Name: rabies necropsy techniques in large and small animals
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00
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Wir danken dem New York State Department of Health Wadsworth Center für die Unterstützung dieses Projekts. Wir möchten auch die Unterstützung von Amy Willsey und Frank Blaisdell vom Department of Health Wadsworth Center und LL Ranch, Altamont, NY, würdigen.

Alle beschriebenen Methoden wurden vom Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.
1. Vorbereitung
<ol><li>Don PPE, bei minimalem Augenschutz (Brille oder Gesichtsschutz), chirurgische oder N-95-Maske und Nicht-Latex-Handschuhe.</li>
	<li>Vorbereiten des Arbeitsbereichs, idealerweise eines Biosicherheitsschranks (BSC), mit Einweg-Arbeitsflächenbelag (z. B. Kraftpapier oder saugfähige Pads) und sauberen Nekropsieinstrumenten (Abbildung<strong class="xfig"...

<ol>
	<li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=West+Nile+virus+activity+-+United+States,+2009.">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li><li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Humans+and+cattle:+A+review+of+bovine+zoonoses.">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li><li>Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019)</li><li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies.">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li><li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents.">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li><li>Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+technique+for+the+collection+and+shipment+of+brain+specimens+for+rabies+diagnosis.">Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis.</a> Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).</li><li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+perform+an+equine+field+necropsy.">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li><li>. Sample requirements for TSE testing and confirmation &#8211; EURL guidance Available from: <a target="_blank" href="https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019)</li><li>. Rabies reports Available from: <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019)</li><li>. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019)</li><li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle.">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li><li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states.">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li><li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction.">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li><li>Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+7.+Brain+removal.">Chapter 7. Brain removal.</a> Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).</li></ol>

Proben, die für Tollwutnekropsie eingereicht werden, haben oft eine Vorgeschichte von klinischen Symptomen, die mit einer neurologischen Erkrankung vereinbar sind. Das Vorhandensein einer klinischen Erkrankung kann mit einer Vielzahl von Erkrankungen verbunden sein, einschließlich Zoonoseerkrankungen, was das Risiko für das Personal einer im Labor erworbenen Infektion erhöht. Um diese Risiken zu reduzieren, wurden Techniken implementiert, die den Umgang mit und die Manipulation von Proben verringern.
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Die Arbeit am Nekropsieboden eines Tollwutlabors ist von Natur aus gefährlich. Manchmal kommen Proben mit eingebetteten Stachelschwein-Quills, Fremdkörpern wie Pfeilen/Bullets/Pellets oder freiliegenden Knochenscherben an, die in die schützende Versandfolie eindringen können. Unsachgemäße Verpackungen können zu Leckagen führen und Personen gefährden, die Proben auspacken. Neben körperlichen Verletzungen riskieren Nekropsietechniker die Exposition gegenüber unbekannten zoonotischen Infektionserregern aus dem ZNS und Körperflüssigkeiten der Proben. Darüber hinaus können Von der Probe getragene Ektoparasiten andere Zoonoseerkrankungen übertragen, da Flöhe und Zecken häufig bei eingereichten Tieren zu sehen sind. Je nach geographischer Lage und Arten betroffen die Krankheiten ausgesetzt variieren. Arboviren wie Eastern Equine Encephalitis Virus (EEEV) oder West-Nil-Virus (WNV), Zecken übertragene Krankheiten einschließlich Lyme-Borreliose oder Tularämie, Bakterien verursachen Q-Fieber oder Tuberkulose, und infektiöse Prionen nennen eine kleine Anzahl der möglichen Gefahren1 , 2 , 3.
Der Zweck dieser Methoden ist es, sichere und effiziente Nekropsie-Techniken mit Instrumenten zu demonstrieren, die das Potenzial für Aerosolisierung im Gegensatz zu Elektrowerkzeugen oder Sägen minimieren4,5. Üblicherweise erfordert die Nekropsie von Kleintieren im Tollwutlabor das Abschneiden der Schädelmuskeln und die Verwendung von Hammer und Meißel, um den kaudalen dorsalen Teil des Kalbs zu öffnen6. Entfernen dieses Bereichs von Calvarium setzt das Hinterhirn, einschließlich der gesamten Kleinhirn und Schädel Hirnstamm. Modifizierte Nekropsietechniken können auf dem ventralen Teil des Schädels durchgeführt werden, um die großen Schädelmuskeln und dickere Bereiche des Schädels zu vermeiden. Diese modifizierten Nekropsietechniken sind jedoch nur möglich, wenn die Probe ohne Halswirbel ist.
Ebenso kann Hirngewebe bei großen Tieren entfernt werden, indem die Schädelmuskeln getrennt und der kaudale dorsale Teil des Schädels geöffnet wird7. Erhebliche Anstrengungen sind erforderlich, um das Kleinhirn und den Hirnstamm freizulegen, da die Schädel größerer Tiere in der Regel dicker sind. Um ein Eindringen in den Schädel zu vermeiden, wird der Kopf eines großen Tieres so positioniert, dass der ventrokaudale Teil des Schädels dem Techniker zugewandt ist. Mit modifizierten Instrumenten werden Kleinhirn und Hirnstamm durch das Foramen magnum entfernt. Dies ähnelt der vom TSE-Referenzlabor der Europäischen Union für transmissible spongiforme Enzephalopathie (TSE)-Untersuchungen empfohlenen Methode zur Probenerfassung8. Cranial Wirbel sollten vorher entfernt werden, um den Zugang zum Foramen magnum zu ermöglichen.
Die Anwendung dieser Techniken ist für entsprechend ausgebildete Techniker in Tollwutlaboratorien von Vorteil. Da das Tollwutlabor Proben in verschiedenen Größen erhält, von Jungfledermäusen bis hin zu erwachsenen Zugpferden9, hat der Techniker mehrere Methoden zur Auswahl, die auf den individuellen Umständen basieren. Die Methode, die für ein großes Tier demonstriert wird, ist auch für Tierärzte geeignet, die Nekropsien auf dem Feld durchführen, da die Verschiffung eines ganzen großen Tierkopfes für Tollwuttests umständlich und kostspielig ist. Die Implementierung dieser Techniken wird die Sicherheit verbessern, indem das Potenzial der Aerosolproduktion verringert, der Umgang mit der Probe reduziert und Verarbeitungszeit gespart wird. Da das Feld jedoch nicht die gleichen Vorteile hat wie ein Labor, das speziell für Tollwuttests eingerichtet wurde, ist es von wesentlicher Bedeutung, dass sich alle Änderungen an diesen Verfahren auf die Sicherheit konzentrieren, insbesondere auf die Verwendung persönlicher Schutzausrüstungen (PSA).

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemistry spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved, sharp-blunt mayo scissors</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>14-2055</td>
			<td>Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large sharp restaurant-quality carving knife</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Locking tumor-tenacula</td>
			<td>Diamond Scientific and Surgicals</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Czerny Tenaculum Forcep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>Modified 8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthopedic mallet-hammer</td>
			<td>Mortech</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Postmortem hammer with hook</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp councilman orthopedic bone chisel</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>60-5</td>
			<td>Councilman&#39;s Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharpened tablespoon or other long handled spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>63-03</td>
			<td>Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder-free non-latex gloves</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safety glasses, goggles, or faceshield</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery or N-95 mask</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rabies necropsy techniques in large and small animals

Das Tollwutlabor des New York State Department of Health (NYSDOH) erhält jährlich zwischen 6.000 und 9.000 Exemplare und führt Tollwuttests für den gesamten Bundesstaat durch, mit Ausnahme von New York City. Das Tollwut-Labor nekroropisiert eine Vielzahl von Tieren von Fledermäusen bis zu Bovids. Die meisten dieser Exemplare sind Tiere, die neurologische Symptome aufweisen, jedoch testen weniger als 10% tatsächlich positiv auf Tollwut; Trauma, Läsionen oder andere Infektionserreger als Ursache dieser Symptome. Aufgrund des Risikos, nicht diagnostizierte Infektionserreger zu aerosolisieren, verwendet das Tollwutlabor keine Elektrowerkzeuge oder Sägen. Für Tiere, deren Schädel mit einer Schere undurchdringlich sind, werden drei Nekropsietechniken vorgestellt. Das Labor hat diese Techniken implementiert, um die potenzielle Exposition gegenüber Infektionserregern zu verringern, unnötige Manipulationen der Probe zu vermeiden und die Verarbeitungszeit zu verkürzen. Die Vorteile einer bevorzugten Technik im Gegensatz zu einer anderen unterliegen der geschulten Einzelverarbeitung der Probe.

Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert. 52% (89/170) wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% (128/170) der Zeit verwendet, davo...

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Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Ziel dieses Protokolls ist es, sichere Nekropsietechniken bei kleinen und großen Tieren zu demonstrieren, um zufriedenstellende Gewebeproben für Tollwuttests zu erhalten.

Tollwut-Nekropsie-Techniken bei großen und kleinen Tieren

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Gewebesammlung für Tollwuttests hat sowohl offensichtliche als auch unoffensichtliche Gefahren. Der Techniker muss die sichersten verfügbaren Methoden anwenden und die richtige persönliche Schutzausrüstung tragen. Diese Protokolle bieten sichere Nekropsietechniken ohne Verwendung von Elektrowerkzeugen oder Sägen, wodurch die Produktion von Aerosolen minimiert wird.Das große Tierprotokoll kann auch vor Ort durchgeführt werden. Die Verwendung der Methode zur Entnahme von Großtieren im Feld eliminiert die Herausforderung, einen tierkopf mit einem Gewicht von bis zu 45 Kilogramm ins Labor zu transportieren. Die Methode des großen Tieres ähnelt dem europäischen Protokoll für die rücksende Probeentnahme bei der übertragbaren spongiformen Enzephalopathie und kann für jede Untersuchung mit Dem Hirnstamm und Kleinhirn verwendet werden.Um das Kleinhirn und den Hirnstamm nach der ventralen Methode abzurufen, positionieren Sie die Proben-Ventralseite mit der Nase, die distal zur Rückseite des Biosicherheitsschranks gerichtet ist. Mit einem orthopädischen Schlägel in der dominanten Hand und einem Ratsmeißel in der anderen Hand positionieren Sie den Meißel in einem 45-Grad-Winkel mit dem Eckpunkt zum Meißel in der V-förmigen Öffnung zwischen der rechten Seite der temporalen und okzipitalen Knochen. Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit dem Schlägel, bis sich die beiden Knochen trennen.Und machen Sie einen Schnitt neben dem Basisphenoid Knochen. Trennen Sie die zeitlichen und okzipitalen Knochen auf der linken Seite der Probe, wie gerade gezeigt. Und verwenden Sie den Meißel, um den V-Bereich des Schädels nach unten zu biegen, um den gesamten Rhombencephalonbereich des Gehirns freizulegen.Verwenden Sie dann Schere und Zange, um das Hirnstamm und Kleinhirn auszuhöhlen, und entfernen Sie bei Bedarf alle verbleibenden Gewebeteile aus dem Schädel. Wenn die Probe die ventrale Retrievalposition nicht zulässt, wird die Probe dorsal positioniert, wobei die Nase distal auf die Rückseite des Biosicherheitsschranks gerichtet ist. Und verwenden Sie eine Tumor-Tenacula, um den linken zeitlichen Muskel mit den Zähnen der Tenacula zu erfassen.Drücken Sie den Griff, um die Zähne um das Gewebe zu verriegeln und verwenden Sie ein scharfes Schnitzmesser, um den zeitlichen Muskel bis auf den Knochen zu schneiden. Drehen Sie die Probe um 180 Grad mit dem Tenacula und dem Messer und wiederholen Sie den Schnitt auf dem gegenüberliegenden temporalen Muskel, um den Schädel freizulegen. Bringen Sie den Kopf in seine ursprüngliche Ausrichtung zurück und platzieren Sie den Meißel in einem 45-Grad-Winkel mit dem Eckpunkt zum Meißel in der Mitte des Schädels an der Stelle der parietalen und intraparietalen Knochen.Und schlagen Sie die Spitze des Meißels mit dem Schlägel, bis eine horizontale Öffnung auf der oberen Hälfte des Schädels am parietalen Knochen gemacht wird. Drehen Sie die Probe um 180 Grad und machen Sie eine Öffnung auf der gegenüberliegenden Seite des Schädels, wie gerade gezeigt. Positionieren Sie den Kopf nach Bedarf, um den Punkt des Meißels in das Ende des ersten Schnitts in einem 90-Grad-Winkel zur horizontalen Öffnung einzufügen, und schlagen Sie den Meißel, bis die Öffnung den Okzipitalknochen erreicht.Rollen Sie die Probe, um eine Öffnung auf dem gegenüberliegenden okzipitalen Knochen in der gleichen Weise zu machen. Die Öffnungen im Schädel sollten einem auf den Kopf stehenden U.Insert die Zähne des Tenacula in den Schädel an der Unterseite des Sie ähneln und den Knochen nach hinten ziehen, um das kaudale Ende des Großhirns und des Kleinhirns freizulegen. Verwenden Sie dann die Schere als Schaufel, um das gesamte Kleinhirn aus dem Hohlraum herauszuhebeln.Und verwenden Sie Gewebezangen, um das Hirnstamm aus dem Foramen herauszukitzeln. Positionieren Sie die Probe bei großem Tierkleinhirn und Hirnstammsokso, so dass der dorsale Teil des Schädels mit der Nekropsieoberfläche in Berührung kommt. Mit dem kaudalen Teil des Schädels und Foramen Magnum mit Blick auf die Vorderseite des Biosicherheitsschranks.Greifen Sie den Hirnstamm mit Zangen. Legen Sie ein modifiziertes Stilettomesser so weit wie möglich in das Foramenmagnum zwischen Rückenmark und Rückenmarksmeningen ein und durchforsten Sie das Rückenmark, um das Kleinhirn und das Hirnstamm von den Wirbelsäulenhirnen zu trennen. Ziehen Sie dann den Stiel mit Einer Zange aus dem Foramen.Wenn das Messer durch das Foramen magnum eingeführt wurde, winkeln Sie die Klinge vorsichtig so weit wie möglich entlang des Schädels und legen Sie einen Metallspachtel oder Messer mit einem langen ausreichenden Griff ein, um unter dem Gehirn in den Raum zwischen dem Neuralgewebe und den Wirbelsäulenhirnen zu gelangen. Sonde um das Kleinhirn, um sicherzustellen, dass Verbindungen zu den Wirbelsäulenhirnen getrennt wurden. Wenn die Meningen vollständig abgetrennt wurden, rücken die Spachtel rostral und dorsal vor, um das Kleinhirn zu schöpfen.Dann das Kleinhirn mit dem Spachtel aushöhlen. Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert.52 % wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% der Zeit verwendet.Davon waren die Hälse auf 49 vorhanden. Drei große Tiere wurden eingereicht, und in zwei Fällen wurde das große Tierprotokoll verwendet. Ein Eichhörnchen wurde mit einem zerquetschten Schädel eingereicht und einfach die Haut wegschneiden, das Gehirngewebe freigelegt, so dass keine der gezeigten Methoden verwendet wurde.Die Gewebe, die zur Herstellung von Mikroskopie-Dias verwendet werden und aus molekularen Methoden extrahiert werden, wenn mehrere Tiere verarbeitet werden, vermeiden Kreuzkontaminationen mit neuen Handschuhen und einem sauberen Arbeitsbereich. Seien Sie vorsichtig bei der Durchführung dieser Protokolle, da die Proben mit Tollwutvirus oder anderen Zoonoseerkrankungen infiziert sein können. Beachten Sie, dass auch scharfe Objekte innerhalb der Proben vorhanden sein können.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Electrode Herstellung und Implantation in Aplysia californica Für Multi-Channel-Neuro-und Muskel-Recordings in Intact, Frei Behaving Tiere

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Forschung

Neurowissenschaften

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

Effiziente Ableitung von humanen neuronalen Vorläuferzellen und Neuronen aus pluripotenten humanen embryonalen Stammzellen mit Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Assessing Spatial Learning and Memory in Small Squamate Reptiles

Die Beurteilung räumliches Lernen und Gedächtnis in Klein squamate Reptilien

Clinical research has leveraged a variety of paradigms to assess cognitive decline, commonly targeting spatial learning and memory abilities. However, ...

High-Resolution 3D Imaging of Rabies Virus Infection in Solvent-Cleared Brain Tissue

Hochauflösende 3D-Bildgebung der Tollwut-Virusinfektion im lösungsmittelfreien Hirngewebe

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Multi-Fiber Photometrie zur Aufzeichnung neuronaler Aktivität bei frei beweglichen Tieren

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Generation of Oligodendrocytes and Oligodendrocyte-Conditioned Medium for Co-Culture Experiments

Generation von Oligodendrozyten und Oligodendrozyten-Konditionierten Mediums für Co-Kultur-Experimente

In the central nervous system, oligodendrocytes are well-known for their role in axon myelination, that accelerates the propagation of action potentials ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Echtzeit-fMRT-Kartierung des Gehirns bei Tieren

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Subretinal Transplantation of Human Embryonic Stem Cell-Derived Retinal Tissue in a Feline Large Animal Model

Subretinale Transplantation von menschlichem embryonalem Stammzellgewebe in einem katzenartigen Großtiermodell

Retinal degenerative (RD) conditions associated with photoreceptor loss such as age-related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa (RP) and ...