Name: rabies necropsy techniques in large and small animals
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00
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Nous sommes reconnaissants au New York State Department of Health Wadsworth Center pour son soutien à ce projet. Nous tenons également à souligner le soutien d'Amy Willsey et Frank Blaisdell du Department of Health Wadsworth Center et de LL Ranch, Altamont, NY.

Toutes les méthodes décrites ont été approuvées par le Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Préparation
<ol><li>Don PPE, au minimum de protection oculaire (lunettes ou bouclier facial), masque chirurgical ou N-95, et gants non latex.</li>
	<li>Préparer une aire de travail, idéalement une armoire de biosécurité (BSC), avec un revêtement de surface de travail jetable (p. ex., papier kraft ou coussinets absorbants) et des instruments d'autopsie pro...

<ol>
	<li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=West+Nile+virus+activity+-+United+States,+2009.">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li><li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Humans+and+cattle:+A+review+of+bovine+zoonoses.">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li><li>Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019)</li><li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies.">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li><li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents.">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li><li>Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+technique+for+the+collection+and+shipment+of+brain+specimens+for+rabies+diagnosis.">Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis.</a> Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).</li><li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+perform+an+equine+field+necropsy.">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li><li>. Sample requirements for TSE testing and confirmation &#8211; EURL guidance Available from: <a target="_blank" href="https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019)</li><li>. Rabies reports Available from: <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019)</li><li>. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019)</li><li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle.">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li><li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states.">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li><li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction.">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li><li>Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+7.+Brain+removal.">Chapter 7. Brain removal.</a> Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).</li></ol>

Les spécimens soumis pour l'autopsie de la rage ont souvent des antécédents de signes cliniques compatibles avec une maladie neurologique. La présence de maladies cliniques peut être associée à une variété de troubles, y compris les maladies zoonotiques, ce qui augmente le risque pour le personnel d'une infection acquise en laboratoire. Pour réduire ces risques, des techniques ont été mises en œuvre qui réduisent la manipulation et la manipulation des spécimens.
Les méthodes d?...

Travailler sur le plancher d'autopsie d'un laboratoire de la rage est intrinsèquement dangereux. Parfois, les spécimens arrivent avec des piquants de porc-épic intégrés, des objets étrangers, y compris des flèches/balles/pellets ou des éclats d'os exposés qui peuvent pénétrer dans l'enveloppe d'expédition protectrice. Un emballage inadéquat peut entraîner des fuites, mettant en danger les individus qui déballent des spécimens. En plus des blessures physiques, les techniciens en autopsie risquent d'être exposés à des agents infectieux zoonotiques inconnus du SNC et aux liquides organiques des spécimens. En outre, les ectoparasites transportés par le spécimen peuvent transmettre d'autres maladies zoonotiques, comme les puces et les tiques sont couramment observées sur les animaux soumis. Selon l'emplacement géographique et les espèces concernées, les maladies exposées varient. Les arbovirus tels que le virus de l'encéphalite équine orientale (EEEV) ou le virus du Nil occidental (VNO), les maladies transmises par les tiques, y compris la maladie de Lyme ou la tularémie, les bactéries causant la fièvre Q ou la tuberculose, et les prions infectieux nom un petit nombre des dangers possibles1 , 2 (en) , 3.
Le but de ces méthodes est de démontrer des techniques d'autopsie sûres et efficaces à l'aide d'instruments qui minimisent le potentiel d'aérosol contrairement aux outils électriques ou aux scies4,5. Généralement, l'autopsie des petits animaux dans le laboratoire de la rage nécessite de couper les muscles crâniens et à l'aide d'un marteau et un ciseau pour ouvrir la partie dorsal caudale du calvarium6. L'enlèvement de cette zone de calvarium expose le cerveau postérieur, y compris le cervelet entier et le tronc crânien de cerveau. Des techniques d'autopsie modifiées peuvent être pratiquées sur la partie ventrale du crâne, en évitant les grands muscles crâniens et les régions plus épaisses du crâne. Cependant, ces techniques d'autopsie modifiées ne sont possibles que lorsque le spécimen est sans vertèbres cervicales.
De même, le tissu cérébral chez les grands animaux peut être enlevé en séparant les muscles crâniens et en ouvrant la partie dorsal caudale du crâne7. Des efforts considérables sont nécessaires pour exposer le cervelet et le tronc cérébral car les crânes des plus grands animaux sont généralement plus épais. Pour éviter de pénétrer le crâne, la tête d'un gros animal est positionnée de sorte que la partie ventro-caudale du crâne est face au technicien. À l'aide d'instruments modifiés, le cervelet et le tronc cérébral sont enlevés par le magnum foramen. Ceci est similaire à la méthode d'acquisition d'échantillons recommandée par le Laboratoire de référence de l'Union européenne tSE pour les enquêtes sur l'encéphalopathie spongiforme transmissible (TSE)8. Les vertèbres crâniennes doivent être enlevées à l'avance pour donner accès au magnum foramen.
L'application de ces techniques est bénéfique pour les techniciens dûment formés dans les laboratoires de la rage. Comme le laboratoire de la rage reçoit des échantillons de différentes tailles, des chauves-souris juvéniles aux chevaux de trait adultes9, le technicien a plusieurs méthodes à choisir en fonction de la circonstance individuelle. La méthode démontrée pour un gros animal est également appropriée pour les vétérinaires qui effectuent des nécropsies sur le terrain, puisque l'expédition d'une tête entière de gros animal pour l'essai de rage est lourde et coûteuse. La mise en œuvre de l'une ou l'autre de ces techniques améliorera la sécurité en diminuant le potentiel de production d'aérosols, en réduisant la manipulation du spécimen et en économisant le temps de traitement. Cependant, comme le domaine n'a pas les mêmes avantages qu'un laboratoire mis en place spécifiquement pour les tests de dépistage de la rage, il est essentiel que toute modification apportée à ces procédures se concentre sur la sécurité, en particulier l'utilisation d'équipements de protection individuelle (PPE).

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemistry spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved, sharp-blunt mayo scissors</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>14-2055</td>
			<td>Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large sharp restaurant-quality carving knife</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Locking tumor-tenacula</td>
			<td>Diamond Scientific and Surgicals</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Czerny Tenaculum Forcep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>Modified 8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthopedic mallet-hammer</td>
			<td>Mortech</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Postmortem hammer with hook</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp councilman orthopedic bone chisel</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>60-5</td>
			<td>Councilman&#39;s Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharpened tablespoon or other long handled spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>63-03</td>
			<td>Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder-free non-latex gloves</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safety glasses, goggles, or faceshield</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery or N-95 mask</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rabies necropsy techniques in large and small animals

Le New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory reçoit entre 6 000 et 9 000 spécimens par an et effectue des tests de dépistage de la rage pour l'ensemble de l'État, à l'exception de la ville de New York. Le laboratoire de la rage écorferme une variété d'animaux allant de la taille des chauves-souris aux bovidés. La plupart de ces spécimens sont des animaux présentant des signes neurologiques, cependant, moins de 10% effectivement testé positif pour la rage; traumatismes, lésions ou autres agents infectieux comme cause de ces symptômes. En raison du risque d'aérosol des agents infectieux non diagnostiqués, le Laboratoire de la rage n'utilise pas d'outils électriques ou de scies. Trois techniques d'autopsie seront présentées pour les animaux dont les crânes sont impénétrables avec des ciseaux. Le laboratoire a mis en œuvre ces techniques pour réduire l'exposition potentielle aux agents infectieux, éliminer la manipulation inutile de l'échantillon et réduire le temps de traitement. Les avantages d'une technique préférée par opposition à une autre sont soumis au traitement individuel formé du spécimen.

Tous les échantillons terrestres soumis avec des crânes entre le 31 janvier 2019 et le 28 février 2019 avaient des informations concernant la présence d'un cou et la méthode d'autopsie recueillie. Pendant ce temps, 170 têtes ont été nécropsiées avec 18 espèces représentées. 52 % (89/170) ont été correctement décapités. Le reste avait au moins une vertèbre attachée comprenant trois spécimens entiers de corps. La méthode ventrale a été utilisée 75% (128/170) du temps...

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Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

L'objectif de ce protocole est de démontrer des techniques d'autopsie sûres chez les petits et grands animaux afin d'obtenir des échantillons de tissus satisfaisants pour les tests de dépistage de la rage.

Techniques d'autopsie de la rage chez les grands et les petits animaux

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

La collecte de tissus pour les tests de dépistage de la rage présente des dangers évidents et apparents. Le technicien doit utiliser les méthodes les plus sûres disponibles et porter l’équipement de protection individuelle approprié. Ces protocoles fournissent des techniques d’autopsie sécuritaires sans utiliser d’outils électriques ou de scies, minimisant la production d’aérosols.Le protocole grand animal peut également être exécuté sur le terrain. L’utilisation de la méthode de récupération des échantillons de gros animaux sur le terrain élimine le défi de transporter une tête animale pesant plus de 45 kilogrammes au laboratoire. La méthode des gros animaux est similaire au protocole européen de récupération de l’échantillon d’encéphalopathie spongiforme transmissible et peut être utilisée pour toute enquête utilisant le tronc cérébral et le cervelet.Pour récupérer le cervelet et le tronc cérébral par la méthode ventrale, placez le côté ventral de l’échantillon vers le haut avec le nez dirigé distally vers l’arrière de l’armoire de biosécurité. Tenant un maillet orthopédique dans la main dominante et un ciseau de conseiller dans l’autre main, placez le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d’angle au ciseau dans l’ouverture en forme de V entre le côté droit des os temporels et occipital. Frapper le dessus du ciseau avec le maillet jusqu’à ce que les deux os se séparent.Et faire une coupe à côté de l’os basisphenoid. Séparez les os temporels et occipital sur le côté gauche du spécimen comme juste démontré. Et utilisez le ciseau pour plier la région V du crâne vers le bas pour exposer toute la zone rhombencéphale du cerveau.Ensuite, utilisez des ciseaux et des forceps pour enlever le tronc cérébral et le cervelet, en enlevant les morceaux de tissu restants du crâne au besoin. Si l’échantillon ne permet pas la position de récupération ventrale de l’échantillon dorsally, avec le nez dirigé distally vers l’arrière de l’armoire de biosécurité. Et utiliser une tenacula tumorale pour saisir le muscle temporal gauche avec les dents de la tenacula.Pressez la poignée pour verrouiller les dents autour du tissu et utilisez un couteau à découper pointu pour couper le muscle temporal jusqu’à l’os. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés avec la tenacula et le couteau et répétez l’incision sur le muscle temporal opposé pour exposer le crâne. Remettre la tête à son orientation d’origine et placer le ciseau à un angle de 45 degrés avec le point d’angle au ciseau au centre du crâne à la jonction des os pariétals et intrapariétals.Et frapper le haut du ciseau avec le maillet jusqu’à ce qu’une ouverture horizontale est faite sur la moitié supérieure du crâne à l’os pariétal. Faites pivoter le spécimen à 180 degrés et faites une ouverture de l’autre côté du crâne comme nous venons de le démontrer. Placez la tête au besoin pour insérer le point du ciseau dans l’extrémité de la première coupe à un angle de 90 degrés à l’ouverture horizontale et frapper le ciseau jusqu’à ce que l’ouverture atteigne l’os occipital.Rouler le spécimen pour faire une ouverture sur l’os occipital opposé de la même manière. Les ouvertures dans le crâne devraient ressembler à un U.Insert à l’envers les dents de la tenacula dans le crâne au fond de la vous et tirer l’os vers l’arrière pour exposer l’extrémité caudale du cerveau et le cervelet. Ensuite, utilisez des ciseaux comme une pelle pour indiscrets sur l’ensemble du cervelet de l’intérieur de la cavité.Et utiliser des forceps tissulaires pour taquiner le tronc cérébral des contre-hommes. Pour la récupération du cervelet et du tronc cérébral des grands animaux, placez le spécimen de façon à ce que la partie dorsale du crâne soit en contact avec la surface de l’autopsie. Avec la partie caudale du crâne et le magnum foramen face à l’avant de l’armoire de biosécurité.Saisissez le tronc cérébral avec des forceps. Insérez autant que possible un couteau à talons aiguilles modifié dans le magnum foramen entre la moelle épinière et les méninges rachidiens et parcourez autour de la moelle épinière pour séparer le cervelet et le tronc cérébral des méninges rachidiens. Puis, tirez la tige hors des contre-hommes avec des forceps.Lorsque le couteau a été inséré à travers le magnum foramen, inclinez doucement la lame pour suivre le long du crâne autant que possible et insérez une spatule ou un couteau en métal avec une poignée assez longue pour atteindre sous le cerveau dans l’espace entre le tissu neuronal et les méninges spinales. Sondez autour du cervelet pour s’assurer que les connexions aux méninges spinales ont été rompues. Lorsque les méninges ont été complètement sectionnées avancer la spatule rostrally et dorsalement pour ramasser le cervelet.Puis ramasser le cervelet avec la spatule. Tous les échantillons terrestres soumis avec des crânes entre le 31 janvier 2019 et le 28 février 2019 avaient des informations concernant la présence d’un cou et la méthode d’autopsie collectée. Pendant ce temps, 170 têtes ont été nécrosées avec 18 espèces représentées.52 % ont été correctement décapités. Le reste avait au moins une vertèbre attachée, y compris trois spécimens de corps entier. La méthode ventrale a été utilisée 75% du temps.De ce nombre, des cous étaient présents sur 49. Trois grands animaux ont été soumis et, dans deux cas, le protocole sur les gros animaux a été utilisé. Un écureuil a été soumis avec un crâne écrasé et tout simplement couper la peau a exposé le tissu cérébral de sorte qu’aucune des méthodes démontrées ont été utilisés.Les tissus utilisés pour fabriquer des diapositives de microscopie et ou extraits de méthodes moléculaires lors du traitement de plusieurs animaux évitent la contamination croisée en utilisant de nouveaux instruments de gants et une zone de travail propre. Soyez prudent lors de l’exécution de ces protocoles car les spécimens peuvent être infectés par le virus de la rage ou d’autres maladies zoonotiques. Notez que des objets pointus peuvent également être présents dans les spécimens.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Fabrication des électrodes et l&#39;implantation de Aplysia californica Des enregistrements multi-canaux neuronaux et musculaires au Intact, Animaux Librement Behaving

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Recherche

Neurosciences

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

Dérivation efficace des ressources humaines progéniteurs neuronaux et des neurones à partir pluripotentes cellules souches embryonnaires humaines à l&#39;induction de petites molécules

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

À grande échelle d&#39;enregistrement des neurones par des sondes de silicium mobiles à se comporter Rongeurs

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Conception et montage d&#39;un Microdrive ultra-léger motorisé pour des enregistrements de neurones chroniques chez les petits animaux

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