Name: blood collection through subclavian vein puncture in mice
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00
Duration: 6 min 3 s
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Diese Arbeit wurde durch das Stipendium der National Natural Science Foundation of China Nr. 81670269, Nr. 81500355 und Nr. 81500226 unterstützt.

Diese Studie wurde vom Zentralen Ethikausschuss der Süduniversität für Tierforschung vom Zweiten Xiangya-Krankenhaus (Changsha, China) genehmigt. Das Manuskript wurde nach ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments) Richtlinien 12 erstellt.
1. Material und Tier
<ol><li>Die notwendigen Materialien vorbereiten: 75% Ethanol, Klebeband, Epilationsmittel, 2 mL Rohr, 1,0 ml Spritze, verbunden mit Nadel (26G), elektronischer Skala, Heparin und Salz (siehe Materialtabelle). </li>
	<li>Tiere: Bereiten Sie 10 Kunm-Mäusen vor, 6-8 Wochen alt und mit einem Gewicht von 21,6-28,3 g (siehe Materialtabelle). Pflegen Sie Mäuse in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren 13.</li>
</ol>2. Anästhesie und Tierhaltung
<ol><li>Wiegen Sie die Maus, um die erforderliche Dosierung von Betäubungsmittel zu berechnen.</li>
	<li>Sodium pentobarbital (60 mg/kg) durch Intraperitonealeinspritzung injizieren, um eine Vollnarkose14 zu induzieren (Abbildung1). Tragen Sie zu Beginn des Eingriffs eine sterile Augenschmiersalbe auf, um Schäden an exponierten Augen zu verhindern. NOTE: Mäuse gelten als ausreichend betäubt, wenn sie keine motorische Reaktion auf die Prüfung des Pedalentnahmereflexes, der Heckklappe oder der Bauchspeicheldrüse zeigen.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in der Operationstabelle in einer Rückenlage und 2-4 cm vom Rand des Tisches entfernt, um Venenpunktion zu erleichtern (Abbildung 2). Fixieren Sie die Gliedmaßen in einer bequemen Position, wie in Abbildung2 gezeigt. Im gesamten Verfahren ist keine Intubation oder mechanische Beatmung erforderlich.</li>
	<li>Mit einem Wattestäbchen Epilationsmittel um den Infrarotraum auftragen.</li>
	<li>Drei Minuten später das Epilationsmittel mit einem nassen Wattestäbchen waschen, um das Fell und jeden sichtbaren Schmutz zu entfernen.</li>
	<li>Sterilisieren Sie den Infrarotraum mit 75% Ethanol und trocknen Sie dann mit sauberer Gaze.</li>
</ol>3. Subclavianische Venenpunktion und Blutentnahme
<ol><li>Identifizieren Sie die Lage des Clavic-Knochens und der überlegenen sternalen Fossa mit einem Finger.</li>
	<li>Finden Sie die Punktionsstelle in der Nähe der Mitte des Clavic-Knochens und kaudal zu ihm. Legen Sie den linken Zeigefinger seitlich an die Punktionsstelle, um Haut und Unterhautgewebe zu fixieren (Abbildung3).</li>
	<li>Bewegen Sie die Nadel nach oben und Kranial in Richtung der oberen sternalen Fossa. Wenn die Nadel in das Unterhautgewebe eindringt, bewegen Sie den Ringfinger der rechten Hand nach hinten, um einen negativen Druck zu bilden (Abbildung 3). Hinweis: Bei diesem Schritt sollte die Position des Bedieners ́s rechten Hand etwas niedriger sein als die Operationstabelle, um die Nadel nach oben zu bewegen und der horizontalen Ebene überlegen zu sein. Deshalb wird das Tier in der Nähe des Tisches abgestellt.</li>
	<li>Die Spritze nach vorne 3-4 mm bewegen, aber stoppen, wenn kein Blutabfluss in die Spritze ist. Dann langsam die Spritze zurückziehen und den negativen Druck darin halten. Meist würde das Blut bei der Rückzieherei in die Spritze gelangen.</li>
	<li>Sobald das Blut in die Spritze gelangt, fixieren Sie die Spritze und halten Sie den negativen Druck aufrecht, bis das erforderliche Blutvolumen (200 μL) in der Spritze gesammelt wird.</li>
	<li>Nach der Blutentnahme die Punktionsnadel zurückziehen und die Punktionsstelle mit einem Wattestäbchen leicht für 1-2 Minuten drücken, um die Blutung zu stoppen. Dann wieder Mäuse in den Käfig. NOTE: Gelegentlich konnte man das Blut bei seinem ersten Versuch nicht bekommen. Die Nadelrichtung seitlich anpassen und die Schritte 3.3-3.5 wiederholen. Wenn 3 Versuche, Blutprobe zu erhalten, auf die andere Seite wechseln.</li>
	<li>Die Blutprobe in ein hepariniertes Rohr übertragen.</li>
</ol>4. Mäuse Erholung
<ol><li>Während die Pentobarbital-Anästhesie in Kraft ist, wird die Geschwindigkeit durch Wärmebildung so schnell zurückgewonnen, bis sich die Maus wieder bewegt.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion.">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li><li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+(Mus+musculus).">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li><li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+in+unstressed,+conscious,+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein:+a+new+simplified+protocol.">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904 (2018).</li><li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters:+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage.">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians:+the+influence+of+technique+and+expertise.">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li><li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice.">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li><li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice.">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation.">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats.">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Research, I. f. L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the care and use of laboratory animals. , (1996).</li><li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo.">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li><li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice.">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System.">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li></ol>

Keiner erklärte.

Dieser Bericht stellt eine Erweiterung der bisherigen Forschung über die Blutentnahme durch die subklavische Venenpunktion bei Ratten11dar. Da die Maus das am häufigsten verwendete Forschungstier ist, wäre es wertvoll zu sehen, ob diese Technik auch auf Mäuse angewendet werden kann. Die Herausforderung ergibt sich aus dem relativ kleineren Durchmesser der subklavianischen Ader.
In der vorliegenden Forschung haben wir festgestellt, dass subklavische Punktion bei Mäusen ein praktikabler und zuverlässiger Weg ist, Blut zu sammeln. Im Vergleich zu den herkömmlichen Methoden wie Schwanzvenerschnitt oder orbitale Blutentnahme gibt es keine ethischen Fragen der gegenwärtigen Methode. Alle Tiere überlebten nach diesem Eingriff ohne flüssige Nahrungsergänzungsmittel nach rund 200 μL Blutentnahme, und die Tiere konnten für weitere experimentelle Untersuchungen verwendet werden. Theoretisch konnte die gesamte Probenvolumenextraktion nicht mehr als 10% des gesamten zirkulierenden Blutvolumens jedes Mal erreichen und das Gesamtvolumen eines erwachsenen Tieres beträgt 55 bis 70 mL/kg Körpergewicht5. Für die Mäuse, die bei dieser Forschung eingesetzt werden (21,6-28,3 g), sollte die maximale Volumenextraktion bei etwa 200 μL liegen. Wir haben also die Blutentnahme für jede Maus auf etwa 200 μL festgelegt. Die Unfähigkeit, Blutdruck, Herzfrequenz und andere Stressparameter zu messen, sind die Haupteinschränkungen dieses Berichts.
Eine ausreichende Vollnarkose ist ein weiteres wichtiges Thema, um den Erfolg der Punktion zu garantieren. Die Mäuse sollten während des Punktionsvorgangs ruhig bleiben, um das Risiko einer Verletzung des Gefäßes durch die Nadel zu vermeiden. Wir fanden heraus, dass Pentobarbital-Natrium bei 60 mg/kg für die Vollnarkose die ideale Anästhesietiefe erfüllen kann. Eine Kehrseite dieses Wirkstoffs ist die relativ lange Erholungszeit (durchschnittlich etwa 30 Minuten). In einigen Instituten wird die Iofluran-Inhalation für die kurze Genesungszeit verwendet und sollte als alternative Anästhesie-Wahl15in Betracht gezogen werden.
Der Ort der subklavianischen Ader ist in Abbildung4 dargestellt. Durch die dünne Wand und den niedrigen Druck in der Vene würde sich die vordere und hintere Wand der subklavianischen Vene unter dem Druck einer Nadel aneinander kleiden, während sich die Nadel vorwärts bewegt (Abbildung 5A). Während der Kolben langsam nach hinten gezogen wird, trennen sich die angeschlossenen Wände spontan, und die Nadelspitze könnte unter anhaltendem negativen Druck in die Spritze abfließen (Abbildung 5B). Die Verwendung eines Vakuum-Blutes 16 könnte auch die Blutentnahme begünstigen. Durch den relativ geringen Durchmesser der Mäuse subklavischer Ader kann es auch bei einem erfahrenen Bediener zu Ausfällen kommen. Für einen Anfänger empfehlen wir subclavianische Venenpunktion bei Ratten, wie berichtet11. Nach mehreren erfolgreichen Punktionsversuchen bei Ratten konnte die Erfolgsrate der subklavianischen Venenpunktion bei Mäusen deutlich gesteigert werden. Achten Sie darauf, dass der exakte Punktionsort nur kaudal bis zur Mitte des Clavic-Knochens ist. Die Nadel, die sich nach oben und Schädel zur überlegenen sternalen Fossa bewegt, sind weitere wichtige Punkte, um eine erfolgreiche Punktion zu gewährleisten.
Abschließend möchte ich sagen, dass die subklavianische Venenpunktion eine sichere und wirksame Methode zur Blutentnahme bei Mäusen ist. Neben dem Schneiden von Schwanzvenen und der Retro-Orbital-Plexus-Blutentnahme ist diese Methode machbar, sicher und geeignet für Beobachtungsuntersuchungen an mehreren Zeitpunkten bei Mäusen.

Die Blutentnahme von Mäusen ist in den meisten Forschungslabors unerlässlich. Die konventionellen Ansätze für die Blutentnahme bei Mäusen ist das Schneiden von Schwanzschnitten, wenn weniger als 100 μL Probenarbeit benötigt wird1. Wenn jedoch mehr als 100 μL Blut zu einem nicht endrechtlichen Zeitpunkt benötigt werden, sind Retroorbitale, submandibuläre Blutungen oder submentale Blutentnahme die am häufigsten als Technikenangesehen 2. In einigen Fällen wurde die juguläre Venenkatheterisierung durch einen chirurgischen Schnittals alternative Methode 3übernommen.
Dennoch sind die oben genannten Methoden schädlich für die Mäuse. Nach bestem Wissen und Gewissen wird die Rückschrockmethode wegen des möglichen Risikos von Komplikationen4,5nichtallgemein akzeptiert. Operationsbedingtes Trauma geschieht nicht nur im sichtbaren Bereich6,7,sondernauch tief in der Umlaufbahn6. Außerdem ist submandibuläre Blutentnahmestressig 8 und könnte mit übermäßigen Blutungen2,9verbundensein. Auf der Grundlage unserer bisherigen Forschungen10,11stellenwir hier eine neue Strategie für die Blutentnahme aus subklathischer Ader in Mäusen vor. Die Sicherheit, Machbarkeit und das gewonnene Blutvolumen mit dieser Technik werden vorgestellt und diskutiert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1143px;" width="1144">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:374px;">1.0 mL syringe</td>
			<td style="width:576px;">Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td>
			<td style="width:130px;">20163151593</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">75% ethanol</td>
			<td>Department of Pharmacy, The Second Xiangya Hospital of Central South University</td>
			<td colspan="2">made in Department of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">adhesive tape</td>
			<td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Germany)</td>
			<td>1534-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">canvas gloves</td>
			<td>for anesthesia</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">electronic scale</td>
			<td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, Guangdong Province, China)</td>
			<td>KP-3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">epilating agent</td>
			<td>France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, Guangdong Province, China)</td>
			<td>8281744</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">heparin (used concentration 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU)</td>
			<td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China)</td>
			<td>H32025851</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">mice</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, Hunan Province, China)&#160;</td>
			<td>Kunming spcies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">needle, 26G, 0.45 mm x 16 mm</td>
			<td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td>
			<td>20163151593</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pentobarbital sodium (used solution 1%)</td>
			<td>Merck</td>
			<td>P-010-1ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">physiological saline, 100 mL</td>
			<td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, Hunan Province,China)</td>
			<td>H43020454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">stastical software</td>
			<td>International Business Machines</td>
			<td>SPSS Statistics 25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">tube, 2 mL</td>
			<td>Hubei Jinxing Technology &#38; Development Co. Ltd (Wuhan Hubei Province, China)</td>
			<td>MCT-150-C</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

blood collection through subclavian vein puncture in mice

Die Maus ist das wichtigste Säugetiermodell für die Untersuchung menschlicher Krankheiten und der menschlichen Gesundheit. Die Blutprobe von Mäusen ist jedoch eine Herausforderung in der Forschungsarbeit. Die Nagelblutentnahme ist eine beliebte Methode, wenn eine kleine Menge Blutprobe benötigt wird. Orbitale Arterie könnte in Betracht gezogen werden, wenn eine große Menge Blut benötigt wird, aber diese Blutentnahme Methode hat ethische Fragen. Früher haben wir die Machbarkeit und Sicherheit der Blutprobenentnahme durch subklavianische Venenpunktion bei Ratten unter Beweis gestellt, und hier untersuchen wir, ob diese Methode bei Mäusen eingesetzt werden kann. Wir berichten, dass diese Methode für die Blutentnahme von Mäusen sicher und praktisch ist. Die Blutentnahme durch die subklavianische Venenpunktion bei Mäusen kann eine praktische Methode in der täglichen Forschung sein.

Wir haben diese Prozedur in 10 Kunm-Mäusen wiederholt (männlich n = 5, weiblich n = 5, Gewicht 25,4 ± 2,0 g). Neun Verfahren waren auf der rechten Seite erfolgreich. Ein Fall scheiterte innerhalb von 3 Versuchen auf der rechten Seite und die Blutentnahme gelang auf der linken Seite. Der Zeitverlauf (von der Punktion bis zur Erlangung des erforderlichen Blutvolumens) lag zwischen 35-126 Sekunden (durchschnittlich 68,4 ± 26,4 s). Das Volumen der Blutentnahme wurde auf rund 200 μL (durchschnittlich 203 ± 11,6 μL) eingestellt. Die Blutentnahme gelang innerhalb von 1 bis 4 Versuchen. Blutproben gelang beim ersten Versuch in zwei Mäusen und nach 4 Versuchen in einer Maus; Die Probenahme nahm 2-3 Versuche bei den anderen Mäusen. Alle Daten wurden in Tabelle 1dargestellt. Alle Tiere überlebten und erholten sich innerhalb von 30 Minuten nach der Blutentnahme. Es gab keinen signifikanten Unterschied zwischen den Geschlechtern bei allen beobachteten Parametern (Tabelle 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg"> Bild 1 : Vollnarkose durch intraperitoneale Injektion <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg"> Bild 2 : Die supine Position der Maus. Beachten Sie, dass der Abstand zwischen Rand und Maus 2-4 cm beträgt <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg"> Bild 3 : Die Punktionsstelle und die Haltung der Hände des Bedieners. Beachten Sie, dass sich der Ringfinger der rechten Hand rückwärts bewegt, um negativen Druck zu bilden. Die linke Hand wird seitlich an die Punktionsstelle gelegt, um die Haut und das Unterhautgewebe zu fixieren. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg"> Bild 4 : Die Lage der subklavischen Ader, der Clavic-Knochen und der überlegenen sternalen Fossa. Die subklavianische Vene leitet sich unter den Clavic-Knochen und münden unter dem überlegenen sternförmigen Fossa in die überlegene Vena Cava. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg"> Bild 5 : Das Verhältnis zwischen Gefäßwand und Nadel während des Eingriffs. (A) Die Wände der subklavianischen Vene hängen aneinander, wenn sich die Nadel vorwärts bewegt, so dass kein Blut herausgezogen werden konnte. B) Während man die Nadel rückwärts zieht, trennen sich die Wände voneinander und das Blut konnte herausgezogen werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>veränderlich</td>
			<td>Total (n=10)</td>
			<td>Männlich (n=5)</td>
			<td>Hündin (n=5)</td>
			<td>P Wert</td>
		</tr>
<tr>
<td>Körpergewicht (g)</td>
			<td>25,3 ± 2,2</td>
			<td>25,3 ± 3,0</td>
			<td>25.4 ± 1.3</td>
			<td>0.926</td>
		</tr>
<tr>
<td>Blutvolumen (μL)</td>
			<td>203,0 ± 11,6</td>
			<td>208 ± 13,0</td>
			<td>198 ± 8,4</td>
			<td>0,187</td>
		</tr>
<tr>
<td>Zeitkurse (n)</td>
			<td>68,4 ± 26,4</td>
			<td>70,6 ± 35,1</td>
			<td>66,2 ± 18,0</td>
			<td>0.809</td>
		</tr>
<tr>
<td>Auszahlungen</td>
			<td>2,3 ± 0,9</td>
			<td>2,4 ± 1,1</td>
			<td>2,2 ± 0,8</td>
			<td>0.760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Es gab keine signifikanten Geschlechtsunterschiede für alle beobachteten Parameter, alle P-Wert & gt;0.05.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Beobachtete Parameter zwischen den Geschlechtern

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Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

Blutentnahme durch Subclavian-Vein-Punktion in Mäusen

Hier stellen wir ein Protokoll vor, mit dem Blutproben aus der subklavischen Vene von Mäusen entnommen werden können.

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Blutentnahme durch subklavische Venenpunktion bei Mäusen. Die Blutprobenentnahme von Mäusen ist in den meisten Forschungslabors unerlässlich. Die herkömmlichen Ansätze für die Blutentnahme bei Mäusen sind Schwanzschneiden, wenn weniger als 100 Mikroliter Proben benötigt werden.Wenn jedoch mehr als 100 Mikroliter Blut zu einem nicht-terminalen Zeitpunkt benötigt werden, sind retroorbitale, submandibuläre Blutungen oder submentale Blutentnahme die am häufigsten in Betracht gezogenen Techniken. An einigen Stellen wurden die Jugularvenenschnitt oder Katheterisierung als alternative Methoden angenommen. Dennoch sind die oben genannten Methoden für Mäuse verletzend.Auf der Grundlage unserer formalen Forschungen führen wir hier eine neue wirtschaftliche und schonende Strategie für die Blutentnahme aus subklavischer Vene bei Mäusen ein. Die Sicherheit und Machbarkeit, und erhaltene Blutvolumen mit dieser Technik, werden vorgestellt und diskutiert. Nach der Vollnarkose, legen Sie die Maus in supine Position.Reinigen Sie den Infraklavenraum mit 75% Ethanol. Bestätigen Sie das Schlüsselbein und die suprasternale Fossae vor der Punktion. Identifizieren Sie die Punktionsstelle in der Mitte des Schlüsselbeins.Bewegen Sie die Nadeln überlegen und nach oben in Richtung der suprasternalen Fossae, nur nachträbe zum Schlüsselbein. Nachdem Sie drei bis vier Millimeter nach vorne bewegt haben, halten Sie den Unterdruck in der Spritze und ziehen Sie die Nadel langsam zurück. Blut wird während des Entzugs in die Spritze abfließen.Nach der Blutentnahme die Punktionsstelle ein bis zwei Minuten lang weich drücken, um die Blutung zu stoppen. Bereiten Sie benötigte Materialien vor, einschließlich 75% Ethanol, Klebeband, Epiliermittel, Tuben, 1,0 Milliliter Spritze, die mit Nadel, elektronischer Waage, Heparin und Saline verbunden sind. Nach zufriedenstellender Vollnarkose, legen Sie die Maus auf den Operationstisch in Supine-Position, und zwei bis vier Zentimeter vom Rand des Tisches entfernt, um Venenpunktion zu erleichtern.Befestigen Sie die Gliedmaßen in einer bequemen Position, wie in Abbildung 2 dargestellt. Im gesamten Verfahren war keine Intubation oder mechanische Belüftung erforderlich. Epilierendes Mittel um den Infraclavularraum mit Wattestäbchen auftragen.Drei Minuten später das Epilatierungsmittel mit nassem Wattestäbchen waschen, um das Fell und sichtbaren Schmutz zu entfernen. Sterilisieren Sie den infraclavicularen Raum mit 75% Ethanol, und dann mit sauberer Gaze trocknen. Identifizieren Sie die Position von Schlüsselbein und suprasternalen Fossae mit einem Finger.Suchen Sie die Punktionsstelle, in der Nähe der Mitte des Schlüsselbeins, und gefangen auf sie. Setzen Sie den linken Zeigefinger seitlich an die Punktionsstelle, um die Haut und das Unterhautgewebe zu fixieren. Bewegen Sie die Nadel nach oben in einer Schädellag in Richtung der suprasternalen Fossae.Sobald die Nadel in das Unterhautgewebe gelangt, muss sich der Ringfinger der rechten Hand rückwärts bewegen, um unterdruck zu sein. Bewegen Sie die Spritze für drei bis vier Millimeter vorwärts, aber stoppen Sie, wenn kein Blutabfluss in die Spritze vorhanden ist. Ziehen Sie dann langsam die Spritze zurück und halten Sie den Unterdruck darin.In den meisten Fällen gelangt das Blut im Verlauf des Zurückziehens in die Spritze. Sobald das Blut in die Spritze gelangt, fixieren Sie die Spritze und halten Sie den Unterdruck, bis das erforderliche Blutvolumen in der Spritze entnommen ist. Nach der Blutentnahme ziehen Sie die Punktionsnadel zurück und drücken Sie die Punktionsstelle mit Wattestäbchen ein bis zwei Minuten lang leicht, um die Blutung zu stoppen, und schicken Sie dann Mäuse zurück in die Käfige.Übertragen Sie die Blutprobe in unsere Heparin-Röhre. Wir wiederholten dieses Verfahren bei 10 Quimi-Mäusen. Neun Verfahren waren auf der rechten Seite erfolgreich.Ein Fall scheiterte innerhalb von drei Versuchen auf der rechten Seite, und die Blutentnahme gelang auf der linken Seite. Der Zeitverlauf lag zwischen 35 und 126 Sekunden. Das Blutentnahmevolumen wurde auf rund 200 Mikroliter festgelegt.Die Blutentnahme gelang mit einem bis vier Versuchen. Die Blutentnahme war beim ersten Versuch bei zwei Mäusen und bei vier Versuchen mit einer Maus bei zwei bis drei Versuchen bei anderen Mäusen erfolgreich. Alle Daten sind in Tabelle 1 dargestellt.Alle Tiere überlebten und erholten sich innerhalb von 30 Minuten nach der Blutentnahme. Es gab keinen signifikanten Unterschied zwischen Geschlecht für alle beobachteten Parameter. Zusammenfassend ist die subklavische Venenpunktion eine sichere und wirksame Methode zur Blutentnahme bei Mäusen.Neben dem Schwanzvenenschneiden und der retroorbitalen Plexusblutentnahme ist diese Methode machbar und eignet sich für Beobachtungsforschungen an mehreren Zeitpunkten bei Mäusen.

Research

JoVE Journal

Medicine

Dried Blood Spot Collection of Health Biomarkers to Maximize Participation in Population Studies

Trockenblut Sammlung von Gesundheits-Biomarker zur Teilnahme am Bevölkerungsstudien maximieren

Biomarkers are directly-measured biological indicators of disease, health, exposures, or other biological information. In population and social sciences, ...

Forschung

Medizin

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Wiederholte Blutentnahme aus Tail Vene nicht betäubt Ratten mit einem Vakuum Blut-Sammelsystem

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Vene subclavia Punktion als eine Alternative Methode zur Probe Blutentnahme bei Ratten

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Quantitative Analysis of Cellular Composition in Advanced Atherosclerotic Lesions of Smooth Muscle Cell Lineage-Tracing Mice

Quantitative Analyse der zellulären Zusammensetzung in fortgeschrittene atherosklerotische Läsionen der glatten Muskulatur Zelle Abstammung-Tracing Mäuse

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel ...

Simultaneous Flow Cytometric Characterization of Multiple Cell Types Retrieved from Mouse Brain/Spinal Cord Through Different Homogenization Methods

Gleichzeitige zytometrische Charakterisierung mehrerer Zelltypen, die durch verschiedene Homogenisierungsmethoden aus dem Maushirn/Spinalcord abgerufen wurden

Recent advances in viral vector and nanomaterial sciences have opened the way for new cutting-edge approaches to investigate or manipulate the central ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Minimierung der Venenblutung nach der Infusion während der intrahepatischen Inseltransplantation bei Mäusen

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Wiederholte Blutentnahme aus der Vena subclavia einer bewussten Ratte

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Comparative Study of Blood Collection Techniques in Rats

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Context Dependent Blood Collection Methods in Rats (Video) | JoVE

Modifizierte Schwanzvenen- und Penisvenenpunktion zur Blutentnahme im Rattenmodell

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...