bipolar Interneuronen, beziehungsweise. Im Larvenstadium Zebrafisch unterschiedliche Schichten in der Netzhaut werden durch 3 Tage nach Befruchtung (Dpf) festgelegt und die Morphologie des Kegels Photorezeptor terminal Synapsen Reife vor 4 Dpf6,7. Damit ist äußere retinale Funktion des larvalen Zebrafisch festgelegt vor 4 Dpf, was bedeutet, dass die ERG von diesem frühen Alter ab messbar ist. Wegen der kurzen experimentellen Zyklus und Hochdurchsatz-Eigenschaften des Modells ist die ERG an Larven Zebrafisch für funktionelle Beurteilung der Krankheitsmodelle, angewendet worden Analyse Vision und Retinal Farbentwicklung, Studium der visuellen zirkadianen Rhythmen und8,9,10,11,12Drogen testen.
Aktuelle Ansätze für Larven Zebrafisch ERG hat jedoch einige Schwierigkeiten, die es erschweren können, anzunehmen. Veröffentlichten Larven Zebrafisch ERG Protokolle verwenden häufig ein Glas Mikropipette mit leitfähigen Flüssigkeit gefüllt, wie die Aufnahme Elektrode3,4,5,13, wonach eine hochwertige Mikropipette Tipp3. Spezielle Ausrüstung, wie z. B. einer Mikropipette Puller und in einigen Fällen ein Microforge, sind für ihre Herstellung benötigt. Dies kann eine Herausforderung für Labore mit begrenzten Ressourcen und führt zu Mehrkosten, auch bei der Anpassung zur Verfügung kleine Tier ERG Systeme zur Messung von Larven Zebrafisch Sehfunktion. Auch wenn geglättet, kann die scharfe Mikropipette Spitze Larven Augenoberfläche beschädigen. Darüber hinaus sind kommerzielle Mikropipette Halterungen für Elektrophysiologie mit einer festen Silberdraht gebaut. Diese festen Drähten werden sich wiederholende Nachgebrauch, erfordert den Kauf von neuen Inhaber führt zu erhöhten Instandhaltungskosten passiviert.
Hier beschreiben wir eine ERG-Methode mit einer kegelförmigen Schwamm-Spitze Aufzeichnung Elektrode, das ist besonders nützlich für die Anpassung der etablierten kleinen Tier ERG Setups für Larven Zebrafisch ERG Messungen. Die Elektrode ist leicht gemacht mit gemeinsamen Polyvinylacetat (PVA) Schwamm und feinem Silberdraht ohne spezielle Ausrüstung. Unsere Daten zeigen, dass diese neuartige Elektrode empfindlich und zuverlässig genug, um die funktionelle Entwicklung des retinalen neuronale Schaltkreise im Larvenstadium Zebrafisch zwischen 4 und 7 Dpf zu demonstrieren. Diese wirtschaftliche und praktische Schwamm-Tip Elektrode kann Forscher zur Gründung neuer ERG Systeme oder ändern von bestehenden kleinen Tier-Systeme für Zebrafisch Studien sinnvoll sein.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.22 &#181;m filter</td>
			<td>Millex GP</td>
			<td>SLGP033RS</td>
			<td>Filters the 10&#215; goldfish ringer&#39;s buffer for sterilizatio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-mL syringe</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>DVR-5175</td>
			<td>With a 30G &#215; &#189;&#34; needle to add drops of saline to the electrode sponge tip to prevent drying and increased noisein the ERG signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G &#215; &#189;&#34; needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>NN*3013R</td>
			<td>For adding saline toteh sopnge tip electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioamplifier</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML135</td>
			<td>For amplifying ERG signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach solution&#160;</td>
			<td>King White</td>
			<td>9333441000973</td>
			<td>For an alternative method of sliver electrode chlorination. Active ingredient: 42 g/L sodium hypochlorite.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circulation water bath</td>
			<td>Lauda-Ko&#776;nigshoffen</td>
			<td>MGW Lauda</td>
			<td>Used to make the water-heated platfrom.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode lead</td>
			<td>Grass Telefactor</td>
			<td>F-E2-30</td>
			<td>Platinum cables for connecting silver wire electrodes to the amplifier.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday Cage</td>
			<td>Photometric Solution International&#160;</td>
			<td></td>
			<td>For maintianing dark adaptation and enclosing the Ganzfeld setup to improve signal-to-noise ratio.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ganzfeld Bowl</td>
			<td>Photometric Solution International&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luxeon LEDs</td>
			<td>Phillips Light Co.</td>
			<td></td>
			<td>For light stimulation twenty 5W and one 1W LEDs.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>BS4 50-2625</td>
			<td>Holds the recording electrode during experiments.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>version 2010</td>
			<td>Spreadsheet software for data analysis.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moisturizing eye gel</td>
			<td>GenTeal Gel</td>
			<td>9319099315560</td>
			<td>Used to cover zebrafish larvae during recordings to avoiding dehydration. Active ingredient: 0.3 % Hypromellose and 0.22 % carbomer 980.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette</td>
			<td>Copan</td>
			<td>200C</td>
			<td>Used to caredully transfer larval zebrafish.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerlab data acquisition system</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML785</td>
			<td>Controls the LEDs to generate stimuli.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVA sponge</td>
			<td>MeiCheLe</td>
			<td>R-1675</td>
			<td>For the placement of larval zebrafish and making the cone-shaped electrode ti</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution</td>
			<td>Aaxis Pacific</td>
			<td>13317002</td>
			<td>For electroplating silver wire electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scope Software</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>version 3.7.6</td>
			<td>Simultaneously triggers the stimulus through the Powerlab system and collects data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver (fine round wire)</td>
			<td>A&#38;E metal</td>
			<td>0.3 mm</td>
			<td>Used to make recording and reference ERG electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope&#160;</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M80</td>
			<td>Used to shape and measure the cone-shaped sponge apex (with scale bar on eyepiece). Positioned in the Faraday cage for electrode placement.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine&#160;</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>E10521-50G</td>
			<td>For anaethetizing larval zebrafish.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-heated platform</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
			<td>For maintianing the temperature of the sponge platform and the larval body during ERG recordings</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electroretinogram recording in larval zebrafish using a novel cone-shaped sponge-tip electrode

Der Zebrabärbling (Danio Rerio) wird allgemein als ein Wirbeltier Modell in Studien verwendet und eignet sich besonders für visuelle Neurowissenschaften. Für Funktionsmessungen der Sehleistung ist Zitterrochens (ERG) eine ideale nicht-invasive Methode, die in höheren Wirbeltierarten bestens etabliert hat. Dieser Ansatz wird zunehmend eingesetzt, für die Prüfung der Sehfunktion im Zebrafisch, auch während der frühen Entwicklungen Larvenstadien. Allerdings ist die am häufigsten verwendeten Aufnahme-Elektrode für Larven Zebrafisch ERG bisher Mikropipette Glaselektrode, die speziellen Ausrüstung für seine Herstellung, stellen eine Herausforderung für Labore mit begrenzten Ressourcen erfordert. Hier präsentieren wir Ihnen ein Larven Zebrafisch-ERG-Protokoll mit einer kegelförmigen Schwamm-Tip Elektrode. Die neuartige Elektrode ist einfacher zu Herstellung und Griff, sparsamer und weniger anfällig für die Larven Auge als das Glas Mikropipette schädigen. Wie zuvor veröffentlichten ERG Methoden kann das aktuelle Protokoll äußere retinale Funktion durch Photorezeptor und bipolar-Zell-Antworten, die a - und b-Welle, bzw. bewerten. Das Protokoll kann die Verfeinerung der visuellen Funktion während der frühen Entwicklung von Zebrafischlarven, Unterstützung der Dienstprogramm, Empfindlichkeit und Zuverlässigkeit der neuartige Elektrode verdeutlichen. Die vereinfachte Elektrode ist besonders nützlich bei der Errichtung eines neuen ERG oder ändern von bestehenden kleinen Tier ERG Vorrichtung zum Zebrafisch-Messung, Beihilfe Forscher in den visuellen Neurowissenschaften der Zebrabärbling verwenden Modell Organismus.

Dieser Abschnitt enthält repräsentative Ergebnisse für ERG Messungen täglich von 4 auf 7 Dpf. ERG Antworten anzeigen von 4 Dpf robuste a - und b-Welle-Komponenten, die jeweils aus Photorezeptoren und bipolaren Zellen entstehen. In jedem Alter getestet erhöht die Amplitude der b-Welle mit Lichtintensität (Abbildung 2; Abbildung 3). Vor allem die Empfindlichkeit der Netzhaut Larven Zebrafisch, dimmer Blitze mit zunehmendem Alter erhöht. ...

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Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode

Elektroretinogramm Aufnahme im Larvenstadium Zebrafisch mit A Roman kegelförmigen Schwamm-Tip Elektrode

Hier präsentieren wir eine Protokoll, die die Messung von Licht evozierten Elektroretinogramm Antworten von Larven Zebrafisch vereinfacht. Eine neuartige kegelförmige Schwamm-Tip Elektrode kann dazu beitragen, das Studium der visuellen Entwicklung im Larvenstadium Zebrafisch mit Elektroretinogramm ERG mit einfacher zuverlässige Ergebnisse und geringere Kosten.

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For ...

Dieses Protokoll vereinfacht die Messung von Elektroretinogrammen oder ERGs bei Larvenzebrafischen, was eine wichtige funktionelle Auslesung von visuellen Entwicklungs- und genetischen Krankheitsmodellen bietet. Die weichen Schwammspitzen der Erfassung von Elektroden, die in diesem Protokoll verwendet werden, sind einfach mit wirtschaftlichen und leicht verfügbaren Materialien herzustellen und vermeiden mögliche Schäden an den Larvenaugen. Die weichere Schwamm-Mikrode kann wiederholte ERG-Messungen desselben Auges ermöglichen.Personen, die neu in diesem Verfahren finden kann es schwierig, unter der dim roten Beleuchtung zu arbeiten, die während des gesamten Verfahrens verwendet wird. Aber es ist wichtig, dass die dunkle Anpassung beibehalten wird. Zur Vorbereitung der kegelförmigen Schwammaufnahmeelektrode schneiden Sie das Ende aus einer Platinelektroden-Bleiverlängerung und entfernen Sie mit einem Skalpell 10 Millimeter der äußeren Polytetrafluorethylen-Isolierbeschichtung vom neuen Ende der Verlängerung.Schneiden Sie einen 40 Millimeter großen Silberdraht mit einem Durchmesser von 0,3 Millimetern und verschließen Sie den Silberdraht mit dem freiliegenden Innendraht, um den Draht sicher an der Elektrodenleitung zu befestigen. Umhüllen Sie das Gelenk mit Isolierband und lassen Sie eine ca. 15 Millimeter lange Silberdrahtmenge freigelegt. Schließen Sie einen weiteren Draht an die negative Klemme der Batterie an und tauchen Sie das andere Ende des Drahtes in die Saline ein.Tauchen Sie den freiliegenden Silberdraht in normale Saline ein und verbinden Sie das andere Ende mit der positiven Klemme einer Gleichstromquelle von neun Volt. Legen Sie den Draht nach 60 Sekunden zum Trocknen auf absorbierendes Gewebe. In der Zwischenzeit ein 20 mal 20 Millimeter großes Quadrat Polyvinylacetatschwamm in eine Kegelform schneiden und den Schwamm einmal ringers Puffer sättigen.Unter einem Lichtmikroskop mit einer Skalenstange auf dem Okular, verwenden Sie eine Skalpellklinge, um die Spitze des Kegels auf einen Durchmesser von etwa 40 Mikrometern zu formen. Den kegelförmigen Schwamm auf saugfähigem Gewebepapier lufttrocknen, bis er fest ist. Vor dem Einsetzen des Silberdrahtes in den getrockneten massiven kegelförmigen Polyvinylacetatschwamm durch die Basis des Kegels, mit Maskenband, um überschüssiges exponiertes Metall zu isolieren, um Photovoltaik-Artefakte zu reduzieren.Tauchen Sie am Tag des Experiments die schwammige Elektrode für 15 Minuten in Ringers Puffer ein, um den Schwamm vollständig zu sättigen. Mindestens acht Stunden vor den Aufnahmen nicht mehr als 20 Zebrafischlarven in einem einzigen 15-Milliliter-Rohr ohne Deckel und in Aluminiumfolie eingewickelt in einen dunklen Inkubator legen. Am Ende der Brutzeit gießen Sie den dunkel angepassten Zebrafisch unter dunkelroter Beleuchtung aus einer Leuchtdiode in eine Petrischale.Um die Schwammplattform vorzubereiten, schneiden Sie ein Stück Polyvinylacetatschwamm etwa gleich dick wie die Tiefe einer 35 Millimeter Petrischale, so dass der Schwamm eng in die Schale passt. Machen Sie einen kleinen Schnitt vertikal durch ein Ende des Schwamms, um den Silberdraht der Referenzelektrode aufzunehmen und den Schwamm in Goldfisch Ringers Puffer einweichen, bis der Schwamm gesättigt ist. Legen Sie den Schwamm dann in eine saubere 35-Millimeter-Petrischale und verwenden Sie ein Papiertuch, um die zusätzliche Flüssigkeit zu absorbieren, bis keine Lösung aus dem Schwamm als Reaktion auf einen leichten Fingerdruck ausstrahlt.Um das Tier für das Experiment zu positionieren, verwenden Sie eine drei Millimeter Pasteur Pipette, um eine anästhesierte Larve auf eine drei mal drei Zentimeter große Quadratfläche Papiertuch zu übertragen und das Quadrat mit Zangen auf den befeuchteten Schwamm zu legen. Passen Sie mit einer feinen Bürste, die in Ringers Puffer eingeweicht ist, die Position der Larve mit einem Auge nach oben und weg von jeder Flüssigkeit auf dem Handtuch unter der Larve ein. Glasieren Sie den Larvenkörper mit feuchtigkeitsspendendem Augengel, um das Tier während der gesamten Elektroretinogrammaufnahme hydratisiert zu halten.Und legen Sie das Gericht auf eine kleine, wasserbeheizte Plattform vor der Ganzfeld-Schüssel Lichtreiz in einem Faraday Käfig. Setzen Sie die Referenzelektrode in den Schnitt des Plattformschwamms ein. Und verbinden Sie eine kommerziell hergestellte Bodenelektrode mit dem Faraday Käfig.Befestigen Sie die Aufnahmeelektrode an einem Elektrodenhalter und befestigen Sie den Halter am stereotaxic Arm eines Mikromanipulators. Mit einer drei Millimeter Pasteur-Pipette die Schwammspitze der Elektrode mit einem Tropfen Ringer-Lösung wieder sättigen und das Mikroskop im Faraday-Käfig über die Elektroretinogramm-Plattform positionieren. Verwenden Sie die Spitze eines absorbierenden Gewebes, um überschüssige Flüssigkeit aus der Elektrodenschwammspitze zu entfernen und unter dem Mikroskop, positionieren Sie die aktive Elektrode, so dass die Schwammspitze sanft die zentrale Hornhautoberfläche des Larvenzebrafischauges berührt.Dann bewegen Sie die Ganzfeld-Schüssel in Richtung der Schwammplattform, um darauf zu achten, dass die Larve von der Schüssel bedeckt wird, und schließen Sie den Käfig, um fremde elektromagnetische Geräusche zu reduzieren. Die Empfindlichkeit der Larvenzebrafisch Netzhaut zu Dimmer blinkt mit dem Alter zu. Da die A- und B-Wellen bei Intensitäten von weniger als minus 1,61 Log-Candela-Sekunde pro Meter nach der Befruchtung nicht erkennbar sind, sind bei diesen Intensitäten in den älteren Larven klare Signale nachweisbar.Die B-Wellen-Amplitude nimmt deutlich zwischen vier und fünf nach der Befruchtung zu. Nach sieben Tagen ist das Signal bei 2,48 Log Candela Sekunde pro Quadratmeter größer als an den Tagen fünf und sechs nach der Befruchtung. A- und B-Wellen-implizite Zeiten werden nach fünf Tagen nach der Befruchtung deutlich schneller.Insgesamt zeigen diese Ergebnisse eine Reifung in der Netzhautfunktion von Zebrafischen zwischen vier und sieben Tagen nach der Befruchtung. Um dieses Protokoll erfolgreich durchführen zu können, ist es wichtig, dass Schwämme vollständig mit Flüssigkeit gesättigt sind, was dazu beiträgt, die Leitfähigkeit der Aufnahmeelektrode aufrechtzuerhalten und den Geräuschpegel senkt. Wenn die a-Welle von besonderem Interesse ist, können pharmakologische Behandlungen angewendet werden, um die B-Wellenkomponente zu blockieren und so die volle a-Welle freizulegen.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Live-Imaging von angeborenen Immun und Präkanzeröse Zell-Interaktionen unter Verwendung eines induzierbaren Gal4 / UAS Expression System in Zebrafisch-Larven Haut

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

Microbead Implantation im Zebrafischembryo

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Tracking Cells in GFP-transgenic Zebrafish Using the Photoconvertible PSmOrange System

Tracking-Zellen in GFP-transgenen Zebrafisch Mit dem Photokonvertierbare PSmOrange-System

The rapid development of transparent zebrafish embryos (Danio rerio) in combination with fluorescent labelings of cells and tissues allows visualizing ...

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing<em&gt; In Vivo</em&gt; Zellmigration unter Verwendung von Zelltransplantationen und Zeitraffer-Imaging in Zebrafischembryonen

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration ...

Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Mit Touch-evozierte Reaktion und Locomotion Assays zur Beurteilung der Muskelleistung und Funktion in Zebrabärbling

Zebrafish muscle development is highly conserved with mammalian systems making them an excellent model to study muscle function and disease. Many ...

Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue

Dissection von Larval Zebrabärbling Gonadal Tissue

Although wild zebrafish possess a ZZ/ZW sex-determination system, domesticated zebrafish have lost the sex chromosome. They utilize a polygenic sex ...

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

A Novel Mammary Fat Pad Transplantation Technique to Visualize the Vessel Generation of Vascular Endothelial Stem Cells

Eine neuartige Mamma-Fat-Pad-Transplantationstechnik zur Visualisierung der Gefäßerzeugung von vaskulären endothelialen Stammzellen

Endothelial cells (ECs) are the fundamental building blocks of the vascular architecture and mediate vascular growth and remodeling to ensure proper ...

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Gründung der Larven Zebrafisch als Tier-Modell zu untersuchen Trypanosomen Trypanosoma Motilität In Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding ...

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

Visualisierung des sich entwickelnden Gehirns bei lebenden Zebrafischen mit Brainbow und Zeitraffer-Konfokalbildnis

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...