Name: rabies necropsy techniques in large and small animals
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00
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Estamos agradecidos al Centro Wadsworth del Departamento de Salud del Estado de Nueva York por apoyar este proyecto. También nos gustaría reconocer el apoyo de Amy Willsey y Frank Blaisdell del Departamento de Salud Wadsworth Center, y LL Ranch, Altamont, NY.

Todos los métodos descritos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus) del Centro Wadsworth.
1. Preparación
<ol><li>Don PPE, con protección ocular mínima (gafas o protector facial), mascarilla quirúrgica o N-95 y guantes sin látex.</li>
	<li>Preparar el área de trabajo, idealmente un armario de bioseguridad (BSC), con una cubierta de superficie de trabajo desechable (por ejemplo, papel kraft o almohadillas absorbentes) e instrumentos de...

<ol>
	<li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=West+Nile+virus+activity+-+United+States,+2009.">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li><li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B., Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Humans+and+cattle:+A+review+of+bovine+zoonoses.">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li><li>Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual Available from: <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019)</li><li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies.">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li><li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents.">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li><li>Barrat, J., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+technique+for+the+collection+and+shipment+of+brain+specimens+for+rabies+diagnosis.">Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis.</a> Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. , 425-427 (1996).</li><li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+perform+an+equine+field+necropsy.">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li><li>. Sample requirements for TSE testing and confirmation &#8211; EURL guidance Available from: <a target="_blank" href="https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019)</li><li>. Rabies reports Available from: <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019)</li><li>. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States Available from: <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019)</li><li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle.">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li><li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states.">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li><li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction.">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li><li>Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+7.+Brain+removal.">Chapter 7. Brain removal.</a> Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. , 67-72 (2018).</li></ol>

Los especímenes sometidos a necropsia de rabia a menudo tienen antecedentes de signos clínicos compatibles con una enfermedad neurológica. La presencia de enfermedad clínica puede estar asociada con una variedad de trastornos, incluyendo enfermedades zoonóticas, lo que aumenta el riesgo para el personal de una infección adquirida en un laboratorio. Para reducir estos riesgos, se han implementado técnicas que disminuyen el manejo y manipulación de muestras.
Los métodos demostrados repr...

Trabajar en el suelo de necropsia de un laboratorio de rabia es inherentemente peligroso. A veces, los especímenes llegan con plumas de puercoespín incrustadas, objetos extraños incluyendo flechas/ balas / pellets o fragmentos óseos expuestos que pueden penetrar en la envoltura de envío de protección. Un embalaje inadecuado puede provocar fugas, poniendo en peligro a las personas que desemman. Además de las lesiones físicas, los técnicos de necropsia corren el riesgo de exponerse a agentes infecciosos zoonóticos desconocidos del SNC y fluidos corporales de las muestras. Además, los ectoparásitos transportados por el espécimen pueden transmitir otras enfermedades zoonóticas, ya que las pulgas y las garrapatas se ven comúnmente en los animales presentados. Dependiendo de la ubicación geográfica y las especies involucradas las enfermedades expuestas varían. Arbovirus como el virus de la encefalitis equina oriental (EEEV) o el virus del Nilo Occidental (VNU), enfermedades transmitidas por garrapatas como la enfermedad de Lyme o la tularemia, las bacterias que causan fiebre Q o tuberculosis, y los priones infecciosos nombran un pequeño número de los posibles peligros1 , 2 , 3.
El propósito de estos métodos es demostrar técnicas de necropsia seguras y eficientes utilizando instrumentos que minimizan el potencial de aerosolización a diferencia de las herramientas eléctricas o sierras4,5. Comúnmente, la necropsia de los animales pequeños en el laboratorio de la rabia requiere cortar los músculos craneales y el uso de un martillo y un cincel para abrir la porción dorsal caudal del calvario6. Extracción de esta área de calvarium expone el cerebro posterior, incluyendo todo el cerebelo y el tronco craneal del cerebro. Las técnicas de necropsia modificadas se pueden realizar en la parte ventral del cráneo, evitando los músculos craneales grandes y las regiones más gruesas del cráneo. Sin embargo, estas técnicas de necropsia modificadas sólo son posibles cuando el espécimen está sin vértebras cervicales.
Del mismo modo, el tejido cerebral en animales grandes se puede extraer separando los músculos craneales y abriendo la porción dorsal caudal del cráneo7. Se requiere un esfuerzo considerable para exponer el cerebelo y el tallo cerebral, ya que los cráneos de animales más grandes son generalmente más gruesos. Para evitar penetrar el cráneo, la cabeza de un animal grande se coloca de modo que la porción ventrocaudal del cráneo está frente al técnico. Usando instrumentos modificados, el cerebelo y el tallo cerebral se eliminan a través del foramen magnum. Esto es similar al método de adquisición de muestras recomendado por el Laboratorio de Referencia de la Unión Europea de la EET para las investigaciones de encefalopatía espongiforme transmisible (EET)8. Las vértebras craneales deben retirarse de antemano para proporcionar acceso al foramen magnum.
La aplicación de estas técnicas es beneficiosa para los técnicos adecuadamente capacitados en laboratorios de rabia. Como el laboratorio de rabia recibe muestras de variostamaños, desde murciélagos juveniles hasta caballos de barril adultos 9, el técnico tiene varios métodos para elegir en función de las circunstancias individuales. El método demostrado para un animal grande también es apropiado para los veterinarios que realizan necropsias en el campo, ya que el envío de una cabeza de animal grande entera para pruebas de rabia es engorroso y costoso. La implementación de cualquiera de estas técnicas mejorará la seguridad al disminuir el potencial de producción de aerosoles, reducir el manejo de la muestra y ahorrar tiempo de procesamiento. Sin embargo, como el campo no tiene las mismas ventajas que un laboratorio configurado específicamente para las pruebas de rabia, es esencial que cualquier modificación hecha a estos procedimientos se centre en la seguridad, especialmente el uso de equipos de protección personal (EPP).

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Chemistry spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved, sharp-blunt mayo scissors</td>
			<td>Sklar</td>
			<td>14-2055</td>
			<td>Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large sharp restaurant-quality carving knife</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Locking tumor-tenacula</td>
			<td>Diamond Scientific and Surgicals</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Czerny Tenaculum Forcep</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide)</td>
			<td>Dexter</td>
			<td>P94848</td>
			<td>Modified 8&#34; Scalloped Utility Knife, white handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthopedic mallet-hammer</td>
			<td>Mortech</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Postmortem hammer with hook</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp councilman orthopedic bone chisel</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>60-5</td>
			<td>Councilman&#39;s Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharpened tablespoon or other long handled spoon</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth</td>
			<td>Shandon</td>
			<td>63-03</td>
			<td>Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Powder-free non-latex gloves</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safety glasses, goggles, or faceshield</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgery or N-95 mask</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc</td>
			<td>Any</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rabies necropsy techniques in large and small animals

El Laboratorio de Rabia del Departamento de Salud del Estado de Nueva York (NYSDOH) recibe entre 6.000 y 9.000 especímenes al año y realiza pruebas de rabia para todo el estado, con la excepción de la ciudad de Nueva York. El laboratorio de rabia necropsia una variedad de animales que varían en tamaño desde murciélagos hasta ávidos. La mayoría de estos especímenes son animales que presentan signos neurológicos, sin embargo, menos del 10% en realidad dan positivo para la rabia; traumatismos, lesiones u otros agentes infecciosos como causa de estos síntomas. Debido al riesgo de aerosolizar agentes infecciosos no diagnosticados, el Laboratorio de Rabia no utiliza herramientas eléctricas ni sierras. Se presentarán tres técnicas de necropsia para animales cuyos cráneos son impenetrables con tijeras. El laboratorio ha implementado estas técnicas para disminuir la exposición potencial a agentes infecciosos, eliminar la manipulación innecesaria de la muestra y reducir el tiempo de procesamiento. Las ventajas de una técnica preferida opuesta a otra están sujetas al procesamiento individual entrenado de la muestra.

Todas las muestras terrestres presentadas con cráneos entre el 31 de enero de 2019 y el 28 de febrero de 2019 tenían información sobre la presencia de un cuello y el método de necropsia recogido. Durante ese tiempo, 170 cabezas fueron necropsiadas con 18 especies representadas. 52% (89/170) fueron debidamente decapitados. El resto tenía al menos una vértebra unida, incluyendo tres especímenes de cuerpo entero. El método ventral se utilizó 75% (128/170) de la época, de los que, c...

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Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

El objetivo de este protocolo es demostrar técnicas de necropsia seguras en animales pequeños y grandes para obtener muestras de tejido satisfactorias para pruebas de rabia.

Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

La recolección de tejidos para las pruebas de rabia tiene peligros obvios y no padres. El técnico debe utilizar los métodos más seguros disponibles y llevar el equipo de protección personal adecuado. Estos protocolos proporcionan técnicas seguras de necropsia sin utilizar herramientas eléctricas o sierras, minimizando la producción de aerosoles.El protocolo animal grande también se puede realizar en el campo. El uso del método de recuperación de muestras de animales grandes en el campo elimina el desafío de transportar una cabeza de animal que pese más de 45 kilogramos al laboratorio. El método animal grande es similar al protocolo europeo para la recuperación de muestras de encefalopatía espongible transmisible y se puede utilizar para cualquier investigación utilizando el tronco cerebral y el cerebelo.Para recuperar el cerebelo y el tronco encefálica por el método ventral, coloque el lado ventral de la muestra hacia arriba con la nariz dirigida distalmente hacia la parte posterior del gabinete de bioseguridad. Sosteniendo un mazo ortopédico en la mano dominante y un cincel del concejal en la otra mano, coloque el cincel en un ángulo de 45 grados con el punto de esquina al cincel en la abertura en forma de V entre el lado derecho de los huesos temporales y occipitales. Golpea la parte superior del cincel con el mazo hasta que los dos huesos se separen.Y hacer un corte adyacente a la basefenoides óseo. Separe los huesos temporales y occipitales en el lado izquierdo del espécimen como se acaba de demostrar. Y usa el cincel para doblar la región V del cráneo hacia abajo para exponer toda el área de rombencéfalo del cerebro.Luego, usa tijeras y fórceps para sacar el tronco encefálico y el cerebelo, eliminando las piezas de tejido restantes del cráneo según sea necesario. Si la muestra no permite la recuperación ventral de la posición dorsal de la muestra, con la nariz dirigida distalmente hacia la parte posterior del gabinete de bioseguridad. Y usa una tenácula tumoral para agarrar el músculo temporal izquierdo con los dientes de la tenácula.Apriete el mango para bloquear los dientes alrededor del tejido y utilice un cuchillo de tallado afilado para cortar el músculo temporal hasta el hueso. Gire el espécimen 180 grados con la tenácula y el cuchillo y repita la incisión en el músculo temporal opuesto para exponer el cráneo. Devolver la cabeza a su orientación original y colocar el cincel en un ángulo de 45 grados con el punto de esquina al cincel en el centro del cráneo en la coyuntura de los huesos parietales e intraparietales.Y golpear la parte superior del cincel con el mazo hasta que se hace una abertura horizontal en la mitad superior del cráneo en el hueso parietal. Gire el espécimen 180 grados y haga una abertura en el lado opuesto del cráneo como acaba de demostrar. Coloque la cabeza según sea necesario para insertar el punto del cincel en el extremo del primer corte en un ángulo de 90 grados con respecto a la abertura horizontal y golpee el cincel hasta que la abertura llegue al hueso occipital.Enrollar el espécimen para hacer una abertura en el hueso occipital opuesto de la misma manera. Las aberturas en el cráneo deben parecerse a un U al revés U.Inserte los dientes de la tenácula en el cráneo en la parte inferior del tú y tire del hueso hacia atrás para exponer el extremo caudal del cerebro y el cerebelo. Luego usa las tijeras como una cucharada para sacar todo el cerebelo desde dentro de la cavidad.Y usa fórceps tisulares para sacar el tronco encefálica del foramen. Para la recuperación de cerebelo animal grande y tronco encefálico, coloque el espécimen de modo que la parte dorsal del cráneo esté en contacto con la superficie necropsia. Con la parte caudal del cráneo y foramen magnum frente a la parte frontal del gabinete de bioseguridad.Agarra el tronco encefálica con fórceps. Inserte un cuchillo de aguja modificado en el foramen magnum entre la médula espinal y las meninges espinales en la medida de lo posible y escarca alrededor de la médula espinal para separar el cerebelo y el tronco encefálico de las meninges de la columna vertebral. Luego, saca el tallo del foramen con fórceps.Cuando el cuchillo se haya insertado a través del foramen magnum, anule suavemente la hoja para seguir el cráneo tanto como sea posible e inserte una espátula de metal o un cuchillo con un mango lo suficientemente largo como para alcanzar debajo del cerebro en el espacio entre el tejido neural y las meninges de la columna vertebral. Sondear alrededor del cerebelo para asegurarse de que las conexiones con las medingas espinales se han cortado. Cuando las meninges han sido completamente cortadas avanzar la espátula rostral y dorsalmente para recoger el cerebelo.Luego saca el cerebelo con la espátula. Todas las muestras terrestres presentadas con cráneos entre el 31 de enero de 2019 y el 28 de febrero de 2019 tenían información sobre la presencia de un cuello y el método de necropsía recogido. Durante ese tiempo, 170 cabezas fueron necropsiadas con 18 especies representadas.El 52% fue debidamente decapitado. El resto tenía al menos una vértebra unida, incluyendo tres especímenes de todo el cuerpo. El método ventral se utilizó un 75% de las veces.De ellos, los cuellos estaban presentes en el 49. Se presentaron tres animales grandes y, en dos casos, se utilizó el protocolo de animales grandes. Una ardilla fue presentada con un cráneo aplastado y simplemente cortando la piel expuso el tejido cerebral por lo que ninguno de los métodos demostrados fueron utilizados.Los tejidos utilizados para hacer portaobjetos de microscopía o extraídos de métodos moleculares al procesar múltiples animales evitan la contaminación cruzada mediante el uso de nuevos instrumentos de guantes y un área de trabajo limpia. Tenga cuidado al realizar estos protocolos, ya que los especímenes pueden estar infectados con el virus de la rabia u otras enfermedades zoonóticas. Tenga en cuenta que los objetos afilados también pueden estar presentes dentro de los especímenes.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Electrodo de fabricación e implantación de Aplysia californica Para grabaciones multi-canal neural y muscular en los animales intactos, libremente Comportarse

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Investigación

Neurociencias

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

Derivación eficiente de los Derechos Humanos progenitores neuronales y neuronas de pluripotentes células madre embrionarias humanas mediante la inducción de moléculas pequeñas

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A gran escala de grabación de las neuronas por medio de sondas de silicio móviles en comportarse roedores

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Diseño y montaje de un Microdrive ultraligero motorizado para crónicos Grabaciones neuronales en Pequeños Animales

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Assessing Spatial Learning and Memory in Small Squamate Reptiles

La evaluación del aprendizaje espacial y la memoria en pequeños reptiles escamosos

Clinical research has leveraged a variety of paradigms to assess cognitive decline, commonly targeting spatial learning and memory abilities. However, ...

High-Resolution 3D Imaging of Rabies Virus Infection in Solvent-Cleared Brain Tissue

Imágenes 3D de alta resolución de la infección por el virus de la rabia en el tejido cerebral con disolventes

The visualization of infection processes in tissues and organs by immunolabeling is a key method in modern infection biology. The ability to observe and ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Fotometría multifibra para registrar la actividad neuronal en animales en movimiento libre

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Generation of Oligodendrocytes and Oligodendrocyte-Conditioned Medium for Co-Culture Experiments

Generación de oligodendrocitos y medio condicionado por oligodendrocitos para experimentos de cocultura

In the central nervous system, oligodendrocytes are well-known for their role in axon myelination, that accelerates the propagation of action potentials ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Mapeo cerebral de resonancia magnética funcional en tiempo real en animales

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Subretinal Transplantation of Human Embryonic Stem Cell-Derived Retinal Tissue in a Feline Large Animal Model

Trasplante subretiniano de tejido retiniano derivado de células madre embrionarias humanas en un modelo felino de animales grandes

Retinal degenerative (RD) conditions associated with photoreceptor loss such as age-related macular degeneration (AMD), retinitis pigmentosa (RP) and ...