Name: preparation of neutrally-charged, ph-responsive polymeric nanoparticles for cytosolic sirna delivery
Uploaded: 2019-05-02T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Neutrally-charged, pH-responsive Polymeric Nanoparticles for Cytosolic siRNA Delivery at JoVE.com

Les auteurs sont reconnaissants aux Drs Craig Duvall et Rebecca Cook d’avoir accès aux données et aux ressources de laboratoire pour mener cette recherche. Les auteurs sont reconnaissants à l’Institut Vanderbilt pour la science et l’ingénierie nanométrique (VINSE) d’avoir accès aux instruments DLS et TEM (NSF EPS 1004083). Les auteurs sont reconnaissants à la National Science Foundation de soutenir le programme de bourses de recherche des diplômés (NSF # 1445197). Les auteurs sont reconnaissants aux instituts nationaux de la santé pour leur soutien financier (NIH R01 EB019409). Les auteurs sont reconnaissants au ministère de la défense du programme de recherche médicale dirigée par le Congrès pour le soutien financier (DOD CDMRP OR130302).

1. préparation et caractérisation des si-NPs
<ol><li>préparation du si-NP<ol>
<li>Dissoudre le polymère dans un tampon d’acide citrique de 10 mM (pH 4,0) à 3,33 mg/mL. Le polymère peut d’abord être dissous à une concentration de 10x dans l’éthanol pour assurer la dissolution. Remarque: le polymère peut être dissous à des concentrations plus faibles, mais l’utilisation à des concentrations supérieures à 3,33 mg/mL peut empêcher la formation de NP homogène.</li>
		<li>Ajouter le siRNA (50 μM ...

<ol>
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Les si-NPs décrits ici sont formés par l’association électrostatique de siRNA anionique et de polymères cationiques en complexes POLYIONS (polyplexes). Le complexage électrostatique du siRNA et du bloc de DB cationique des polymères PEG-DB est facilité par un mélange à faible pH (4,0). À pH 4,0, le DMAEMA est fortement protoné, et par conséquent le bloc de DB est fortement chargé. Cela garantit que les polymères se dissolvent comme unimères en solution par opposition à former des micelles et que DB comp...

Parce que les siRNAs inhibent la traduction des protéines des séquences d’ARNm, ils peuvent théoriquement être utilisés pour le médicament toutes les pathologies connues1,2,3,4,5. Cependant, l’utilisation de siRNA en médecine est limitée par le profil pharmacocinétique globalement médiocre des molécules de siRNA6,7. Lorsqu’elles sont injectées par voie intraveineuse, les siRNAs sont rapidement déblayés par les reins et/ou dégradés par les nucléases8,9. En raison de sa grande taille et de sa charge négative, siRNA ne peut pas pénétrer dans les cellules ou échapper à la voie endolysosomale pour accéder au complexe de silençage induit par l’ARN (RISC) qui réside dans le cytosol10,11,12, le 13. Ainsi, des efforts considérables ont porté sur la conception et la mise en œuvre des stratégies de livraison du siRNA14. Cet effort s’est largement concentré sur le développement de nanoparticules à base de lipides et de polymères qui emballez le siRNA, le protègent contre le dégagement et la dégradation in vivo, et initient l’absorption cellulaire et l’évasion endosomique par des groupes ionisables et cationiques d’amine. De nombreux succès précliniques ont été rapportés et, plus récemment, le premier succès clinique a été rapporté pour l’administration de siRNA hépatiques à base de nanoparticles pour traiter l’amylose à médiation transthyrétine héréditaire (hATTR)15.
Il y a beaucoup de gènes causant le cancer qui sont actuellement «undruggable» par la pharmacologie conventionnelle (c.-à-d. les médicaments de petite molécule), motivant la conception des nanoparticules de siRNA polymériques (si-NPs) pour traiter le cancer16. Cependant, il existe un ensemble distinct de paramètres de conception qui doivent être pris en compte pour la livraison de siRNA non hépatique. Le système de livraison doit protéger la charge cationique du Polyplex qui provoque une agglutination dans la circulation systémique17,18,19. Pour la délivrance de tumeurs, plus précisément, la stabilité du si-NP est essentielle pour doter la longue circulation et donc l’accumulation accrue dans les tumeurs par l’effet de perméabilité et de rétention améliorée (EPR)20,21. En outre, le contrôle de la taille de si-NP est essentiel puisque seulement des nanoparticules approximativement 20 – 200 nm de diamètre dans l’effet de levier de taille EPR22, et les plus petits Si-NPS (~ 20 – 50 nm de diamètre) montrent une pénétration tumorale améliorée sur des nanoparticules de plus grande taille et microparticules23.
Pour répondre à ces contraintes de conception supplémentaires pour la délivrance de tumeurs systémiques du siRNA après administration intraveineuse, des si-NPs sensibles au pH, à charge neutralement, ont été développés (figure 1)24. Ces si-NPs sont PEGylated, ou plus récemment, Zwitterionated25, pour la charge de surface neutre et la résistance à l’adsorption des protéines et l’opsonisation en circulation. Puisqu’ils ne peuvent pas compter uniquement sur le caractère cationique pour conduire l’accouchement intracellulaire, une évasion endosomique extrêmement efficace est indispensable pour obtenir un silencieux génique puissant. En conséquence, le noyau de ces si-NPs est composé d’un noyau hautement endosomolytique qui est inerte au pH extracellulaire (7,4), mais qui est déclenché de manière semblable aux commutateurs dans les conditions acidifiées de la voie endolysosomale [pH 6,8 (endosomes précoces) – 5,0 ( lysosomes)]. Enfin, un mélange de contenu cationique et hydrophobe dans le noyau du si-NPs fournit des forces de stabilisation électrostatique et van der Waals, améliorant la stabilité du si-NPs dans le sang par rapport aux systèmes simplement cationiques.
L’intégration de nombreuses fonctions dans une conception relativement simple est possible en utilisant réversible addition-fragmentation chaîne transfert (RAFT) contrôlée de polymérisation pour produire des polymères avec une architecture complexe et une composition précise. Pour produire du si-NPs avec une charge de surface neutre, une réactivité au pH et une stabilité NP, RAFT est utilisé pour synthétiser du poly (éthylène glycol-b-[2-(diméthylamino) éthyle méthacrylate de méthacrylate deco-butyle]) (PEG-DB; Figure 1a). Le PEG-DB est complexé par électrostatiquement avec le siRNA, formant le si-NPs avec une Corona de PEG et un noyau de DB/siRNA (figure 1b). Le PEG forme une couche hydrophile inerte et neutralement chargée sur la Couronne si-NP. Le bloc de DB se compose d’un ratio molaire de 50:50 de 2-(diméthylamino) éthyl méthacrylate (DMAEMA) et de méthacrylate de butyle (BMA). DMAEMA cationique complexe électrostatiquement des siRNA à charge négative. Les auto-associés BMA dans le noyau NP par les interactions de van der Waals, augmentant la stabilité de NP. Ensemble, le DMAEMA et le BMA transmettent un comportement lytique lipidique dépendant du pH au bloc polymère DB. Au pH extracellulaire, le bloc de DB est séquestré au noyau si-NP et est inerte aux bilayers lipidiques. Dans des conditions acides, telles que celles de la voie endolysosomale, le DMAEMA ionisable dans le bloc de DB facilite l’effet de l’éponge de proton, où le tampon endosomique conduit à un gonflement osmotique et à une rupture26. En outre, les fractions hydrophobes de BMA dans le bloc de DB s’intègrent activement et lyse les bicouches lipidiques, entraînant une endosomolyse puissante. Ainsi, siRNA est complexé avec PEG-DB pour former des Si-NPS qui sont neutralement chargés et très stables au pH extracellulaire, mais qui perturbent les bicouches lipidiques à pH acide, assurant la livraison cytosolique de la charge utile siRNA.
Dans les présentes sont décrits les procédures expérimentales pour produire si-NPs de PEG-DB. Les méthodes permettant de caractériser les paramètres physicochimiques et la bioactivité des si-NPs sont présentées et discutées. Afin d’évaluer rapidement la bioactivité du si-NP, la luciférase est utilisée comme gène modèle pour les études de renversement. Luciferase Firefly est la protéine responsable de la «lueur» des lucioles27. En conséquence, les cellules de mammifères transfectées avec le gène luciférase Firefly produisent une «lueur» bioluminescente qui peut être capturée à l’aide d’un luminomètre pour quantifier les niveaux d’expression de la luciférase. Ici, nous utilisons Luciferase pour évaluer la bioactivité de si-NPs en livrant siRNA contre luciferase et en quantifiant la réduction correspondante de la bioluminescence dans les cellules exprimant la luciférase par rapport aux cellules qui reçoivent un siRNA brouillé.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.45 mm pore-size syringe filters</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>F25133</td>
			<td>17 mm diameter, PTFE membrane</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0-14 pH test strips</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>P4786</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10x TAE buffer</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific/Invitrogen</td>
			<td>AM9869</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-7.7 pH test strips</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>P3536</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well black walled plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3603</td>
			<td>Tissue-culture treated</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose Powder</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific/Invitrogen</td>
			<td>16500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Citric acid monohydrate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>C1909</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dibasic sodium phosphate dihydrate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>71643</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-luciferin</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>88294</td>
			<td>Monopotassium Salt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11995065</td>
			<td>High glucose and pyruvate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>459836</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethidium bromide</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific/Invitrogen</td>
			<td>15585011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>26140079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>loading dye</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific/Invitrogen</td>
			<td>R0611</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luciferase siRNA</td>
			<td>IDT</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Antisense Strand Sequense: GAGGAGUUCAUUAUCAGUGCAAUUGUU Sense Strand Sequense: CAAUUGCACUGAUAAUGAACUCCT*C* *DNA bases</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MDA-MB-231 / Luciferase (Bsd) stable cells</td>
			<td>GenTarget Inc</td>
			<td>SC059-Bsd</td>
			<td>Luciferase-expressing cells sued to assess si-NP bioactivity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>monobasic sodium phosphate monohydrate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S9638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scarmbled siRNA</td>
			<td>IDT</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Antisense Strand Sequense: AUACGCGUAUUAUACGCGAUUAACGAC Sense Strand Sequense: CGUUAAUCGCGUAUAAUACGCGUA*T* *DNA bases</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>square polystyrene cuvettes</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-955-129</td>
			<td>4.5 mL capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TEM grids</td>
			<td>Ted Pella, Inc.</td>
			<td>1GC50</td>
			<td>PELCO Center-Marked Grids, 50 mesh, 3.0mm O.D., Copper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trisodium citrate dihydrate</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>S1804</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>uranyl acetate</td>
			<td>Polysciences, Inc.</td>
			<td>21447-25</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of neutrally-charged, ph-responsive polymeric nanoparticles for cytosolic sirna delivery

Le succès de la siRNA en tant que médecine moléculaire ciblée dépend de sa délivrance efficace de cytosoliques aux cellules dans le tissu de la pathologie. Le succès clinique pour le traitement des cibles de maladies hépatiques précédemment «non-droguables» avec siRNA a été atteint. Cependant, la livraison efficace de siRNA tumoral nécessite des considérations de conception pharmacocinétique supplémentaires, y compris le temps de longue circulation, l’évasion des organes de clairance (par exemple, le foie et les reins), et la pénétration et la rétention des tumeurs. Ici, nous décrivons la préparation et la caractérisation physicochimique/biologique in vitro des nanoparticules polymériques conçues pour une administration efficace de siRNA, en particulier pour les tissus non hépatiques tels que les tumeurs. Les nanoparticules de siRNA sont préparées par complexation électrostatique de siRNA et le poly copolymère dibloc (éthylène glycol-b-[2-(diméthylamino) éthyl méthacrylate-co-butyl méthacrylate]) (PEG-dB) pour former des complexes polyioniques ( polyplexes) où le siRNA est séquestré dans le noyau Polyplex et le PEG forme une couronne hydrophile à charge neutralement. De plus, le bloc DB devient membranaire comme vésicules de la voie endolysosomale acidifiante (< pH 6,8), déclenchant l’évasion endosomique et la délivrance cytosolique de siRNA. On décrit les méthodes permettant de caractériser les caractéristiques physico-chimiques des nanoparticules de siRNA telles que la taille, la charge superficielle, la morphologie des particules et le chargement de siRNA. La bioactivité des nanoparticules de siRNA est mesurée à l’aide de la luciférase comme gène modèle dans un test de silençage génique rapide et à haut débit. Les conceptions qui passent ces tests initiaux (tels que les polyplexes à base de PEG-DB) sont jugées appropriées pour la traduction à des études précliniques d’animaux évaluant la livraison du siRNA aux tumeurs ou à d’autres sites de pathologie.

Certaines caractéristiques essentielles d’un si-NPs efficace pour la livraison de siRNA in vivo sont la taille appropriée (~ 20 – 200 nm de diamètre), l’emballage de siRNA, et la bioactivité de silençage génique. Bien qu’il ne s’agit pas d’une liste exhaustive (telle que abordée dans la discussion), ces caractéristiques de base devraient être confirmées avant d’envisager d’autres essais d’une formulation.
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Preparation of Neutrally-charged, pH-responsive Polymeric Nanoparticles for Cytosolic siRNA Delivery

On présente des méthodes pour préparer et caractériser les propriétés physico-chimiques et la bioactivité des nanoparticules de siRNA à charge neutrale et à pH réactif. On discute des critères pour les nanomédites siRNA réussis tels que la taille, la morphologie, la charge superficielle, le chargement de siRNA et le silençage génique.

Préparation de nanoparticules polymériques à charge neutralement et sensibles au pH pour la livraison de siRNA cytosoliques

The success of siRNA as a targeted molecular medicine is dependent upon its efficient cytosolic delivery to cells within the tissue of pathology. Clinical ...

Le protocole actuel est important parce qu’il permet aux chercheurs de produire des nanoparticules chargées de siRNA et de caractériser adéquatement ces nanoparticules afin d’assurer leur aptitude à l’administration aux animaux avant des études ultérieures. L’avantage de cette approche est de produire des nanoparticules qui augmentent la biodisponibilité du siRNA et de produire des nanoparticules qui sont chargées de manière neutre et donc adaptées à l’administration systémique. Cette technique est perspicace parce que les nanoparticules de siRNA peuvent être appliquées pour traiter une myriade de maladies nécessitant l’administration systémique comprenant le cancer, la maladie cardio-vasculaire, et les désordres autoimmuns, entre autres.Pour commencer, dissoudre le polymère dans l’éthanol à une concentration de 33,3 milligrammes par millilitre et remuer pour assurer la dissolution. Ensuite, utilisez une pipette pour transférer la solution polymère dans un tampon d’acide citrique de 10 millimlaires pour atteindre une concentration de 3,33 milligrammes par millilitre. Ajouter de l’eau distillée dans un tube contenant un petit ARN interférant pour atteindre une concentration de 50 micromolaires.Mélanger le polymère et les petites solutions d’ARN interférant à fond dans un tube en pipetant de haut en bas pour atteindre un rapport azote/phosphate de 10. Placer le tube à température ambiante pendant 30 minutes. Ajouter ensuite un millilitre de tampon de phosphate de 10 millimlaires au pH huit au tube pour atteindre une concentration de 0,28 milligramme par millilitre et mélanger délicatement soit par pipetage ou en inversant le tube.Pour confirmer que le pH final est neutre, autour de 7,2 à 7,5, pipette 10 microlitres de la petite solution interférante de nanoparticules d’ARN sur les bandes d’essai de pH. Tout d’abord, préparez un échantillon dynamique de diffusion de lumière en filtrant un millilitre de petites nanoparticules d’ARN interférant à la concentration de 0,28 milligramme par millilitre à travers des filtres à seringues de taille pore de 0,45 micromètre dans une cuvette carrée de quartz ou de polystyrène. Enregistrez ensuite les mesures de la taille et de la charge de surface à l’aide d’un instrument dynamique de diffusion de la lumière selon les spécifications du fabricant.Pour confirmer la taille et la morphologie des petites nanoparticules interférantes d’ARN utilisant la microscopie électronique de transmission ajoutent d’abord cinq microlitres de petite solution de nanoparticule d’ARN interférant filtrée à 0,28 milligramme par millilitre à chaque grille de TEM. Placez les grilles à température ambiante pendant 60 secondes. Éponger à sec avec du papier filtre pendant trois secondes.Ensuite, ajoutez cinq microlitres de solution d’acétate d’uranyl à chaque grille et incubez pendant 20 secondes. Éponger sec pendant trois secondes. Ensuite, placez les grilles dans un dessiccateur pour sécher toute la nuit avant l’imagerie sous microscopie électronique de transmission.Pour effectuer le retardement de gel d’agarose, ajoutez d’abord deux grammes de poudre d’agarose de qualité électrophoresis à 100 millilitres de tampon 1X Tris-acétate-EDTA au pH huit dans un bécher pour produire 2% de gel d’agarose. Remuer pour suspendre l’agarose. Placer le bécher à découvert dans un four à micro-ondes pour chauffer pendant une à trois minutes jusqu’à ce que tout l’agarose soit dissous.Une fois refroidi, ajouter cinq microlitres de bromure d’éthidium à la concentration de 10 milligrammes par millilitre dans le bécher et bien mélanger. Verser ensuite l’agarose dans un bac à gel et déposer le peigne pour produire des puits. Laisser sécher le gel pendant 30 minutes.Retirez soigneusement le peigne pour laisser derrière vous les puits de chargement et versez le tampon 1X Tris-acétate-EDTA dans le bac à gel pour remplir jusqu’à la ligne de remplissage maximale. Placez ensuite deux aliquots microlitres de colorant de chargement sans SDS ou agents réducteurs sur le film de paraffine pour chaque petite formulation interférante de nanoparticules d’ARN à différents rapports d’azote à phosphate. Pipette pour mélanger 10 microlitres de petite solution interférante de nanoparticule d’ARN avec le colorant de chargement sur le film de paraffine.Ajouter le mélange aux puits de gel agarose. Branchez le système d’électrophoresis à une source d’alimentation et de tension à 100 volts pendant 35 minutes ou jusqu’à ce que les échantillons aient traversé 80% de la longueur du gel. Transférez le gel du plateau à un transilluminateur UV et visualisez les petites bandes d’ARN interférantes sur le transilluminateur UV selon les spécifications du fabricant.Déterminer le rapport azote/phosphate optimal en fonction de la disparition de petites bandes d’ARN interférantes au fond du gel. Pour abattre le gène modèle luciferase, les premières cellules exprimant la luciferase des graines dans une plaque à paroi noire de 96 puits avec DMEM en 10% FBS à une densité de 2000 cellules par puits. Placer la plaque dans un incubateur pendant la nuit pour permettre aux cellules d’adhérer.Le matin, retirez les médias et ajoutez 10 microlitres par puits de petites nanoparticules d’ARN interférant diluées dans le plein sérum pour une dernière petite concentration d’ARN interférant de 100 nanomolaires. Retournez les puits à l’incubateur pendant 24 heures pour traiter les cellules avec de petites nanoparticules d’ARN interférantes. Le lendemain, remplacez les médias par des supports sériques complets contenant 150 microgrammes par millilitre de D-luciferin.Incuber les cellules à température ambiante pendant cinq minutes avant de mesurer la luminescence sur un lecteur de plaque. Répétez ensuite le rafraîchissement médiatique deux fois avec des sérums frais et pleins sans D-luciferin, suivis de l’incubation pendant 24 heures. Remplacez le média par un sérum complet contenant 150 milligrammes par millilitre de D-luciferin et incubez à température ambiante pendant cinq minutes.Mesurez la luminescence au point de temps de 48 heures. Pour les études longitudinales, laisser le couvercle sur le dessus de la plaque de puits lorsqu’il est à l’extérieur de l’armoire de biosécurité pour maintenir les cellules dans des conditions stériles et poursuivre l’incubation après avoir remplacé les médias contenant de la luciferine par des supports frais et pleins. Les mesures dynamiques de diffusion de la lumière montrent que la petite nanoparticule d’ARN interférante a un diamètre moyen de 35 nanomètres.La présence d’un seul pic avec une largeur de pointe étroite indique une distribution nonimodale et une faible polydispersité. Les mesures de TEM confirment la mesure de taille de la diffusion dynamique de lumière suggère la présence d’une population uniforme de petites nanoparticules interférantes d’ARN et ont indiqué la morphologie sphérique des petites nanoparticules interférantes d’ARN. La concentration trop élevée de polymère dans l’étape de préparation a eu comme conséquence la petite nanoparticule interférante d’ARN deux dans le diamètre indésirable de plus de 200 nanomètres, une population multimodale et polydispersée, et des agrégats dans la solution formant aucune morphologie distincte de particule.Les deux petites nanoparticules d’ARN interférantes une et deux affichent une charge de surface neutre indiquée par des valeurs potentielles moyennes de zeta proches de zéro. L’essai de retardement de gel d’Agarose montre la disparition des petites bandes interférantes d’ARN au fond de gel qui indique la complexité du petit ARN interférant au polymère. Polymère complexé petit ARN interférant est incapable de migrer à travers le gel et est donc visualisé au sommet du gel à proximité des puits de chargement.Comme le rapport azote/phosphate est augmenté, la complexité de l’ARN interférant augmente, comme l’indique la diminution de l’intensité de la petite bande d’ARN interférant au fond du gel. La luciferase bioactive petite nanoparticule interférante d’ARN on montre l’activité significativement diminuée de luciferase par rapport au contrôle brouillé. En revanche, luciferase petite interférence ARN nanoparticule deux n’est pas considéré comme bioactif.Pour produire des nanoparticules de siRNA cohérentes aux propriétés physicochimiques souhaitées, il faut utiliser des solutions polymères avec des concentrations appropriées et valider le pH des solutions tampons à chaque étape du protocole. En utilisant ces méthodes dans notre recherche, nous avons été en mesure de produire des thérapies à base de nanoparticules siRNA pour des gènes cancérigènes auparavant dédruggables et de tester l’efficacité de ces thérapies dans des modèles précliniques de cancer du sein.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Formulation of Diblock Polymeric Nanoparticles through Nanoprecipitation Technique

Formulation de nanoparticules polymériques dibloc par la technique nanoprécipitation

Nanotechnology is a relatively new branch of science that involves harnessing the unique properties of particles that are nanometers in scale ...

Recherche

Bio-ingénierie

Evaluation of Polymeric Gene Delivery Nanoparticles by Nanoparticle Tracking Analysis and High-throughput Flow Cytometry

Évaluation de livraison Gene polymère nanoparticules d&#39;analyse de suivi par des nanoparticules et de cytométrie en flux à haut débit

Non-viral gene delivery using polymeric nanoparticles has emerged as an attractive approach for gene therapy to treat genetic diseases1 and as a ...

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Les cellules souches de programmation pour angiogenèse thérapeutique utilisant polymère biodégradable nanoparticules

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Fabrication microfluidique de fibres polymères et biohybrides avec une taille et une forme redessinées

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Harmonique nanoparticules régénératrice recherche

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Silicium poreux microparticules pour la livraison de siRNA Therapeutics

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