Name: a rabbit model of aqueous-deficient dry eye disease induced by concanavalin a injection into the lacrimal glands: application to drug efficacy studies
Uploaded: 2020-01-24T15:00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Glands: Application to Drug Efficacy Studies at JoVE

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit allen einschlägigen regulatorischen und institutionellen Richtlinien abgeschlossen. Alle Studien wurden vom Institutional Review Board der Stony Brook University genehmigt und in Übereinstimmung mit der ARVO-Erklärung für den Einsatz von Tieren in der Augen- und Sehforschung durchgeführt.
Diese Studien wurden teilweise durch ein Targeted Research Opportunities Stipendium der Stony Brook University School of Medicine (Grant Number 1149271-1-82502) und ein Forschungsstipendium von Medicon Pharmaceuticals, Inc., Setauket, NY, unterstützt. Die Autoren danken Michele McTernan für die redaktionelle Unterstützung.

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	<li>Paulsen, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dry+eye+in+the+Beaver+Dam+Offspring+Study:+prevalence,+risk+factors,+and+health-related+quality+of+life.">Dry eye in the Beaver Dam Offspring Study: prevalence, risk factors, and health-related quality of life.</a> American Journal of Ophthalmology. 157 (4), 799-806 (2014).</li><li>Vehof, J., Kozareva, D., Hysi, P. G., Hammond, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+and+risk+factors+of+dry+eye+disease+in+a+British+female+cohort.">Prevalence and risk factors of dry eye disease in a British female cohort.</a> British Journal of Ophthalmology. 98 (12), 1712-1717 (2014).</li><li>Tan, L. L., Morgan, P., Cai, Z. Q., Straughan, R. 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Die Autoren erklären keine konkurrierenden Interessen außer BR, die eine Beteiligung an Medicon Pharmaceuticals, Inc. und Apis Therapeutics, LLC hat; und LH, ein Mitarbeiter von Medicon Pharmaceuticals, Inc. mit einer Beteiligung an Apis Therapeutics, LLC.

Kaninchen sind sehr attraktiv für das Studium von DED. Ihre Hornhaut und Bindehaut haben eine Oberfläche näher an der des Menschen im Vergleich zu Mäusen und Ratten; ihre Ergänzung von medikamentösen metabolisierenden Enzymen wie Esterasen und Histologie ihrer Tränendrüsen ähneln denen des Menschen, und ihre Augen sind groß genug für informative pharmakokinetische Studien. Im Vergleich zu Schweinen und Affen, mit denen sie ähnliche Eigenschaften teilen, kosten sie weniger und ihre experimentelle Manipulation ist einfacher. Wenn mechanistische Studien in Betracht gezogen werden, besteht ein relativer Nachteil des Kaninchens im Vergleich zu Mäusen darin, dass weniger Reagenzien (z. B. monoklonale Antikörper) zur Verfügung stehen. Auf der anderen Seite ist das Kaninchen Mäusen für pharmakokinetische und Bioverteilungsstudien weit überlegen, da einzelne Gewebe leicht seziert werden und von ausreichender Größe für analytische Arbeiten sind, wodurch "Probenpooling" vermieden wird.
Ein kritischer allgemeiner Parameter ist die Akklimatisierungszeit der Kaninchen. Die Tiere werden vom Verkäufer unter Bedingungen verschifft, die oft keine Transportumgebung mit der entsprechenden Temperatur oder Luftfeuchtigkeit gewährleisten. Einige Tiere haben bei der Ankunft möglicherweise bereits ein trockenes Auge entwickelt. Eine zweiwöchige Eingewöhnungszeit wird empfohlen. Ebenso wichtig ist die sorgfältige Aufmerksamkeit auf die Feuchtigkeit und Temperatur des Raumes, in dem die Studienkaninchen im Vivarium untergebracht sind. Abweichungen in beiden Zustand können große Schwankungen in ihrem Augenstatus verursachen. Haben Sie Luftbefeuchter und Luftentfeuchter zur Hand. Wenn das zentralsystem ausfällt, handeln Sie schnell, um die Umgebungsfeuchtigkeit mit dem Back-up-Gerät wiederherzustellen. Denken Sie daran, dass solche unglücklichen Entwicklungen in den Sommermonaten häufiger auftreten. Die drei wichtigsten Schritte zur erfolgreichen Induktion von DED bei Kaninchen sind jedoch: 1) die geschickte Verwendung von US-Bildgebung, um die ILG zu identifizieren und die Injektion von Con A zu lenken und zu bestätigen; 2) Sicherstellung der Injektion sowohl der ILG als auch der beiden Teile der SLG; und 3) zuverlässig und reproduzierbar die Parameter von DED zu bestimmen.
Die Entwicklung der erforderlichen experimentellen Fähigkeiten ist nicht trivial, sollte aber keinen ernsthaften Prüfer abschrecken. Erwarten Sie, dass die Lernkurve innerhalb von fünf Iterationen abgeschlossen wird. Ein US-Bildgebungssystem von angemessener Qualität ist unerlässlich. Die Anerkennung anatomischer Kennzeichen durch die USA ist wichtig, daher sollte der Forscher die Anatomie des Kaninchens überprüfen. Die ausgezeichnete Beschreibung der Kaninchenanatomie von Davis25, einem Klassiker, kann immens hilfreich sein. Beachten Sie auch die Unterschiedliche in der Größe der ILG. Daraus folgt, dass der Erfolg von Con A immer mit Follow-up-Bildgebung bestätigt werden muss. Variationen in der Reaktion auf Con A in einer Gruppe von Kaninchen ist am häufigsten auf die Injektionstechnik (erfolglose oder teilweise erfolgreiche Injektion) oder auf das Ignorieren der Fähigkeit von Rest-Tränendrüsengeweben, durch Überproduktion von Rissen zu kompensieren. Für diejenigen, die die Injektionstechnik beherrschen möchten, kann die Injektion von Methylenblau gefolgt von einer prompten anatomischen Zerlegung hilfreich sein; Visualisierung wird erreicht, wenn sie die Tränendrüse erreicht oder auf benachbarte Gewebe verschüttet wird. Bis heute wurde diese Injektionsmethode über 270 Mal von den Autoren ohne eine einzige Komplikation durchgeführt.
Die oben vorgestellten fünf Parameter von DED zu bestimmen, kann ebenso schwierig sein wie ihre Bestimmung in der klinischen Praxis. Obwohl zirkadiane Variationen noch nicht formal in einer von ihnen dokumentiert wurden, gibt es genügend Hintergrundbeweise für solche Phänomene im Auge28, dass sie zur gleichen Tageszeit untersucht werden sollten (ca. 1 h), vor allem, wenn wiederholte Tests durchgeführt und miteinander verglichen werden sollen. Die Konsistenz bei der Durchführung dieser Assays ist von wesentlicher Bedeutung. Ein zweier Team ist erforderlich. Vier oder mehr Ermittler im selben Raum, die an den Tests teilnehmen, können störend sein, da einige Schritte ein strenges Timing erfordern. Eine angemessene und qualitativ hochwertige fotografische Dokumentation, sofern angegeben, ist wichtig.
Dieses Modell eignet sich ideal für Studien zur Arzneimittelentwicklung. Die Beherrschung des Tiermodells und der Assay-Techniken sorgten für eine hervorragende Reproduzierbarkeit19 von Wirksamkeits- und Sicherheitsstudien.
Dies ist ein leistungsstarker experimenteller Ansatz, weil er die verwirrende Variabilität früherer Modelle eliminiert, das Tiermodell rationalisiert und im Wesentlichen standardisiert die fünf Parameter von DED ermittelt. Die erfolgreiche Anwendung dieses Modells auf die Untersuchung eines kandidaten therapeutischen Wirkstoffs hat seinen praktischen Nutzen als informatives Tiermodell für eine Krankheit bestätigt, die dringend neue Wirkstoffe und ein tieferes Verständnis ihrer Pathogenese braucht.

Trockene Augenkrankheit (DED) ist eine chronische Erkrankung mit hoher Prävalenz und Morbidität1,2,3,4. Entzündung spielt eine Schlüsselrolle bei der Pathogenese5,6. Die Pathophysiologie von DED wird als Folge von Unterproduktion oder Überverdunstung von Tränen herableitend; Erstere ist auch als wässrig-mangelhafte DED7bekannt. Das Sjögren-Syndrom, eine ausgiebig untersuchte prototypische Ursache von DED, betrifft in erster Linie die Tränendrüsen (LGs) und ist ein eindrucksvolles Beispiel für ihre Bedeutung bei der Pathogenese von DED. DED wird oft mit künstlichen Tränen behandelt, die vorübergehende Linderung bieten, oder mit Cyclosporin oder Lifitegrast, die beide Augenentzündungen unterdrücken. Keine der verfügbaren Behandlungen für DED sind optimal, was die Entwicklung neuer Wirkstoffe erforderlich macht8,9.
Die Suche nach neuen therapeutischen Wirkstoffen für DED wird durch drei große Herausforderungen behindert: das Fehlen eines anerkannten medikamentösen molekularen Targets, das angesichts der pathophysiologischen Komplexität von DED schwer fassbar sein kann; die Geringverdiener vielversprechender Agenten; und das Fehlen von Tiermodellen, die die wichtigsten Merkmale von DED rekapitulieren.
Wie bei den meisten Bemühungen zur Entwicklung von Medikamenten sind informative Tiermodelle von DED ein entscheidendes Untersuchungsinstrument, ungeachtet der axiomatischen Aussage, dass kein Tiermodell eine menschliche Krankheit vollständig rekapituliert. Maus-, Ratten- und Kaninchenmodelle von DED sind die am häufigsten verwendeten, während Hunde und Primaten selten verwendet werden10,11. Die meisten der mehr als 12 Bisher gemeldeten Kaninchen-DED-Modelle versuchen, die Tränenproduktion zu reduzieren, indem sie entweder LGs entfernen oder ihre Funktion behindern12,13,14,15,16. Solche Ansätze umfassen die chirurgische Resektion der ILG; Schließung des Ausscheidungskanals; und Beeinträchtigung der LG-Funktion durch Bestrahlung oder Injektion eines der folgenden Punkte: aktivierte Lymphozyten, Mitogene, Botulinumtoxin, Atropin oder Benzalklonium. Wesentliche Einschränkungen dieser Methoden sind ihre Inkonsistenz und die häufige teilweise Unterdrückung der Tränenproduktion.
Concanavalin A (Con A), ein Lektin pflanzlichen Ursprungs, ist ein potenter Stimulator T-Zell-Subsets und wurde in experimentellen Modellen von Hepatitis17 und DED18verwendet. Das ursprüngliche Con-A-basierte Modell soll erhebliche Vorteile bieten, einschließlich seiner relativen Einfachheit; entzündlicher Zellzufluss in den LGs, die Krankheiten wie Sjogren imitieren; Stimulation der proinflammatorischen Zytokine IL-1, IL-8 und TGF-Nr. 1; reduzierte Tränenfunktion überwacht durch Messung der Rissfluorescein-Freiraum- und Reißunterbrechungszeit (TBUT); und Arzneimittelreaktion für ein entzündungshemmendes Kortikosteroid gezeigt.
Bei der Anwendung dieser vielversprechenden Methode wurden zusätzlich zu ihren Vorteilen Einschränkungen festgestellt, die eine allgemeine Überarbeitung und drastische Verbesserungen erforderten. Drei kritische Mängel der Methode sind dokumentiert. Erstens war das Modell ein akutes; der induzierte DED nach ca. 1 Woche nachgelassen. Zweitens war die Reaktion der Tiere inkonsequent. Wie sich gezeigt hat, wurde Con A bei "blinden" transkutanen Injektionen in das inferiorE LG (ILG) nur zufällig an die Zieldrüse geliefert. Detaillierte Untersuchungen der Anatomie der ILG ergaben, dass ihre Größe bis zu 4-fach19 variieren konnte, was solche Injektionen "Hit-or-Miss"-Bemühungen macht. Schließlich kompensierte das überlegene LG (SLG) auch bei der Injektion der ILG häufig den reduzierten Durchreißfluss, was das Modell problematisch machte.
Diese wesentlichen Einschränkungen wurden durch die Einführung von drei Änderungen an der Methode überwunden, wodurch ein überlegenes Tiermodell von DED generiert wurde. Zunächst wurde die Injektion von Con A in die ILG unter Ultraschall -anleitung durchgeführt, um sicherzustellen, dass Con A in die Drüse gelangte. Der Erfolg der Injektion wurde durch die Erlangung eines US-Bilds nach der Injektion bestätigt, wie in Abbildung 1dargestellt. Zweitens wurden zur Beseitigung des kompensatorischen Tränenbeitrags der SLG sowohl der palpebrale als auch der orbitale Teil dieser Drüse mit Con A injiziert. Schließlich wurde dieses akute Modell von DED durch wiederholte Injektionen von Con A alle 7-10 Tage in ein chronisches umgewandelt. DED von 2 Monaten Dauer ist leicht bei diesen Kaninchen erreicht. Der Erfolg dieses Ansatzes wurde ausführlich dokumentiert19.
Wie bereits erwähnt, besteht eine wichtige Anwendung von Tiermodellen von DED darin, die Wirksamkeit und Sicherheit von Kandidatentherapeutika zu bestimmen. Der Nutzen dieses Modells wurde durch die Studie von Phosphosulindac (OXT-328), einem neuartigen entzündungshemmenden kleinen Molekül20,21 als Augentropfen verabreicht demonstriert. Seine Wirksamkeit wurde anhand eines Panels von Parametern von DED19nachgewiesen. Die relative Einfachheit und informative Natur dieses Modells ermöglichte auch einen Vergleich von Phosphosulindac mit den beiden von der FDA zugelassenen Arzneimitteln für DED, Cyclosporin und Lifitegrast, was seine starke präklinische Überlegenheit demonstrierte.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>100 mm macro lens</td>
			<td>Canon EF 100mm f/2.8L IS USM</td>
			<td>3554B002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 gauge needles (5/8)</td>
			<td>Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ</td>
			<td>305115</td>
			<td>Needles for injecting ConA into the lacrimal glands</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 gauge needles (5/8)</td>
			<td>Becton Dickinson and Company, Franklin Lakes, NJ</td>
			<td>305921</td>
			<td>Needles for injecting ConA into the lacrimal glands</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aceproinj (acepromazine)</td>
			<td>Henry Schein Animal Health, Dublin, OH</td>
			<td>NDC11695-0079-8</td>
			<td>0.1ml/kg subcutaneously injection for rabbit sedation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia vaporizer</td>
			<td>VetEquip, Pleasanton, CA</td>
			<td>Item #911103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bishop Harmon Forceps</td>
			<td>Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ</td>
			<td>E1500-C</td>
			<td>Tissue forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Caliper</td>
			<td>Bausch and Lomb (Storz), Bridgewater, NJ</td>
			<td>E-2404</td>
			<td>Caliper used to measure length of needle during ConA injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Concanavalin A</td>
			<td>Sigma, St. Louis, MO</td>
			<td>C2010</td>
			<td>Make 5mg/ml in PBS for injection into rabbit lacrimal glands</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DSLR camera</td>
			<td>Canon EOS 7D DSLR</td>
			<td>3814B004</td>
			<td>Digital single lens reflex camera</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fluorescein</td>
			<td>AKRON, Lake Forest, IL</td>
			<td>NDC17478-253</td>
			<td>Dilute to 0.2% with PBS to measure TBUT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Henry Schein, Melville, NY</td>
			<td>29405</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactoferrin ELISA kit</td>
			<td>MyBiosource, San Diego, CA</td>
			<td>MBS032049</td>
			<td>Measure tear lactoferrin level</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lidocaine</td>
			<td>Sigma, St. Louis, MO</td>
			<td>L5647</td>
			<td>1% in PBS for anesthesia agent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>macro/ring flash</td>
			<td>Canon Macro Ring Lite MR-14EXII</td>
			<td>9389B002AA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Osmolarity tips</td>
			<td>TearLab Corp., San Diego, CA</td>
			<td>#100003 REV R</td>
			<td>Measure tear osmolarity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (phosphate buffered saline)</td>
			<td>Mediatech, Inc. Manassas, VA</td>
			<td>21-031-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit, New Zealand White or Dutch Belted (as described in text)</td>
			<td>Charles River Labs, Waltham, MA</td>
			<td>2-3 kg</td>
			<td>Research animals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rose Bengal</td>
			<td>Amcon Laboratories Inc., St. Louis, MO</td>
			<td>NDC51801-004-40</td>
			<td>1% in PBS, stain the ocular surface</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schirmer strips</td>
			<td>Eaglevision, Katena products. Denville, NJ</td>
			<td>AX13613</td>
			<td>Measure tear production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Loupes +1.50</td>
			<td>Designs for Vision, Bohemia, NY</td>
			<td>Specialty item</td>
			<td>Provide magnificantion of ocular surface while observing tear break up and performing Concanavalin A injections.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TearLab Osmometer</td>
			<td>TearLab Corp., San Diego, CA</td>
			<td>Model #200000W REV A</td>
			<td>Measure tear osmolarity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasound probe</td>
			<td>VisualSonics Toronto, Ont</td>
			<td>MX 550 S</td>
			<td>Untrasonography-guide Con A injection for inferior lacrimal gland</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rabbit model of aqueous-deficient dry eye disease induced by concanavalin a injection into the lacrimal glands: application to drug efficacy studies

Trockene Augenkrankheit (DED), eine multifaktorielle entzündliche Erkrankung der Augenoberfläche, betrifft 1 von 6 Menschen weltweit mit erschütternden Auswirkungen auf die Lebensqualität und die Gesundheitskosten. Der Mangel an informativen Tiermodellen, die seine Hauptmerkmale rekapitulieren, behindert die Suche nach neuen therapeutischen Wirkstoffen für DED. Verfügbare DED-Tiermodelle weisen eine begrenzte Reproduzierbarkeit und Wirksamkeit auf. Hier wird ein Modell vorgestellt, in dem DED induziert wird, indem das Mitogen Concanavalin A (Con A) in die orbitalen Tränendrüsen von Kaninchen injiziert wird. Innovative Aspekte dieses Modells sind die Verwendung von Ultraschall (US) Anleitung, um eine optimale und reproduzierbare Injektion von Con A in die minderwertige Tränendrüse zu gewährleisten; Injektion von Con A in alle orbitalen Tränendrüsen, die die kompensatorische Produktion von Tränen einschränkt; und Verwendung von regelmäßigen Wiederholungsinjektionen von Con A, die den Zustand von DED nach Belieben verlängern. DED und seine Reaktion auf Testmittel werden mit einem Panel von Parametern überwacht, die die Tränenproduktion, die Stabilität des Tränenfilms und den Status der Hornhaut- und Bindehautschleimhaut bewerten. Dazu gehören Tränenosmolarität, Tränenbruchzeit, Schirmers Tränentest, Rosenbengalenfärbung und Tränenlactoferrin-Spiegel. Die Induktion von DED und die Überwachung seiner Parameter werden ausführlich beschrieben. Dieses Modell ist einfach, robust, reproduzierbar und informativ. Dieses Tiermodell eignet sich zur Untersuchung der Tränenphysiologie und der Pathophysiologie von DED sowie zur Beurteilung der Wirksamkeit und Sicherheit von Kandidatenstoffen für die Behandlung von DED.

Con-A-Injektionen induzierten eine starke Entzündungsreaktion in den Tränendrüsen, die durch ein dichtes lymphozytisches Infiltrat gekennzeichnet waren (Abbildung 13), begleitet von einer verringerten Tränenproduktion. Alle Reißparameter wurden deutlich geändert (Tabelle 1 und Tabelle 2). Darüber hinaus wurden Tränenlactoferrin-Spiegel unterdrückt (Kontrolle = 3,1 x 0,45 vs. Injizierte Con A = 2,7-0,02 ng/mg-Protein (Mittelwert SEM); p<0,03). Das Endergebnis war ein kompromittiertes Hornhaut- und Bindehautepithel, das durch erhöhte rosabengalische Färbung belegt wird (Abbildung 6).
Die Injektion der drei Orbital-LG-Gewebe erzeugte einen konsistenten und einheitlichen DED-Zustand im Gegensatz zu den Zuständen, die mit früheren Methoden18,27erreicht wurden. Zu diesem Ergebnis trugen wesentlich die US-geführte Injektion der ILG und die Injektion der OSLG bei. Tabelle 1 fasst die wichtigsten Ergebnisse dieser Methode zusammen. Alle Änderungen stimmen mit dem strengen DED überein.
Ein einziger Satz Con A Injektionen produziert DED von etwa 1 Woche; alle klinischen Parameter normalisieren sich nach Tag 10 (Tabelle 2). Sequenzielle Con-A-Injektionen im Abstand von etwa 1 Woche verlängern die Dauer von DED entsprechend. Zum Beispiel, der zweite Satz von Con A Injektionen an Tag 7 hält DED für 2 Wochen und so weiter. Nach ca. 5 Injektionssätzen wird der DED-Zustand oft dauerhaft, ohne dass weitere Injektionen erforderlich sind.
Als die Kaninchen mit Con A-induziertem DED mit dem neuartigen Wirkstoff Phosphosulindac behandelt wurden, unterdrückte es die Krankheit deutlich. Zum Beispiel hat die TBUT nach einer Woche Behandlung mit diesem Mittel im Vergleich zu fahrzeugbehandelten Tieren deutlich zugenommen (43,6 x 4,0 vs. 12,2,8 s; p<0,001; Mittelwert sem bzw. sem für diese und die folgenden Werte), während die Tränenosmolarität normalisiert wurde (294 x 4,6 vs. 311 x 2,0 mOsm/L, p<0,002). Mechanistisch verringerte Phosphosulindac die Konzentrationen von zwei entscheidenden Interleukins, IL-1, (8,4,1,2 vs. 21,2,6,6 pg/mg-Protein; p<0,03) und IL-8 (4,9-1,7 vs. 13,5,0 pg/mg-Protein; p<0,05)19.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig1a.jpg"> Abbildung 1: Ultraschallbild der minderwertigen Tränendrüse. Oberes Panel: Die ILG, während sie sich tiefer im Orbit bewegt, um unter dem zygomatischen Bogen zu liegen. Die gestrichelte Linie stellt die Linie auf der Haut dar, über die die US-Sonde gefegt wird. Mittlere Panels: Während das Handstück über diese Linie gefegt wird, sucht der Prüfer nach dem Verlust des zygomatischen Knochenechos, das im linken Bild (Pfeil) vorhanden ist und im rechten Bild verschwindet. Untere Panels: Bilder der ILG, die vor(links) und nach(rechts) Injektion von Con A aufgenommen wurden. Die Entwicklung eines großen zystischen Raumes innerhalb der Drüse bestätigt die ordnungsgemäße Lieferung. Nachdruck mit Genehmigung19. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig1alarge.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig02.jpg"> Abbildung 2: Gasmaskensedation. Dieses Foto zeigt die Gasmaske, die eine kurze moderate Sedierung mit Isoflurane bietet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig3a.jpg"> Abbildung 3: Entfernung der nictitierenden Membran. (A) Injektion von Lidocain/Epinephrin. (B) Abschneiden der nictitating Membran an ihrer Basis mit Westcott-Schere. (C) Die Augenoberfläche wird nach entfernung der nictitierenden Membran leichter visualisiert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig03.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig4a.jpg"> Abbildung 4: Messung der Zerreißzeit. (A) Einheitliches grünes Tränenfilmbild der Hornhautoberfläche unter blauem Licht unmittelbar nach Anwendung von Fluoresceintropfen. (B) Hornhautoberfläche, die bereits durch mehrere dunkle Kreise und lineare Streifen im Fluorescein gekennzeichnet ist. Die Aufspaltungszeit wird aufgezeichnet, sobald sich der erste dunkle Fleck oder die erste Dunkle Linie entwickelt. Die beiden hellblauen Kreise sind Reflexionen der Lichtquelle aus der Hornhaut. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig5a.jpg"> Abbildung 5: Schirmers Reißtest. (A) Die richtige Platzierung des Weck-Cel-Schwamms im unteren Fornix, um alle restliche topische Lidocainlösung und Grundrisse zu entfernen. Indem man den hinteren Rand des dreieckigen Schwamms unter den unteren Deckelrand legt, kann man eine sehr gleichmäßige Technik beibehalten, um die Augenoberfläche vor der Platzierung der Reißstreifen zu trocknen. (B) Ein Reißband, der in der Mittleren Position des unteren Deckels zwischen dem Globus und dem unteren Deckel (palpebrale Bindehaut) angebracht ist. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig06.jpg"> Abbildung 6: Rosenbengalen Färbung. Obere: Fotografien der Hornhautoberfläche. Links: Vor der Behandlung mit Con A ist keine rosabengalische Färbung vorhanden. Rechts: Diffuse Hornhaut- und Bindehautfärbung ist im oberen Nasenquadranten nach der Injektion (oben rechts) zu sehen. Unter: Konjunktive Abformzytologie aus der überlegenen Bulbarkonjunktiva. Links: Vor der Behandlung sind zahlreiche Kelchenzellen vorhanden. Rechts: Epithelzellen sind vorhanden, aber Kelchenzellen fehlen nach der Behandlung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig7a.jpg"> Abbildung 7: Zubereitung von Kaninchen für Concanavalin-A-Injektionen. (A) Kleine Scheren werden verwendet, um Fell zu entfernen, so dass eine einfachere Visualisierung von Landmarken, um die Orbital überlegene Tränendrüse zu identifizieren. (B) Nair wird verwendet, um Haare zu entfernen, die nach dem Scheren zurückbleiben. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig07.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig8a.jpg"> Abbildung 8: Injektion der palpebralen Tränendrüse. (A) Die palpebrale Tränendrüse, die als bauchige Erhebung im hinteren zeitlichen Teil des oberen Deckels erscheint. Tränen werden von der Oberfläche dieser Drüse nach dem Auftragen eines Tropfens von 2% Fluorescein strömen gesehen. (B) Die palpebrale Tränendrüse wird injiziert, während das Kaninchen eine moderate Sedierung erhält. Ein Ermittler zieht das Augenlid zurück, optimiert die Exposition der Drüse und sichert die Maske, während der zweite Prüfer die Drüse injiziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig08large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig09.jpg"> Abbildung 9: Lokalisierung der orbitalen oberen Tränendrüse. Veränderungen der Hautkonturen zeigen die Position der OSLG an, während sie durch die hintere Inziation ragt. Der abwechselnde mediale Druck auf den Globus(großer Pfeil)bewirkt, dass die überlegene Orbitaldrüse verfällt, was als eine kleine Höhe in der Haut angesehen wird. Diese Höhe wird jedes Mal größer, wenn der Druck ausgeübt wird (kleine Pfeile). Die Lage dieser Drüse ist in der Regel im Einklang mit dem hinteren Orbitalrand. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig09large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig10a.jpg"> Abbildung 10: Injektion der orbitalen überlegenen Tränendrüse. (A) Anwendung des sanften Drucks auf den Schädel mit feinverzahnten Zangen in dem Bereich, der wie in Abbildung 9vorlief. Eine dünne, schlitzartige Öffnung im Schädel kann palpatiert werden. Das Verlassen einer kleinen Einzugsmarke mit den Zangen trägt erheblich zur Platzierung der Nadel während der Injektion bei. (B) Die Nadel wird senkrecht durch die Inziversicherung eingeführt. Bei falscher Stellung wird sein Durchgang durch den knöchernen Schädel gestoppt. (C) Die Nadel befindet sich in der Endposition zum seitlichen Canthus gewinkelt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig10.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig11a.jpg"> Abbildung 11: Lokalisierung der minderwertigen Tränendrüse. (A) Die Prominenz des oberflächlichen Teils der ILG, der durch den unteren Deckel gesehen wird. Die kurvenlineare Stiftmarke bezeichnet die untere Position der Drüse. Die vertikale Linie unter dem Nasenlimbus bezeichnet die ungefähre Position, an der die ILG in eine tiefere Position innerhalb der Umlaufbahn übergeht und als visuelle Referenz für die USA dient. (B) US-Handstück, das über den Bereich der vertikalen Linie fegt; Der US-Monitor zeigt an, wo der zygomatische Knochen endet, wo die ILG übergeht und wo die Con-A-Injektion verabreicht werden sollte ("Injektionsstelle"). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig11large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig12.jpg"> Abbildung 12: Injektion der minderwertigen Tränendrüse. Die Injektion der ILG erfolgt an dem von den USA identifizierten Ort. Die Injektionstiefe wird wie im Text beschrieben berechnet (Schritt 5.8.6). Die Kaliber (gesehen hinter der Nadel) sorgen dafür, dass die Nadel vor der Injektion in die richtige Tiefe gelegt wird. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig12large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 13" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59631/59631fig13.jpg"> Abbildung 13: Histologie der Tränendrüsen. Gewebeabschnitte einer normalen minderwertigen Tränendrüse mit typischer Tubulo-Alveolar-Struktur (A) und anschließender Injektion von Con A (B), die ein ausgeprägtes lymphozytisches Infiltrat mit Auswirkung der Struktur zeigen. Ähnliche entzündliche Infiltrate sind in den überlegenen Tränendrüsen zu beobachten. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59631/59631fig13large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td rowspan="3">Injektionsmethode</td>
			<td colspan="2">TBUT, sek</td>
			<td colspan="2">Tränenosmolalität, Osm/L</td>
			<td colspan="2">STT, mm</td>
		</tr>
<tr>
<td>Basislinie</td>
			<td>NachderInjektion</td>
			<td>Basislinie</td>
			<td>NachderInjektion</td>
			<td>Basislinie</td>
			<td>NachderInjektion</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Mittelwert - SEM, Veränderung in %</td>
		</tr>
<tr>
<td>ILG ohne US-Führung</td>
			<td rowspan="3">58,5 x 1,5</td>
			<td>44,5 x 7,7</td>
			<td rowspan="3">297 € 4,9</td>
			<td>300 x 3,8</td>
			<td rowspan="3">15,2 x 0,9</td>
			<td>12,9 € 2,2</td>
		</tr>
<tr>
<td>%Änderung</td>
			<td>-23%</td>
			<td>1%</td>
			<td>-15%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p=0,05</td>
			<td>p=0,36</td>
			<td>p=0,21</td>
		</tr>
<tr>
<td>US-geführte ILG + PSLG</td>
			<td rowspan="3">59,4 x 0,6</td>
			<td>11,4 x 4,2</td>
			<td rowspan="3">296 € 4,7</td>
			<td>326 bei 3,7</td>
			<td rowspan="3">15,1 x 1,3</td>
			<td>10,7 x 1,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>Veränderung in %</td>
			<td>-81%</td>
			<td>10%</td>
			<td>-29%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p<0,0001</td>
			<td>p<0,0001</td>
			<td>p<0,03</td>
		</tr>
<tr>
<td>US-geführte ILG + PSLG + OSLG</td>
			<td rowspan="3">60 x 0,0</td>
			<td>6,2 x 1,3</td>
			<td rowspan="3">299 € 2,9</td>
			<td>309 € 2,8</td>
			<td rowspan="3">14,6 x 0,9</td>
			<td>9,9 x 1,3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Veränderung in %</td>
			<td>-90%</td>
			<td>3%</td>
			<td>-32%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p<0,0001</td>
			<td>p<0,008</td>
			<td>p<0,002</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="7">Alle Werte wurden am 6. Tag nach einer einzigen Injektion von Con A in die aufgeführten Drüsen gemessen. Alle Vergleiche wurden nach Baseline durchgeführt. *ILG, minderwertige Tränendrüse; PSLG, palpebrale Portion der überlegenen Tränendrüse; OSLG, orbitaler Teil der überlegenen Tränendrüse; USA, Ultraschall.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Wirkung der Injektionstechnik und Anzahl der Injektionsstellen auf die Schwere des trockenen Auges.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td rowspan="2"></td>
			<td rowspan="2">Basislinie</td>
			<td>Tag 6</td>
			<td>Tag 13</td>
			<td>Tag 21</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 Injektion</td>
			<td>2 Injektionen</td>
			<td>3 Injektionen</td>
		</tr>
<tr>
<td>TBUT, sek</td>
			<td rowspan="3">58,5 x 1,5</td>
			<td>44,5 x 7,7</td>
			<td>29,2 x 7,8</td>
			<td>12,8 x 3,9</td>
		</tr>
<tr>
<td>Veränderung in %</td>
			<td>-24%</td>
			<td>-50%</td>
			<td>-78%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p=0,17</td>
			<td>p=0,001</td>
			<td>p<0,0001</td>
		</tr>
<tr>
<td>TOsm, Osm/L</td>
			<td rowspan="3">297 € 4,9</td>
			<td>300 x 3,9</td>
			<td>308 x 4,9</td>
			<td>313 € 2,7</td>
		</tr>
<tr>
<td>Veränderung in %</td>
			<td>1%</td>
			<td>4%</td>
			<td>5%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p=0,36</td>
			<td>p=0,04</td>
			<td>p=0,003</td>
		</tr>
<tr>
<td>STT, mm</td>
			<td rowspan="3">15,2 x 0,9</td>
			<td>9,3 x 1,6</td>
			<td>12,9 x 1,6</td>
			<td>7,4 x 1,1</td>
		</tr>
<tr>
<td>Veränderung in %</td>
			<td>-39%</td>
			<td>-15%</td>
			<td>-51%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>p=0,17</td>
			<td>p=0,13</td>
			<td>p=0,008</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">Es wurden Vergleiche mit der Ausgangsbasis angestellt.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 2: Wirkung wiederholter Con-A-Injektionen in ILG auf die Dauer von DED.

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A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Glands: Application to Drug Efficacy Studies

Dieser Artikel beschreibt die Entwicklung einer Methode, um akute oder chronische trockene Augenerkrankungen bei Kaninchen zu induzieren, indem Concanavalin A in alle Teile des Orbital-Tränendrüsensystems injiziert wird. Diese Methode, die den bereits gemeldeten überlegen ist, erzeugt ein reproduzierbares, stabiles Modell des trockenen Auges, das für die Untersuchung pharmakologischer Wirkstoffe geeignet ist.

A Rabbit Model of Aqueous-Deficient Dry Eye Disease Induced by Concanavalin A Injection into the Lacrimal Dlands: Application to Drug Efficacy Studies

Dry eye disease (DED), a multifactorial inflammatory disease of the ocular surface, affects 1 in 6 humans worldwide with staggering implications for ...

Unsere Methode bietet das fehlende zuverlässige Tiermodell von trockenen Augenerkrankungen, die akut oder chronisch sein können, dank unserer Methode, alle Tränendrüsen zu injizieren und Injektionen zu wiederholen. Diese Technik liefert Concanavalin A zuverlässig an die minderwertige Tränendrüse mittels Ultraschallführung zu den Drüsen von sehr unterschiedlichen Größen und bis hin zu überlegener Tränendrüse, was diese Methode zu einem vollständigen Ansatz macht. Dieses Modell bietet eine einfache, optimierte, nicht-chirurgische Möglichkeit, wässrige-mangelhafte trockene Augenerkrankungen auszulösen.Es ist gut geeignet, um die Wirksamkeit von Arzneimitteln und die Pathophysiologie von Krankheiten zu untersuchen. Die Identifizierung der hinteren Inziation und die Verwendung der Ultraschalllokalisierung kann zunächst eine Herausforderung darstellen. Das Entfernen des gesamten Fells ist entscheidend, um bei der Ultraschalllokalisierung für beide Schritte zu helfen.Demonstriert wird das Verfahren von Wei Huang, einem Doktoranden aus meinem Labor. Nachdem Sie eine leichte Sedierung durch Beobachtung einer entspannten Kopfposition mit nicht mehr vollständig aufrechten Ohrläppchen bestätigt haben, verwenden Sie eine Mikropipette, um 25 Mikroliter konservierungsfreies Lidocain auf das erste Auge aufzutragen und ein flexibles Drahtdeckelspekulum zwischen die Augenlider zu legen. Mit 0,3 Zangen greifen Sie die nictating Membran an ihrer Spitze und verlängern Sie sie über die Hornhaut.Mit einer 26 Gauge scharfen Nadel, injizieren Lidocain 1%mit 1:100, 000th Adrenalin subkonjuctivin in die Basis der nictating Membran. Über der Membran sollte sich eine moderate Blessur bilden. Entfernen Sie dann das Spekulum und machen Sie eine identische Injektion in die linke nictating Membran.Legen Sie den Deckel nach etwa fünf Minuten wieder in das Andere Auge und ziehen Sie die nictating Membran an ihrer Spitze mit 0,3 Zangen zurück. Schneiden Sie mit der Westcott-Schere die nictating Membran an ihrer Basis ab und entfernen Sie das Spekulum. Dann topische Antibiotikasalbe auf das Auge legen.Für die palpebrale Portionierung der überlegenen Tränendrüseninjektion, nach Bestätigung der Sedierung, das Fell im präorbitalen und Kopfhautbereich abscheren und Enthaarungscreme verwenden, um restlichefelle vollständig zu entfernen. Nach zwei Minuten die Creme entfernen und 25 Mikroliter 1%konservierungsfreier Lidocain auf das entsprechende Auge auftragen. Immer das obere Augenlid und wenden Sie sanften medialen Druck auf den hinteren Orbitalrand an, bis die Protuberanz, die den palpebralen Teil der Drüse markiert, zu sehen ist.Mit feinverzahnten Zangen und einer Tuberkulinspritze, die mit einer 27-Spur-Nadel ausgestattet ist, dringen Sie direkt über einen transkonjunktivalen Ansatz in die Drüse ein, der die Nadel zwei Millimeter in das Gewebe vorträgt, und injizieren Sie 100 Mikroliter einer 500-Mikrogramm-Lösung von Concanavalin A oder Con A. Unmittelbar nach der Injektion medialen Druck auf den Globus anwenden, um die überlegene Orbital-Tränendrüde aus der Hinterhaut zu protruzieren. Mit geschlossenen gekrümmten Zangen, einrücken den Bereich, bis die knöcherne Öffnung im Schädel gefühlt wird und wenden Sie weiteren bescheidenen Druck mit Zange, um einen Einzug in der Haut zu verlassen, um als Meilenstein für die Nadelplatzierung dienen. Legen Sie eine Tuberkulinspritze mit einer 27-Grad-Nadel senkrecht zur Haut über der Einzugsmarke etwa einen Viertel Zoll in den Schnitt ein und leiten Sie die Nadel nach außen und nach außen in Richtung des seitlichen Canthus, der auf den Mittelpunkt zwischen der Injektionsstelle und dem knöchernen Orbitalrand abzielt.Sobald die Nabe der Nadel erreicht ist, injizieren Sie langsam 0,2 Milliliter einer 1.000 Mikrogramm Lösung von Con A.Für iLG Injektion, sehen Sie das Tier von der Seite, um die Prominenz der ILG entlang des unteren vorderen Teils der Umlaufbahn zu lokalisieren. Verwenden Sie einen chirurgischen Markierungsstift, um eine vertikale Linie auf die Haut zu zeichnen, wo der oberflächliche Teil der ILG-Drüse von seiner oberflächlichen Ruhestätte auf dem zygomatischen Knochen zu seiner medialeren Position im Orbit übergeht. Sweep eine vertikal gehaltene Ultraschallsonde über die Linie auf der Haut, um das Ende des zygomatischen Knochens zu identifizieren.Der ILG-Übergang tritt dort auf, wo sich das Bild der Drüse von einer umschriebenen hyperechoischen Linie zu einer Linie ohne erkennbare mediale Grenze ändert. Die relative Position des Handstücks zur Linie, die auf der Haut gezeichnet wird, wenn diese Veränderung beobachtet wird, wird die Injektionsstelle sein. Um Con A an einer Stelle, die nur medial zum zygomatischen Bogenknochen ist, in eine Drüse zu legen, legen Sie die gewünschte Injektionstiefe als tiefes zygomatisches Knochenhyperechosignal plus einen Millimeter abzüglich der bekannten Nadellänge fest.Setzen Sie die Nadel etwa 12 Millimeter in die Drüse an der Injektionsstelle ein, bevor Sie sich langsam zurückziehen, bis die Länge der freiliegenden Nadel außerhalb des Körpers der berechneten Differenz entspricht. Dann injizieren 0,2 Milliliter einer 1.000 Mikrogramm Con A Lösung und bestätigen den Erfolg der Injektion durch Ultraschall. Die ILG sollte einen charakteristischen hyperechoischen Raum aufweisen.Con-A-Injektionen induzieren eine starke Entzündungsreaktion in der Tränendrüse, die durch ein dichtes lymphozytäres Infiltrat gekennzeichnet ist, das von einer verminderten Tränenproduktion begleitet wird. Tränen Lactoferrin-Spiegel werden unterdrückt, was zu einem kompromittierten Hornhaut- und Bindehautepithel und einer erhöhten rosabengalen Färbung führt. Die Injektion der drei orbitalen LG Gewebe erzeugt einen konsistenten und gleichmäßigen trockenen Augenkrankheit Zustand.Ein einziger Satz von Con A Injektionen produziert trockene Augenkrankheit, die etwa eine Woche dauert, wobei sich alle klinischen Parameter bis Tag 10 normalisieren. Sequenzielle Con-A-Injektionen im Abstand von etwa einer Woche verlängern die Dauer der Trockenaugenkrankheit entsprechend. Nach etwa fünf Injektionssätzen wird der Zustand der trockenen Augenkrankheit oft dauerhaft, ohne dass weitere Injektionen erforderlich sind.Die optimale Lokalisierung der Tränendrüsenstrukturen ist am wichtigsten. Vertrautheit mit Derartanatomie und Liebe zum Feinen einschließlich Entfernung des Fells zusammen mit Geschicklichkeit mit dem Ultraschall alle verbessern die Ergebnisse. Da diese einfache Technik die Verwendung von Scharfen erfordert, sollte die Untersuchung angemessene Vorsichtsmaßnahmen treffen, um Nadelstichverletzungen zu verhindern.

Research

JoVE Journal

Medicine

Experimental Glaucoma Induced by Ocular Injection of Magnetic Microspheres

Experimentelle Glaukom von Ocular Injektion von magnetischen Mikrokügelchen Induzierte

Progress in understanding the pathophysiology, and providing novel treatments for glaucoma is dependent on good animal models of the disease. We present ...

Forschung

Medizin

Scleral Cross-linking Using Riboflavin and Ultraviolet-A Radiation for Prevention of Axial Myopia in a Rabbit Model

Sklerale Vernetzungs Mit Riboflavin und UV-A-Strahlung-für Prävention von Axial Myopie in einem Kaninchenmodell

Myopic individuals, especially those with severe myopia, are at higher-than-normal risk of cataract, glaucoma, retinal detachment and chorioretinal ...

Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

Punktion-induzierte Iris Neovaskularisation als einem Mausmodell der Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Etablierung eines schweren Trockenauges modell mit vollständiger Dakryoadenektomie bei Kaninchen

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Establishment of a Mouse Severe Acute Pancreatitis Model using Retrograde Injection of Sodium Taurocholate into the Biliopancreatic Duct

Etablierung eines Mausmodells für schwere akute Pankreatitis mittels retrograder Injektion von Natriumtaurocholat in den Gallengang

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a ...

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Comparing Objective Conjunctival Hyperemia Grading and the Ocular Surface Disease Index Score in Dry Eye Syndrome During COVID-19

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