Name: blood collection through subclavian vein puncture in mice
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00
Duration: 6 min 3 s
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Este trabalho foi apoiado pela concessão da Fundação Nacional da ciência natural da China no. 81670269, no. 81500355 e no. 81500226.

Este estudo foi aprovado pelo Comitê de ética da Universidade Central do Sul para pesquisa animal do segundo hospital Xiangya (Changsha, China). O manuscrito foi elaborado de acordo com as diretrizes do ARRIVE (pesquisa animal: relato de experimentos in vivo)12.
1. material e animal
<ol><li>Prepare os materiais necessários: 75% de etanol, fita adesiva, agente epilante, tubo de 2 mL, seringa de 1,0 mL conectada com agulha (26G), balança eletrônica, heparina e soro fisiológico (ver tabela de materiais).</li>
	<li>Animais: Prepare 10 camundongos Kunming, com 6-8 semanas de idade e pesando 21,6-28,3 g (ver tabela de materiais). Manter camundongos de acordo com o guia para o cuidado e uso de animais de laboratório13.</li>
</ol>2. anestesia e posicionamento dos animais
<ol><li>Pesar o mouse para calcular a dosagem necessária de agente anestésico.</li>
	<li>Injetar pentobarbital sódico (60 mg/kg) através de injeção intraperitoneal para induzir anestesia geral14 (Figura 1). Aplique uma pomada de lubrificação ocular estéril no início do procedimento para evitar danos aos olhos expostos. Nota: os ratos são considerados suficientemente anestesiados quando não mostram nenhuma resposta motora ao teste do reflexo de retirada do pedal, pitada de cauda ou pitada de pele abdominal.</li>
	<li>Coloque o mouse na mesa de operação em uma posição supina e 2-4 cm de distância da borda da mesa para facilitar a punção da veia (Figura 2). Fixar os membros em uma posição confortável como mostrado na Figura 2. Não é necessária intubação ou ventilação mecânica em todo o procedimento.</li>
	<li>Aplique o agente epilante em torno do espaço infraclavicular com um cotonete.</li>
	<li>Três minutos depois, lave o agente depilatório com um cotonete de algodão molhado para remover a pele e qualquer sujeira visível.</li>
	<li>Esterilize o espaço infraclavicular com 75% de etanol e depois seque com gaze limpa.</li>
</ol>3. punção da veia subclávia e coleta de sangue
<ol><li>Identifique a localização do osso da clavícula e da fossa esternal superior com um dedo.</li>
	<li>Localize o local de punção perto do meio do osso da clavícula e caudal para ele. Colocar o dedo indicador esquerdo lateral no local da punção para fixar a pele e o tecido subcutâneo (Figura 3).</li>
	<li>Mova a agulha para cima e cranialmente em direção à fossa esternal superior. Uma vez que a agulha entra no tecido subcutâneo, mova o dedo anelar da mão direita para trás para formar uma pressão negativa (Figura 3). Nota: durante esta etapa, a posição do righthand do operador deve ser ligeiramente mais baixa do que a tabela de operação para fazer a agulha mover-se para cima e superior ao plano horizontal. É por isso que o animal é colocado perto da borda da mesa.</li>
	<li>Mova a seringa para a frente 3-4 mm, mas pare se não houver dreno de sangue na seringa. Em seguida, lentamente, retirar a seringa e manter a pressão negativa nele. Na maioria das vezes, o sangue iria entrar na seringa quando o desenho de volta.</li>
	<li>Uma vez que o sangue entra na seringa, fixar a seringa e manter a pressão negativa até que o volume necessário (200 μL) de sangue é coletado na seringa.</li>
	<li>Após a coleta de sangue, retire a agulha de punção e pressione o local da punção com um cotonete ligeiramente por 1-2 minutos para parar o sangramento. Então, devolva os ratos para a gaiola. Nota: ocasionalmente, não se conseguiu obter o sangue na sua primeira tentativa. Ajuste a direção da agulha lateralmente e repita as etapas 3.3-3.5. Se 3 tentativas não conseguirem obter amostra de sangue, mude para o outro lado.</li>
	<li>Transfira a amostra de sangue para um tubo heparinizado.</li>
</ol>4. recuperação de camundongos
<ol><li>Enquanto a anestesia pentobarbital está em vigor, velocidade de recuperação, proporcionando suporte de calor até que o mouse está se movendo novamente.</li>
</ol>

<ol>
	<li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion.">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li><li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+(Mus+musculus).">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li><li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+in+unstressed,+conscious,+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein:+a+new+simplified+protocol.">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904 (2018).</li><li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters:+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage.">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology &amp; Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians:+the+influence+of+technique+and+expertise.">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li><li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice.">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li><li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice.">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation.">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li><li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats.">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Research, I. f. L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the care and use of laboratory animals. , (1996).</li><li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo.">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li><li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice.">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li><li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System.">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li></ol>

Nenhum declarou.

Este relato representa uma extensão da pesquisa prévia sobre a amostragem de sangue através da punção da veia subclávia em ratos11. Como o mouse é o animal de pesquisa mais comumente usado, seria valioso para ver se esta técnica também pode ser aplicada a camundongos. O desafio vem do diâmetro relativamente menor da veia subclávia.
Na presente pesquisa, verificou-se que a punção subclávia em camundongos é uma forma viável e confiável de coletar sangue. Em comparação com os métodos convencionais, como o corte da veia da cauda ou a coleta de sangue orbital, não há questões éticas do presente método. Todos os animais sobreviveram após este procedimento sem suplementos líquidos após cerca de 200 μL de extração de sangue, e os animais podiam ser usados para estudos experimentais posteriores. Teoricamente, a extração total do volume amostral não pôde atingir mais de 10% do volume sanguíneo circulante total de cada vez e o volume total de um animal adulto é de 55 a 70 mL/kg de peso corporal5. Para os camundongos utilizados nesta pesquisa (21,6-28,3 g), a extração do volume máximo deve ser de cerca de 200 μL. Assim, definimos a quantidade de amostragem de sangue em torno de 200 μL para cada rato. A incapacidade de medir a pressão arterial, frequência cardíaca e outros parâmetros de estresse são as principais limitações deste relatório.
Anestesia geral suficiente é outra questão importante para garantir o sucesso da punção. Os camundongos devem permanecer quietos durante o procedimento de punção para evitar o risco de ferir o vaso pela agulha. Nós encontramos que o sódio de pentobarbital em 60 MGS/quilograma para a anestesia geral poderia satisfazer a profundidade ideal da anestesia. Uma desvantagem deste agente é o tempo de recuperação relativamente longo (média de cerca de 30 minutos). Em alguns institutos, a inalação de isoflurano é utilizada para o curto tempo de recuperação e deve ser levada em consideração como escolha alternativa de anestesia15.
A localização da veia subclávia é mostrada na Figura 4. Por causa da parede fina e baixa pressão na veia, a parede anterior e posterior da veia subclávia se anexaria um ao outro a pressão de uma agulha, enquanto a agulha está se movendo para a frente (Figura 5a). Ao retirar o êmbolo lentamente para trás, as paredes anexadas se separarão espontaneamente, e a ponta da agulha pode entrar na verdadeira cavidade do vaso e o sangue pode drenar para a seringa pressão negativa sustentada (Figura 5b). O uso de um sistema de coleta de sangue a vácuo16 também pode favorecer a coleta de sangue. Devido ao diâmetro relativamente pequeno da veia subclávia dos ratos, pode haver falhas mesmo para um operador experiente. Para um novato, nós recomendamos a punctura da veia subclávia nos ratos como relatado11. Após várias tentativas de punção com sucesso em ratos, a taxa de sucesso da punção da veia subclávia em camundongos poderia ser significativamente melhorada. Certifique-se de que o local exato de punção é apenas caudal para o meio do osso da clavícula. A agulha que se move para cima e craniano para a fossa esternal superior são outros pontos-chave para garantir uma punção bem-sucedida.
Em conclusão, a punção da veia subclávia é um método seguro e efetivo para coleta de sangue em camundongos. Além do corte da veia da cauda e da coleta do sangue do plexo retro-orbital, este método é viável, seguro, e apropriado para pesquisas observacionais em diversos pontos do tempo nos ratos.

Coleta de amostras de sangue de camundongos é essencial na maioria dos laboratórios de pesquisa. As abordagens convencionais para coleta de sangue em camundongos são o corte da cauda quando menos de 100 μL de amostra é necessária1. No entanto, se mais de 100 μL de sangue forem exigidos em um ponto de tempo não terminal, o sangramento retroorbital, submandibular ou a coleta de sangue submental são as técnicas mais comumente consideradas2. Em algumas ocasiões, o cateterismo da veia jugular por meio de incisão cirúrgica foi adotado como método alternativo3.
No entanto, os métodos acima são prejudiciais para os camundongos. Ao melhor de nosso conhecimento, o método retroorbital não é amplamente aceito por causa do risco potencial de complicações4,5. O trauma relacionado à operação não só acontece na área visível6,7, mas também no fundo da órbita6. Além disso, a coleta de sangue submandibular é estressante8 e pode estarassociada a sangramento excessivo1,9. Com base em nossa pesquisa anterior10,11, apresentamos aqui uma nova estratégia para coleta de sangue a partir da veia subclávia em camundongos. A segurança, a viabilidade, e o volume sanguíneo obtido com esta técnica são apresentados e discutidos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1143px;" width="1144">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:374px;">1.0 mL syringe</td>
			<td style="width:576px;">Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td>
			<td style="width:130px;">20163151593</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">75% ethanol</td>
			<td>Department of Pharmacy, The Second Xiangya Hospital of Central South University</td>
			<td colspan="2">made in Department of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">adhesive tape</td>
			<td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Germany)</td>
			<td>1534-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">canvas gloves</td>
			<td>for anesthesia</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">electronic scale</td>
			<td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, Guangdong Province, China)</td>
			<td>KP-3000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">epilating agent</td>
			<td>France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, Guangdong Province, China)</td>
			<td>8281744</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">heparin (used concentration 10 U/mL, 2 mL, 12500 IU)</td>
			<td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China)</td>
			<td>H32025851</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">mice</td>
			<td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, Hunan Province, China)&#160;</td>
			<td>Kunming spcies</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">needle, 26G, 0.45 mm x 16 mm</td>
			<td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, Shandong Province, China)</td>
			<td>20163151593</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pentobarbital sodium (used solution 1%)</td>
			<td>Merck</td>
			<td>P-010-1ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">physiological saline, 100 mL</td>
			<td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, Hunan Province,China)</td>
			<td>H43020454</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">stastical software</td>
			<td>International Business Machines</td>
			<td>SPSS Statistics 25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">tube, 2 mL</td>
			<td>Hubei Jinxing Technology &#38; Development Co. Ltd (Wuhan Hubei Province, China)</td>
			<td>MCT-150-C</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

blood collection through subclavian vein puncture in mice

O rato é o principal modelo de mamíferos para estudar doenças humanas e saúde humana. No entanto, coleta de amostras de sangue de camundongos é desafiador no trabalho de pesquisa. A coleta de sangue da cauda é um método popular quando uma pequena quantidade de amostra de sangue é necessária. Artéria orbital pode ser considerada se uma grande quantidade de sangue é necessária, mas este método de coleta de sangue tem problemas éticos. Anteriormente, demonstramos a viabilidade e segurança da coleta de amostras de sangue por punção da veia subclávia em ratos, e aqui investigamos se esse método pode ser utilizado em camundongos. Nós relatamos que este método é seguro e prático para a coleção do sangue nos ratos. A coleta de sangue através da punção da veia subclávia em camundongos pode ser um método conveniente em trabalhos de pesquisa diários.

Repetimos este procedimento em 10 camundongos Kunming (masculino n = 5, feminino n = 5, peso 25,4 ± 2,0 g). Nove procedimentos sucederam no lado direito. Um caso falhou dentro de 3 tentativas no lado direito e a coleção do sangue sucedeu no lado esquerdo. O curso de tempo (de punção para obtenção do volume sanguíneo exigido) variou entre 35-126 segundos (média de 68,4 ± 26,4 s). O volume de coleta de sangue foi fixado em cerca de 200 μL (média de 203 ± 11,6 μL). A coleção do sangue sucedeu dentro de 1 a 4 tentativas. A amostragem do sangue sucedeu na primeira tentativa em dois ratos e após 4 tentativas em um rato; a amostragem tomou 2-3 tentativas nos outros ratos. Todos os dados foram ilustrados na tabela 1. Todos os animais sobreviveram e recuperaram dentro de 30 minutos após a amostragem de sangue. Não houve diferença significante entre os sexos para todos os parâmetros observados (tabela 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg"> Figura 1 : Anestesia geral através de injeção intraperitoneal <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg"> Figura 2 : A posição supina do mouse. Observe a distância entre a margem eo mouse é 2-4 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg"> Figura 3 : O local de punção e a postura das mãos do operador. Note que o dedo anelar da mão direita se move para trás para formar a pressão negativa. A mão esquerda é colocada lateralmente ao local da punção para fixar a pele e os tecidos subcutâneos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg"> Figura 4 : A localização da veia subclávia, clavícula óssea e fossa esternal superior. A veia subclávia percorre o osso da clavícula e drena para a veia cava superior a fossa esternal superior. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg"> Figura 5 : A relação entre a parede do vaso e a agulha durante o procedimento. (A) as paredes da veia subclávia se unem à medida que a agulha avança, de modo que nenhum sangue pode ser retirado. (B) ao retirar a agulha para trás, as paredes se separam umas das outras e o sangue pode ser retirado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">Estale por favor aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Variável</td>
			<td>Total (n = 10)</td>
			<td>Masculino (n = 5)</td>
			<td>Fêmea (n = 5)</td>
			<td>Valor de P</td>
		</tr>
<tr>
<td>Peso corporal (g)</td>
			<td>25,3 ± 2,2</td>
			<td>25,3 ± 3,0</td>
			<td>25,4 ± 1,3</td>
			<td>0,926</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volume sanguíneo (μL)</td>
			<td>203,0 ± 11,6</td>
			<td>208 ± 13,0</td>
			<td>198 ± 8,4</td>
			<td>0,187</td>
		</tr>
<tr>
<td>Curso (s) de tempo</td>
			<td>68,4 ± 26,4</td>
			<td>70,6 ± 35,1</td>
			<td>66,2 ± 18,0</td>
			<td>0,809</td>
		</tr>
<tr>
<td>Retiradas</td>
			<td>2,3 ± 0,9</td>
			<td>2,4 ± 1,1</td>
			<td>2,2 ± 0,8</td>
			<td>0,760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Não houve diferenças significativas de sexo para todos os parâmetros observados, todos os valores de P > 0,05.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1: parâmetros observados entre os sexos

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Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

Coleta de sangue por punção da veia subclávia em camundongos

Aqui, apresentamos um protocolo para tirar amostras de sangue da veia subclávia de camundongos.

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Coleta de sangue através de punção venosa subclávia em camundongos. A coleta de amostras de sangue de camundongos é essencial na maioria dos laboratórios de pesquisa. As abordagens convencionais para coleta de sangue em camundongos são o corte de cauda, quando menos de 100 amostras de microliter são necessárias.No entanto, se mais de 100 microliteres de sangue são necessários em um ponto de tempo não terminal, sangramento retro-orbital, submandibular ou coleta de sangue submental, são as técnicas mais comumente consideradas. Em alguns locais, a incisão venosa jugular ou cateterismo foram adotados como métodos alternativos. No entanto, os métodos acima são dolorosos para os ratos.Com base em nossas pesquisas formais, aqui introduzimos uma nova estratégia econômica e suave para a coleta de sangue da veia subclávia em camundongos. A segurança e a viabilidade, e o volume sanguíneo obtido com esta técnica, são apresentados e discutidos. Após anestesia geral, deite o rato em posição supina.Limpe o espaço infraclavicular com 75% de etanol. Confirme a clavícula e a fossa suprasternal antes da punção. Identifique o local da punção no meio da clavícula.Mova as agulhas superior e para cima em direção ao fossae suprasternal, apenas posterior para a clavícula. Depois de mover de três a quatro milímetros para a frente, mantenha a pressão negativa na seringa, e lentamente puxe a agulha de volta. O sangue vai drenar para a seringa durante o curso da retirada.Após a coleta de sangue, pressione o local da punção suavemente por um a dois minutos para parar de sangrar. Prepare os materiais necessários, incluindo 75% de etanol, fita adesiva, agente de depilação, tubos, seringa de 1,0 mililitro conectada com agulha, balança eletrônica, heparina e soro fisiológico. Após anestesia geral satisfatória, coloque o mouse sobre a mesa de operação em posição supina, e de dois a quatro centímetros de distância da borda da mesa para facilitar a punção venosa.Fixar os membros em uma posição confortável, como mostrado na Figura 2. Não foi necessária intubação ou ventilação mecânica em todo o procedimento. Aplique agente depilação ao redor do espaço infraclavicular com cotonete.Três minutos depois, lave o agente de depilação com cotonete molhado, para remover a pele e qualquer sujeira visível. Esterilize o espaço infraclavicular com 75% de etanol e, em seguida, seque com gaze limpa. Identifique a localização do osso da clavícula e fossae suprasternal com um dedo.Localize o local da punção, perto do meio do osso da clavícula, e preso nele. Coloque o dedo indicador esquerdo lateral no local da punção para fixar a pele e o tecido subcutâneo. Mova a agulha para cima em um cranial deitado em direção ao fossae suprasternal.Uma vez que a agulha entre no tecido subcutâneo, o dedo anelar da mão direita deve mover-se para trás para formar pressão negativa. Mova-se para a frente da seringa por três a quatro milímetros, mas pare se não houver drenagem de sangue na seringa. Em seguida, lentamente retirar a seringa, e manter a pressão negativa nele.Na maioria das ocasiões, o sangue entrará na seringa no curso do recuo. Uma vez que o sangue entre na seringa, conserte a seringa, e mantenha pressão negativa, até que o volume de sangue seja coletado na seringa. Após a coleta de sangue, retire a agulha de perfuração, e pressione o local da punção com cotonete ligeiramente por um a dois minutos para parar de sangrar, em seguida, enviar ratos de volta para gaiolas.Transfira a amostra de sangue para o nosso tubo de heparina. Repetimos este procedimento em 10 ratos Quimi. Nove procedimentos foram bem sucedidos no lado direito.Um caso falhou em três tentativas no lado direito, e a coleta de sangue foi bem sucedida no lado esquerdo. O tempo de curso variou entre 35 e 126 segundos. O volume de coleta de sangue foi definido para cerca de 200 microliters.A coleta de sangue foi sucedida com uma a quatro tentativas. A amostragem de sangue teve sucesso na primeira tentativa em dois camundongos, e em quatro tentativas em um rato, em duas ou três tentativas em outros camundongos. Todos os dados foram ilustrados na Tabela 1.Todos os animais sobreviveram e se recuperaram 30 minutos após a amostragem de sangue. Não houve diferença significativa entre sexo para todos os parâmetros observados. Em conclusão, a punção venosa subclávia é um método seguro e eficaz para a coleta de sangue em camundongos.Além do corte da veia da cauda e da coleta de sangue plexo retro-orbital, este método é viável e adequado para pesquisas observacionais em vários pontos de tempo em camundongos.

Research

JoVE Journal

Medicine

Dried Blood Spot Collection of Health Biomarkers to Maximize Participation in Population Studies

Secas Coleta de Sangue Mancha de Biomarcadores de saúde para maximizar a participação em Estudos Populacionais

Biomarkers are directly-measured biological indicators of disease, health, exposures, or other biological information. In population and social sciences, ...

Medicina

Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Repetiu a coleta de sangue da veia da cauda de ratos não anestesiados com um sistema de coleta de sangue do vácuo

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Punção da veia subclávia como um método alternativo de coleta de amostra de sangue em ratos

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Quantitative Analysis of Cellular Composition in Advanced Atherosclerotic Lesions of Smooth Muscle Cell Lineage-Tracing Mice

Análise quantitativa da composição celular em lesões ateroscleróticas avançadas de ratos de rastreamento de linhagem celular músculo liso

Atherosclerosis remains the leading cause of death worldwide and, despite countless preclinical studies describing promising therapeutic targets, novel ...

Simultaneous Flow Cytometric Characterization of Multiple Cell Types Retrieved from Mouse Brain/Spinal Cord Through Different Homogenization Methods

Caracterização citométrica de fluxo simultâneo de múltiplos tipos de células recuperadas do cérebro do camundongo/medula espinhal através de diferentes métodos de homogeneização

Recent advances in viral vector and nanomaterial sciences have opened the way for new cutting-edge approaches to investigate or manipulate the central ...

Minimizing Post-Infusion Portal Vein Bleeding during Intrahepatic Islet Transplantation in Mice

Minimizando o sangramento da veia do portal pós-infusão durante o transplante de ilhotas intrahápticas em camundongos

Although the liver is currently accepted as the primary transplantation site for human islets in clinical settings, islets are transplanted under the ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Amostragem Repetitiva de Sangue da Veia Subclávia de Rato Consciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Comparative Study of Blood Collection Techniques in Rats

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Context Dependent Blood Collection Methods in Rats (Video) | JoVE

Veia Caudal e Punção Peniana Modificadas para Coleta de Sangue no Modelo de Rato

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...