Name: electroretinogram recording in larval zebrafish using a novel cone-shaped sponge-tip electrode
Uploaded: 2019-03-27T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode at JoVE.com

Financiamiento para este proyecto fue proveído por una beca del Instituto de Neurociencia de Melbourne (a PTG, PRJ & BVB).

Electroretinograma (ERGIO) todos los procedimientos fueron realizados según las disposiciones del código nacional australiano de salud y Consejo de investigación médica de la práctica para el cuidado y uso de animales y fueron aprobados por el Comité institucional de ética animal en los Universidad de Melbourne.
1. preparación de buffer
<ol><li>Preparar 10 x buffer de goldfish Ringer (1.25 M de NaCl, KCl de 26 mM, 25 mm CaCl2, 10 mM MgCl2, 100 mM de glucosa, 100...

<ol>
	<li>Roper, C., Tanguay, R. L., Slikker, W., Paule, M. G., Wang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Handbook of Developmental Neurotoxicology (Second Edition). , 143-151 (2018).</li><li>Nguyen, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Recording+of+Electroretinography+and+Visual+Evoked+Potentials+in+Anesthetized+Rats.">Simultaneous Recording of Electroretinography and Visual Evoked Potentials in Anesthetized Rats.</a> Journal of visualized experiments: JoVE. , e54158 (2016).</li><li>Chrispell, J. D., Rebrik, T. I., Weiss, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroretinogram+analysis+of+the+visual+response+in+zebrafish+larvae.">Electroretinogram analysis of the visual response in zebrafish larvae.</a> Journal of visualized expriment: JoVE. (97), (2015).</li><li>Seeliger, M. W., Rilk, A., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ganzfeld+ERG+in+zebrafish+larvae.">Ganzfeld ERG in zebrafish larvae.</a> Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 57-68 (2002).</li><li>Fleisch, V. C., Jametti, T., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroretinogram+(ERG)+Measurements+in+Larval+Zebrafish.">Electroretinogram (ERG) Measurements in Larval Zebrafish.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2008, (2008).</li><li>Biehlmaier, O., Neuhauss, S. C., Kohler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+plasticity+and+functionality+at+the+cone+terminal+of+the+developing+zebrafish+retina.">Synaptic plasticity and functionality at the cone terminal of the developing zebrafish retina.</a> Developmental Neurobiololgy. 56 (3), 222-236 (2003).</li><li>Gestri, G., Link, B. A., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+visual+system+of+zebrafish+and+its+use+to+model+human+ocular+diseases.">The visual system of zebrafish and its use to model human ocular diseases.</a> Developmental Neurobiololgy. 72 (3), 302-327 (2012).</li><li>Saszik, S., Bilotta, J., Givin, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ERG+assessment+of+zebrafish+retinal+development.">ERG assessment of zebrafish retinal development.</a> Visual Neuroscience. 16 (5), 881-888 (1999).</li><li>Niklaus, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cocaine+accumulation+in+zebrafish+eyes+leads+to+augmented+amplitudes+in+the+electroretinogram.">Cocaine accumulation in zebrafish eyes leads to augmented amplitudes in the electroretinogram.</a> Matters. 3 (6), e201703000003 (2017).</li><li>Tanvir, Z., Nelson, R. F., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One+month+of+hyperglycemia+alters+spectral+responses+of+the+zebrafish+photopic+ERG.">One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic ERG.</a> Disease models &#38; mechanisms. , (2018).</li><li>Kakiuchi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oscillatory+potentials+in+electroretinogram+as+an+early+marker+of+visual+abnormalities+in+vitamin+A+deficiency.">Oscillatory potentials in electroretinogram as an early marker of visual abnormalities in vitamin A deficiency.</a> Molecular medicine reports. 11 (2), 995-1003 (2015).</li><li>Emran, F., Rihel, J., Adolph, A. R., Dowling, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+larvae+lose+vision+at+night.">Zebrafish larvae lose vision at night.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. , (2010).</li><li>Makhankov, Y. V., Rinner, O., Neuhauss, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inexpensive+device+for+non-invasive+electroretinography+in+small+aquatic+vertebrates.">An inexpensive device for non-invasive electroretinography in small aquatic vertebrates.</a> Journal of Neuroscience Methods. 135 (1-2), 205-210 (2004).</li><li>Bilotta, J., Saszik, S., Sutherland, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rod+contributions+to+the+electroretinogram+of+the+dark-adapted+developing+zebrafish.">Rod contributions to the electroretinogram of the dark-adapted developing zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 222 (4), 564-570 (2001).</li><li>Cameron, M. A., Barnard, A. R., Lucas, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+electroretinogram+as+a+method+for+studying+circadian+rhythms+in+the+mammalian+retina.">The electroretinogram as a method for studying circadian rhythms in the mammalian retina.</a> Journal of genetics. 87 (5), 459-466 (2008).</li><li>Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraction+and+modelling+of+oscillatory+potentials.">Extraction and modelling of oscillatory potentials.</a> Documenta Ophthalmologica. 104 (1), 17-36 (2002).</li><li>Bui, B. V., Fortune, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ganglion+cell+contributions+to+the+rat+full-field+electroretinogram.">Ganglion cell contributions to the rat full-field electroretinogram.</a> The Journal of Physiology. 555 (1), 153-173 (2004).</li></ol>

Lecturas funcionales como el ERG se han vuelto cada vez más importantes en la suite de herramientas que se utilizan para el estudio de larvas de pez cebra8,9,12,14. Debido al pequeño tamaño del ojo de larvas de pez cebra, Micropipetas de vidrio se han adaptado como electrodos de grabación en más publicados protocolos3,4,...

El pez cebra (Danio rerio) se ha convertido en un modelo ampliamente utilizado vertebrado genético, incluidos los estudios de la neurociencia visual. La creciente popularidad de esta especie puede ser atribuida a ventajas como la facilidad de manipulación genética, el sistema visual vertebrado altamente conservado (tipos de neurona anatomía morfología y organización y genética subyacente), la alta fecundidad y un menor coste de explotación en comparación con modelos mamíferos1. El no invasiva electroretinograma (ERGIO) ha sido utilizado clínicamente para evaluar la función visual humana y en el entorno de laboratorio para cuantificar la visión en una gama de grandes y pequeñas especies como roedores y larvas de pez cebra2,3 , 4 , 5. los componentes ERG más comúnmente analizados son la b-onda, originarios de fotorreceptores sensibles a la luz los interneurons bipolares, respectivamente y una onda. En el pez cebra larval, se establecen distintas capas en la retina por la fertilización después de 3 días (PD) y la morfología del cono fotorreceptores terminal sinapsis madura antes 4 PD6,7. Función retiniana externa del pez cebra larval es establecida antes PD 4, lo que significa que el ERG es medible desde esta temprana edad a partir. Debido al corto ciclo experimental y las propiedades de alto rendimiento del modelo, el ERG se ha aplicado a larvas peces cebra para evaluación funcional de modelos de la enfermedad, análisis de desarrollo de visión y retina de color, estudio de ritmos circadianos visuales y las pruebas de drogas8,9,10,11,12.
Sin embargo, enfoques actuales de pez cebra larvas ERG tiene algunas complejidades que pueden hacer más difícil de adoptar. Pez cebra larvas publicado ERG protocolos suelen utilizan una micropipeta de vidrio llenada de líquido conductor como la grabación de electrodo3,4,5,13, que requiere de una micropipeta de alta calidad Consejo3. Equipo especializado, como un tirador de la micropipeta y en algunos casos a microforge, se requieren para su fabricación. Esto puede ser un desafío para los laboratorios con limitados recursos y conduce a costos adicionales incluso cuando la adaptación de los sistemas ERG animales pequeños disponibles para la medición de la función visual de larvas de pez cebra. Incluso cuando alisó, la punta de la micropipeta fuerte puede dañar la superficie de las larvas. Además, los titulares comercial micropipeta para electrofisiología se construyen con un alambre de plata fijado. Estos fijos los cables a ser apaciguados después de uso repetitivo, que requiere la compra de nuevos titulares a los costos de mantenimiento mayor.
Aquí describimos un método ERG usando un electrodo de la grabación de punta de esponja en forma de cono, que es particularmente útil para la adaptación establecidos pequeños animales ERG configuraciones para larvas de pez cebra ERG medidas. El electrodo se hace fácilmente usando esponja de acetato de polivinilo (PVA) común y fino hilo de plata sin necesidad de otros equipos especializado. Nuestros datos muestran que este nuevo electrodo es sensible y lo suficientemente confiable para demostrar el desarrollo funcional de circuitos neuronales retinianos en el pez cebra de larvas entre 4 y 7 PD. Este electrodo de punta de esponja económico y práctico puede ser útil a los investigadores establecer nuevos sistemas ERG o modificación de sistemas existentes de pequeños animales, estudios de pez cebra.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.22 &#181;m filter</td>
			<td>Millex GP</td>
			<td>SLGP033RS</td>
			<td>Filters the 10&#215; goldfish ringer&#39;s buffer for sterilizatio</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-mL syringe</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>DVR-5175</td>
			<td>With a 30G &#215; &#189;&#34; needle to add drops of saline to the electrode sponge tip to prevent drying and increased noisein the ERG signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G &#215; &#189;&#34; needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>NN*3013R</td>
			<td>For adding saline toteh sopnge tip electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bioamplifier</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML135</td>
			<td>For amplifying ERG signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bleach solution&#160;</td>
			<td>King White</td>
			<td>9333441000973</td>
			<td>For an alternative method of sliver electrode chlorination. Active ingredient: 42 g/L sodium hypochlorite.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Circulation water bath</td>
			<td>Lauda-Ko&#776;nigshoffen</td>
			<td>MGW Lauda</td>
			<td>Used to make the water-heated platfrom.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode lead</td>
			<td>Grass Telefactor</td>
			<td>F-E2-30</td>
			<td>Platinum cables for connecting silver wire electrodes to the amplifier.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Faraday Cage</td>
			<td>Photometric Solution International&#160;</td>
			<td></td>
			<td>For maintianing dark adaptation and enclosing the Ganzfeld setup to improve signal-to-noise ratio.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ganzfeld Bowl</td>
			<td>Photometric Solution International&#160;</td>
			<td></td>
			<td>Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luxeon LEDs</td>
			<td>Phillips Light Co.</td>
			<td></td>
			<td>For light stimulation twenty 5W and one 1W LEDs.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>BS4 50-2625</td>
			<td>Holds the recording electrode during experiments.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsoft Office Excel</td>
			<td>Microsoft</td>
			<td>version 2010</td>
			<td>Spreadsheet software for data analysis.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moisturizing eye gel</td>
			<td>GenTeal Gel</td>
			<td>9319099315560</td>
			<td>Used to cover zebrafish larvae during recordings to avoiding dehydration. Active ingredient: 0.3 % Hypromellose and 0.22 % carbomer 980.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteur pipette</td>
			<td>Copan</td>
			<td>200C</td>
			<td>Used to caredully transfer larval zebrafish.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powerlab data acquisition system</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>ML785</td>
			<td>Controls the LEDs to generate stimuli.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PVA sponge</td>
			<td>MeiCheLe</td>
			<td>R-1675</td>
			<td>For the placement of larval zebrafish and making the cone-shaped electrode ti</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline solution</td>
			<td>Aaxis Pacific</td>
			<td>13317002</td>
			<td>For electroplating silver wire electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scope Software</td>
			<td>ADInstruments</td>
			<td>version 3.7.6</td>
			<td>Simultaneously triggers the stimulus through the Powerlab system and collects data</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silver (fine round wire)</td>
			<td>A&#38;E metal</td>
			<td>0.3 mm</td>
			<td>Used to make recording and reference ERG electrodes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope&#160;</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M80</td>
			<td>Used to shape and measure the cone-shaped sponge apex (with scale bar on eyepiece). Positioned in the Faraday cage for electrode placement.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine&#160;</td>
			<td>Sigma-aldrich</td>
			<td>E10521-50G</td>
			<td>For anaethetizing larval zebrafish.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water-heated platform</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
			<td>For maintianing the temperature of the sponge platform and the larval body during ERG recordings</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electroretinogram recording in larval zebrafish using a novel cone-shaped sponge-tip electrode

El pez cebra (Danio rerio) es comúnmente usado como un modelo vertebrado en estudios del desarrollo y es particularmente conveniente para Neurociencia visual. Para la medición funcional de rendimiento visual, electroretinografía (ERG) es un método no invasivo ideal, que se ha establecido en especies de vertebrados superiores. Este enfoque se está utilizando cada vez más para examinar la función visual en el pez cebra, incluso durante las primeras etapas del desarrollo larvarias. Sin embargo, el electrodo de la grabación más comúnmente utilizado para larval pez cebra ERG hasta la fecha es el electrodo de la micropipeta de vidrio, que requiere equipo especializado para su fabricación, que presenta un desafío para los laboratorios con limitados recursos. Aquí, presentamos un protocolo ERG de larvas de pez cebra con un electrodo de punta de esponja en forma de cono. El nuevo electrodo es más fácil de fabricación y la manija, más económica y menos propensas a dañar el ojo larval de la micropipeta de vidrio. Como métodos previamente publicados de ERG, el protocolo actual puede evaluar la función retiniana externa a través de fotorreceptores y células bipolares respuestas, el a - y b-agita, respectivamente. El protocolo puede ilustrar claramente el perfeccionamiento de la función visual durante el desarrollo temprano de las larvas de pez cebra, apoyando la utilidad, sensibilidad y fiabilidad del electrodo nuevo. El electrodo simplificado es particularmente útil al establecer un nuevo sistema ERG o modificar aparatos ERG pequeño animal existentes para la medida del pez cebra, ayudando a los investigadores de la neurociencia visual con el pez cebra modelo de organismo.

Esta sección proporciona resultados representativos para ERG las mediciones diariamente de 4 a 7 PD. De PD 4, ERG respuestas muestran robustos componentes de la onda a y b, que surgen de fotorreceptores y células bipolares, respectivamente. A cada edad de prueba, la amplitud de la onda b aumentó con la intensidad de la luz (figura 2; Figura 3). En particular, la sensibilidad de la retina de pez cebra larvas a flashes dimmer aumentado con l...

Watch this Scientific Journal Video about Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode at JoVE.com

Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode

Grabación de electroretinograma en larvas de pez cebra con electrodo de punta de esponja en forma de un cono de novela

Aquí, presentamos un protocolo que simplifica la medición de respuestas de luz electroretinograma evocados de pez cebra larval. Un electrodo de punta de esponja novela en forma de cono puede ayudar a hacer el estudio de desarrollo visual en el pez cebra larvas usando el electrorretinograma ERG más fácil de lograr con resultados confiables y de menor costo.

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For ...

Este protocolo ayuda a simplificar las mediciones de electrorretinogramas o ERE en peces cebra larvales que proporciona una importante lectura funcional del desarrollo visual y modelos de enfermedades genéticas. Las puntas de esponja suave de los electrodos de grabación utilizados en este protocolo son fáciles de fabricar utilizando materiales económicos y fácilmente disponibles y evitan posibles daños a los ojos larvarios. El electrodo con punta de esponja más suave puede facilitar las mediciones repetidas de ERG del mismo ojo.Individuos nuevos en este procedimiento pueden encontrar difícil trabajar bajo la iluminación roja tenue que se utiliza durante todo el procedimiento. Pero es importante que se mantenga la adaptación oscura. Para preparar el electrodo de grabación de esponja en forma de cono, corte el extremo de una extensión de cable de electrodo de platino y utilice un bisturí para eliminar 10 milímetros del recubrimiento exterior de aislamiento de politetrafluoroetileno del nuevo extremo de la extensión.Corte una pieza de 40 milímetros de un alambre plateado de 0,3 milímetros de diámetro y encoja el alambre de plata con el cable interno expuesto para fijar de forma segura el cable al cable del electrodo. Encierra la junta con cinta aislante dejando una longitud de aproximadamente 15 milímetros de alambre de plata expuesta. Conecte otro cable al terminal negativo de la batería y sumerja el otro extremo del cable en la solución salina.Sumerja el alambre de plata expuesto en solución salina normal y conecte el otro extremo al terminal positivo de una fuente de corriente directa de nueve voltios. Después de 60 segundos, coloque el cable sobre el tejido absorbente para secar. Mientras tanto, corta una esponja de acetato de polivinilo de 20 por 20 milímetros en forma de cono y satura la esponja en una sola vez tampón de Ringer.Bajo un microscopio de luz con una barra de escala en el ocular, utilice una hoja de bisturí para dar forma al ápice del cono a un diámetro de aproximadamente 40 micrómetros. Seque al aire la esponja en forma de cono en papel de tejido absorbente hasta que sea sólida. Antes de insertar el alambre de plata en la esponja de acetato de polivinilo en forma de cono sólido seco a través de la base del cono, utilizando cinta adhesiva para aislar cualquier exceso de metal expuesto para reducir los artefactos fotovoltaicos.El día del experimento, sumerja el electrodo con punta de esponja en el tampón de Ringer durante 15 minutos para saturar completamente la esponja. Al menos ocho horas antes de las grabaciones, coloque no más de 20 larvas de pez cebra en un solo tubo de 15 mililitros sin tapa y envuelto en papel de aluminio en una incubadora oscura. Al final de la incubación, verter el pez cebra adaptado a la oscuridad en un plato de petri bajo la iluminación roja tenue de un diodo emisor de luz.Para preparar la plataforma de esponja, corte un trozo de esponja de acetato de polivinilo aproximadamente igual en grosor a la profundidad de un plato de petri de 35 milímetros para que la esponja se ajuste perfectamente dentro del plato. Haga un pequeño corte verticalmente a través de un extremo de la esponja para acomodar el alambre de plata del electrodo de referencia y empape la esponja en el tampón del pez dorado Ringer hasta que la esponja esté saturada. A continuación, coloque la esponja en un plato limpio de 35 milímetros de petri y use una toalla de papel para absorber el líquido adicional hasta que no exuda ninguna solución de la esponja en respuesta a una prensa ligera de los dedos.Para posicionar al animal para el experimento, utilice una pipeta Pasteur de tres milímetros para transferir una larva anestesiada a una toalla de papel de tres por tres centímetros y use fórceps para colocar el cuadrado sobre la esponja humedecida. Usando un cepillo fino empapado en el tampón de Ringer, ajuste la posición de la larva con un ojo mirando hacia arriba y lejos de cualquier líquido en la toalla debajo de la larva. Espacute el cuerpo larvario con gel hidratante para los ojos para mantener al animal hidratado durante todo el registro de electrorretinograma.Y coloque el plato en una pequeña plataforma calentada con agua frente al estímulo ligero del cuenco de Ganzfeld situado dentro de una jaula de Faraday. Inserte el electrodo de referencia en el corte realizado en la esponja de la plataforma. Y conecte un electrodo de tierra obtenido comercialmente a la jaula de Faraday.Fije el electrodo de grabación a un soporte de electrodo y fije el soporte al brazo estereotaxico de un micromaniprógrafo. Usando una pipeta Pasteur de tres milímetros, resaturar la punta de esponja del electrodo con una gota de la solución de Ringer y colocar el microscopio en la jaula de Faraday sobre la plataforma de electroretinograma. Utilice la punta de un tejido absorbente para eliminar cualquier exceso de líquido de la punta de esponja del electrodo y debajo del microscopio, coloque el electrodo activo de modo que la punta de la esponja toque suavemente la superficie corneal central del ojo de cebra larval.A continuación, mueva el tazón de Ganzfeld hacia la plataforma de esponja cuidando que la larva esté cubierta por el tazón y cierre la jaula para reducir el ruido electromagnético extraño. La sensibilidad de la retina del pez cebra larval a los destellos de atenuación aumenta con la edad. Como las ondas a y b no son reconocibles a intensidades inferiores a menos de 1,61 log candela segundo por metro cuadrado a los cuatro días después de la fertilización, mientras que las señales claras son detectables en estas intensidades en las larvas más antiguas.La amplitud de la onda b aumenta notablemente entre cuatro y cinco después de la fertilización. A los siete días, la señal a 2,48 log candela segundo por metro cuadrado es mayor en comparación con los días cinco y seis después de la fertilización. Los tiempos implícitos de onda A y b se vuelven significativamente más rápidos después de cinco días después de la fertilización.Con general, estos resultados demuestran una maduración en la función de la retina del pez cebra entre cuatro y siete días después de la fertilización. Para realizar con éxito este protocolo es fundamental que las esponjas estén completamente saturadas de fluido que ayude a mantener la conductividad del electrodo de grabación y reduzca los niveles de ruido. Si la onda a es de particular interés, se pueden aplicar tratamientos farmacológicos para bloquear el componente de onda b, exponiendo así la onda a completa.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Live Imaging of Innate Immune and Preneoplastic Cell Interactions Using an Inducible Gal4/UAS Expression System in Larval Zebrafish Skin

Imágenes en vivo de inmune innata y preneoplásicas Interacciones de celda que utilizan un sistema de expresión / UAS Inducible Gal4 en larvas de pez cebra de la piel

Here we describe a method to conditionally induce epithelial cell transformation by the use of the 4-Hydroxytamoxifen (4-OHT) inducible KalTA4-ERT2/UAS ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Microbead Implantation in the Zebrafish Embryo

Microbead Implantación en el embrión de pez cebra

The zebrafish has emerged as a valuable genetic model system for the study of developmental biology and disease. Zebrafish share a high degree of genomic ...

Tracking Cells in GFP-transgenic Zebrafish Using the Photoconvertible PSmOrange System

El seguimiento de las células en el pez cebra transgénico GFP-Uso del sistema de fotoconvertible PSmOrange

The rapid development of transparent zebrafish embryos (Danio rerio) in combination with fluorescent labelings of cells and tissues allows visualizing ...

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

analizando<em&gt; En Vivo</em&gt; Migración de células usando trasplantes de células y time-lapse en embriones de pez cebra

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration ...

Using Touch-evoked Response and Locomotion Assays to Assess Muscle Performance and Function in Zebrafish

Usando respuesta evocada-Touch y la locomoción ensayos para evaluar el rendimiento muscular y la función en el pez cebra

Zebrafish muscle development is highly conserved with mammalian systems making them an excellent model to study muscle function and disease. Many ...

Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue

La disección de las larvas de pez cebra de tejidos gonadales

Although wild zebrafish possess a ZZ/ZW sex-determination system, domesticated zebrafish have lost the sex chromosome. They utilize a polygenic sex ...

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Inducción de la hipoxia en los sapos vivos y los embriones de pez cebra

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

A Novel Mammary Fat Pad Transplantation Technique to Visualize the Vessel Generation of Vascular Endothelial Stem Cells

Una nueva técnica de trasplante de grasa mamaria para visualizar la generación de vasos de células madre endoteliales vasculares

Endothelial cells (ECs) are the fundamental building blocks of the vascular architecture and mediate vascular growth and remodeling to ensure proper ...

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Establecimiento de pez cebra Larval como modelo Animal para investigar Trypanosoma cruzi motilidad En Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding ...

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

Visualización del cerebro en desarrollo en el pez cebra vivo mediante imágenes confocales de barco iris y lapso de tiempo

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...