Name: assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis
Uploaded: 2019-06-26T14:00:00
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Nous tenons à remercier l'Installation d'imagerie analytique (AIF) de l'Albert Einstein College of Medicine pour son soutien en imagerie. Ce travail a été soutenu par des subventions du NCI (P30CA013330, CA150344, CA 100324 et CA216248), du SIG 1S10OD019961-01, du Gruss-Lipper Biophotonics Center et de son Programme d'imagerie intégrée, et de Ruth L. Kirschstein T32 de Montefiore pour l'étude du microenvironnement tumoral (CA200561).

GSK a co-écrit le manuscrit, réalisé l'imagerie pour la figure 1C et 3B, développé un protocole d'analyse des tissus fixes et analysé et interprété toutes les données; JMP a co-écrit le manuscrit et a effectué la chirurgie et l'imagerie intravitale pour la figure 1B,2C et 3A; LB et AC ont effectué la chirurgie et l'imagerie intravitale pour la figure 2B; RJ a effectué la chirurgie et l'imagerie intravitale pour la figure 2A; JSC a co-écrit le manuscrit et analysé et interprété toutes les données; MHO a co-écrit le manuscrit et analysé et interprété toutes les données; et DE a effectué la chirurgie et l'imagerie intravitale pour la figure 2D, a co-écrit le manuscrit, a développé l'analyse fixe des tissus et des protocoles d'imagerie intravitale, et a analysé et interprété toutes les données.

Toutes les expériences à l'aide d'animaux vivants doivent être menées conformément aux lignes directrices et règlements sur l'utilisation et les soins des animaux. Les procédures décrites dans cette étude ont été réalisées conformément aux règlements des National Institutes of Health concernant les soins et l'utilisation des animaux expérimentaux et avec l'approbation de l'Albert Einstein College of Medicine Animal Care and Use (IACUC).
1. Évaluation de la « perméabilité écl...

Ici, nous énoncions deux protocoles qui peuvent être appliqués pour visualiser et quantifier un type spécifique de perméabilité vasculaire qui est présent aux portes de TMEM et est associé à la perturbation des jonctions vasculaires serrées et adhérentes. Ce type de perméabilité vasculaire est transitoire et contrôlé par le complexe cellulaire tripartite TMEM, tel qu'expliqué ci-dessus5. La capacité d'identifier et de quantifier la perméabilité vasculaire TMEM-associée est cruc...

Les progrès récents dans notre compréhension de la métastes du cancer ont mis au jour que la transition épithéliale-mésenchymale (EMT) et l'induction d'une sous-population de cellules cancéreuses migratrices/invasives ne sont pas, en elles-mêmes, suffisantes pour la dissémination hématogène 1. En effet, on pensait auparavant que la métastisation des cellules cancéreuses intravasate à travers l'ensemble de l'endothélium associé au cancer que la tumeur neovasculature est souvent caractérisée par une faible couverture péritéyte, et en tant que tel, est très perméable et instable2,3,4. Bien que fortement suggestif des fonctions défectueuses dans la tumeur, les modifications vasculaires pendant la carcinogenèse ne fournissent pas l'évidence en soi que les cellules de tumeur peuvent pénétrer des vaisseaux sanguins facilement et d'une manière incontrôlée. Les connaissances issues d'études d'imagerie intravitale (IVI), dans lesquelles les cellules tumorales sont étiquetées de façon fluorescente et où la vascularisation est étiquetée par l'injection intraveineuse de sondes fluorescentes (comme le dextran ou les points quantiques), montrent que, bien que les vaisseaux tumoraux soient uniformément perméable à faible poids moléculaire dextrans (par exemple 70 kD), dextrans de poids moléculaire élevé (155 kD) et les cellules tumorales ne peuvent traverser l'endothélium que dans des sites spécialisés d'intravasation qui sont préférentiellement situés au point de branche vasculaire5, 6 Annonces , 7. Les analyses immunohistochimiques (IHC) à l'aide de modèles animaux et de matériel dérivé du patient humain ont montré que ces sites sont des « portes » qui se spécialisent dans la régulation de la perméabilité vasculaire, localement et transitoirement, offrant une brève fenêtre de l'occasion pour les cellules cancéreuses migratrices/invasives d'entrer dans la circulation. Ces portes sont appelées « microenvironnement de tumeur de métastase » ou « TMEM », et, tout à fait prévu, leur densité corrèle avec un plus grand risque de développer la maladie métastatique dans les patients de cancer du sein8,9, 10.
Chaque porte TMEM se compose de trois types distincts de cellules: un macrophage périvasculaire, une cellule tumorale surexprimant l'actin-régulateur mammifère protéine activée (Mena), et une cellule endothéliale, le tout en contact physique direct les uns avec les autres1, 5,9,10,11,12,13. L'événement clé pour la fonction de TMEM comme porte d'intravasation est la libération localisée du facteur de croissance endothéliale vasculaire (VEGF) sur le vaisseau sous-jacent par le macrophage périvasculaire14. VEGF peut perturber les jonctions homotypic entre les cellules endothéliales15,16,17,18,19, un phénomène qui se traduit par des fuites vasculaires transitoires, aussi la perméabilité « éclatante » décrite dans les études iVI 5. TMEM macrophages ont été montrés pour exprimer le récepteur de kinase de tyrosine TIE2, qui est exigé pour la fonction de TMEM VEGF-négociée et homing de ces macrophages à la niche périvasculaire5,20,21 , 22. En plus de réguler la dissémination des cellules cancéreuses et la métastase, TIE2- macrophages se sont avérés être les régulateurs centraux de l'angiogenèse tumorale21,22,23, 24,25,26,27,28,29,30,31. En tant que tel, les macrophages TIE2 représentent un constituant critique du microenvironnement tumoral et le régulateur principal de la cascade métastatique.
Pour mieux conceptualiser la perméabilité vasculaire médiée par TMEM (c.-à-d. « éclatement »), il est très important de la distinguer des autres modes de perméabilité vasculaire qui ne sont pas associés à la dissolution des jonctions cellules-cellules endothéliales. Dans un endothélium intact (dont les jonctions serrées et adhérentes ne sont pas perturbées), il existe trois principaux types de perméabilité vasculaire : a) la pinocytose, qui peut, ou non, être couplée à la transcytose du matériau ingéré; b) le transport du matériel par fenestrae endothélial; et c) le transport du matériel par la voie paracellulaire, qui est réglée par les jonctions serrées endothéliales15,16,17,18,19,32 , 33 Ans, états-unis ( , 34. Bien que déréglementés dans beaucoup de tumeurs, les modes mentionnés ci-dessus de perméabilité vasculaire ont été décrits principalement dans le contexte de la physiologie normale de tissu et de l'homéostasie, les extrêmes dont sont des tissus avec la perméabilité limitée ( par exemple, barrière hémato-encéphalique, barrière de test sanguin), ou perméabilité abondante (p. ex., capillaires fenestrés de l'appareil glomerulaire rénal)34,35,36,37.
À l'aide de la formation image intravitale multiphoton et de la microscopie multixée d'immunofluorescence, nous sommes en mesure de distinguer entre la perméabilité vasculaire Médiée TMEM (« éclatement ») et d'autres modes de perméabilité vasculaire dans les tumeurs mammaires. Pour ce faire, nous effectuons une seule injection intraveineuse d'une sonde de poids moléculaire de haut poids, étiquetée fluorescente chez la souris. Les événements spontanés d'éclatement peuvent alors être capturés utilisant l'imagerie intravitale chez les souris vivantes ; ou alternativement, l'extravasation de la sonde peut être quantifiée par des études de co-localisation avec la vascularisation de sang (par exemple CD31ou Endomucin)et les portes de TMEM utilisant la microscopie d'immunofluorescence. Les protocoles présentés ici décrivent ces deux techniques, qui pourraient être utilisées indépendamment ou en conjonction les unes avec les autres.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:681px;" width="682">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:239px;">Anti-rabbit IgG (Alexa 488)</td>
			<td style="width:224px;">Life Technologies Corporation</td>
			<td style="width:155px;">A-11034</td>
			<td style="width:64px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anti-rat IgG (Alexa 647)</td>
			<td>Life Technologies Corporation</td>
			<td>A-21247</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bovine Serum Albumin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP1600-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Citrate</td>
			<td>Eng Scientific Inc</td>
			<td>9770</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cover Glass Slips</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72296-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cyanoacrylate Adhesive</td>
			<td>Henkel Adhesive</td>
			<td>1647358</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DAPI</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>FP1490</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dextran-Tetramethyl-Rhodamine</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>T1287</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM/F12</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11320-033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Endomucin (primary antibody)</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>sc-65495</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Enrofloxacin</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>84753076 v-06/2015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F2442</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fish Skin Gelatin</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>G7765</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insulin Syringe</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>309659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorane</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>NDC 11695-6776-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Matrigel</td>
			<td>Corning</td>
			<td>CB40234</td>
			<td>Artificial extracellular matrix</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Needle (30 G)</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>305128</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phosphate Buffered Saline</td>
			<td>Life Technologies Corporation</td>
			<td>PBS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Polyethylene Tubing</td>
			<td>Scientific Commodities Inc</td>
			<td>BB31695-PE/1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>MouseOx</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Puralube Vet Ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>NDC 17033-211-38</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Quantum Dots</td>
			<td>Life Technologies Corporation</td>
			<td>Q21561MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rubber</td>
			<td>McMaster Carr</td>
			<td>1310N14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TMR (primary antibody)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A6397</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tween-20</td>
			<td>MP Biologicals</td>
			<td>TWEEN201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylene</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>184835</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis

La cause la plus fréquente de mortalité liée au cancer est la métastasie, un processus qui nécessite la dissémination des cellules cancéreuses de la tumeur primaire aux sites secondaires. Récemment, nous avons établi que la dissémination de cellules cancéreuses dans le cancer du sein primaire et aux emplacements métastatiques dans le poumon se produit seulement aux portes appelées microenvironnement de tumeur de la métastase (TMEM). Le nombre de porte de TMEM est pronostique pour la répétition éloignée de la maladie métastatique dans les patients de cancer du sein. Les portes tMEM sont composées d'une cellule cancéreuse qui sur-exprime la protéine régulatrice d'actine Mena en contact direct avec un macrophage périvasculaire et proangiogénique qui exprime des niveaux élevés de TIE2 et de VEGF, où ces deux cellules sont étroitement liées à un sang cellule endothéliale du navire. Les cellules cancéreuses peuvent intravasate par les portes TMEM en raison de la perméabilité vasculaire transitoire orchestrée par l'activité conjointe du macrophage TMEM-associé et de la cellule cancéreuse Mena-exprimant TMEM-associée. Dans ce manuscrit, nous décrivons deux méthodes pour l'évaluation de la perméabilité vasculaire transitoire TMEM-négociée : la formation image intravitale et l'immunofluorescence fixe de tissu. Bien que les deux méthodes aient leurs avantages et inconvénients, la combinaison des deux peut fournir les analyses les plus complètes de la perméabilité vasculaire TMEM-négociée ainsi que des prérequis microenvironnementaux pour la fonction TMEM. Étant donné que le processus métastatique dans le cancer du sein, et peut-être d'autres types de cancer, implique la dissémination des cellules cancéreuses par les portes TMEM, il est essentiel d'employer des méthodes bien établies pour l'analyse de l'activité de porte TMEM. Les deux méthodes décrites ici fournissent une approche globale de l'analyse de l'activité de porte TMEM, soit chez les animaux naïfs ou pharmacologiquement traités, ce qui est d'une importance primordiale pour les essais précliniques d'agents qui préviennent les cellules cancéreuses diffusion par TMEM.

Les procédures expérimentales décrites dans cet article de protocole sont brièvement résumées et illustrées dans la figure 1A-C.
Pour mesurer la perméabilité vasculaire médiée par TMEM (« activité d'éclatement ») et pour réduire le bruit expérimental d'autres modes de perméabilité vasculaire (c.-à-d. transcellulaire et paracellulaire, comme expliqué dans l'introduction), nous avons effectué l'intraveineuse (i.v.) injection de...

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Assessing Tumor Microenvironment of Metastasis Doorway-Mediated Vascular Permeability Associated with Cancer Cell Dissemination using Intravital Imaging and Fixed Tissue Analysis

Évaluation du microenvironnement tumoral de la perméabilité vasculaire médiée par la voie de la metastasie associée à la dissémination des cellules cancéreuses à l'aide de l'imagerie intravitale et de l'analyse des tissus fixes

Nous décrivons deux méthodes pour évaluer la perméabilité vasculaire transitoire liée au microenvironnement de tumeur de la fonction de porte de métastasie (TMEM) et de l'intravasation de cellules cancéreuses utilisant l'injection intraveineuse du poids moléculaire élevé (155 kDa) dextran chez les souris. Les méthodes incluent l'imagerie intravitale chez les animaux vivants et l'analyse des tissus fixes à l'aide de l'immunofluorescence.

The most common cause of cancer related mortality is metastasis, a process that requires dissemination of cancer cells from the primary tumor to secondary ...

Ces techniques complémentaires évaluent et mesurent la perméabilité de la vascularisation tumorale à l’aide du dextran de poids moléculaire élevé. Le protocole de tissu fixe offre une plus grande couverture tumorale, est à haut débit, et ne nécessite pas d’équipement d’imagerie multiphoton. D’autre part, le protocole intravital d’imagerie offre des informations en temps réel sur la cinétique, la fonction et l’interaction dynamique des cellules dans le microenvironnement tumoral de la métastase ou TMEM.Ainsi, les protocoles présentés ici permettent la mesure directe de la perméabilité vasculaire dépendante du TMEM qui est fortement corrélée avec la dissémination des cellules cancéreuses, c’est pourquoi ces protocoles peuvent être utilisés pour évaluer le potentiel métastatique des tumeurs. Pour générer des morceaux de tissu tumoral adaptés à la transplantation, commencez par l’euthanasie des souris tumorales comme décrit dans le protocole de texte. Placer une boîte de Pétri avec le milieu de culture cellulaire DMEM/F12 sur la glace dans le capot des vapeurs.Apportez la souris à la hotte de fumée et assainir l’abdomen de la souris avec 70% d’alcool éthylique. À l’aide de gants stériles et d’outils chirurgicaux, retirez les tumeurs et placez-les dans la boîte de Pétri. Couper la tumeur en petits morceaux, en jetant toutes les parties nécrotiques pendant qu’ils sont dans la boîte de Pétri.Pour transplanter les morceaux de tumeur dans les hôtes destinataires, anesthésier les souris qui ont été soulevées avec des macrophages génétiquement modifiés et étiquetés fluorescents comme décrit dans le protocole de texte. Réduire l’anesthésie à environ 3% d’isofluorane et appliquer de l’onguent ophtalmique sur les yeux de la souris pour éviter le séchage. Retirer les cheveux de plus de la quatrième glande mammaire de la souris.Après avoir nettoyé la peau avec de l’antiseptique, utilisez des instruments stérilisés pour faire une petite incision d’environ deux à trois millimètres juste inférieure au quatrième mamelon. Disséquer jusqu’à ce que la graisse mammaire soit exposée. Prenez un morceau de tumeur de la boîte de Petri et enduit dans la matrice extracellulaire artificielle.Tumeurs de greffe sous la quatrième garniture mammaire de graisse. Fermer l’incision à l’aide d’adhésif cyanoacrylate. Enfin, ajoutez un millilitre d’antibiotique enrofloxacine à l’eau potable des animaux.Anesthésier la souris et insérer un cathéter de veine de queue tel que décrit dans le protocole de texte. Faire une incision longitudinale midline à partir immédiatement supérieure aux organes génitaux et porter l’incision jusqu’au niveau de l’aspect supérieur de la quatrième glande mammaire. Porter l’incision transversale à l’aspect supérieur de la quatrième glande mammaire.Il est essentiel d’éviter de compromettre l’approvisionnement en sang à ce stade. Stabilisez le rabat cutané en apposant un petit morceau de caoutchouc rigide mesurant deux par deux centimètres sur le côté peau du rabat. Les tumeurs devraient être au centre de la zone stabilisée par le caoutchouc.Appliquez un petit film de cyanoacrylate sur le bord extérieur du cadre de fenêtre d’imagerie sur mesure. Maintenant, appliquez une petite gouttelette de PBS au centre du verre de couverture. Évitez tout contact entre le cyanoacrylate sur le cadre de la fenêtre et le PBS sur le verre pour éviter la polymérisation prématurée du cyanoacrylate.Séchez le tissu d’aileron environnant avec un lingette de laboratoire. Apposer la petite fenêtre d’imagerie sur le volet tissulaire avec la tumeur au centre de l’ouverture claire. Transférer le cathéter anesthésié de la souris et de la veine de la queue au stade du microscope.Faire preuve d’une extrême prudence pour s’assurer que le cathéter de veine de la queue ne tombe pas. À ce stade, effectuer l’imagerie intravitale à long terme tel que décrit dans le protocole texte et dans notre publication précédente JoVE. Pour une analyse plus élevée du débit et une plus grande couverture tumorale, utilisez l’immunofluorescence dans les tissus fixes pour évaluer la perméabilité vasculaire tmem-mentée.Pour effectuer la coloration de l’immunofluorescence, préparez d’abord les échantillons décrits dans le protocole textuel, puis effectuez la récupération des antigènes en chauffant les sections immergées dans le citrate près du point d’ébullition pendant 20 minutes. Après avoir laissé refroidir les échantillons à température ambiante pendant 15 à 20 minutes, lavez les échantillons en PBS trois fois pendant deux minutes chaque lavage. Bloquez pendant 60 à 90 minutes en bloquant le tampon, puis incubez des échantillons avec un mélange de rat primaire et d’anticorps rapides qui ciblent respectivement l’endomucin et la tétraméthylrhodamine.Après l’incubation, lavez les échantillons trois fois en PBST pendant deux minutes chacun. Incuber des échantillons avec un mélange d’anticorps d’âne secondaires contre Rat IgG et IgG rapide, puis laver les échantillons trois fois dans PBST pendant deux minutes chacun. Effectuez une coloration DAPI de routine et montez les diapositives à l’aide d’un support de montage dur sans glycérol.Conserver les échantillons dans un endroit sombre jusqu’à la numérisation. Pour obtenir des résultats optimaux, numérisez les diapositives sur un scanner numérique à glissière entière. Pour effectuer l’analyse d’images, capturez 10 champs de haute puissance par cas à l’aide de n’importe quel logiciel adapté à la pathologie numérique.Enregistrez les canaux endomucin et TMR séparément sous le nom de TIFF. À l’aide d’ImageJ, téléchargez les fichiers TIFF et convertissez-les en images 8 bits. Seuilz les images 8 bits au niveau du contrôle négatif et générez deux images binariées montrant les masques endomucin et TMR.À partir des outils binaires, sélectionnez Remplir les trous sur le masque endomucin. Générez l’image seuil de Dextran et enregistrez-la sous le nom de Roi Dextran. En outre, générer l’image endomucine seuil et l’enregistrer comme roi vasculaire et de générer l’image endomucine inversée et l’enregistrer comme roi extravasculaire.Ensuite, générer le retour sur investissement extravasculaire et l’image de Retour sur investissement Dextran et l’enregistrer comme Extravascular Dextran ROI. Enfin enregistrer l’image entière comme roi tumoral. Divisez la zone extravasculaire de roi de Dextran par la zone de roi de tumeur et multipliez par 100 pour générer la zone de pour cent que le Dextran extravasculaire couvre dans la tumeur entière.Répétez le processus pour 10 à 20 champs de haute puissance par cas et générer un Dextran extravasculaire moyen pour chaque cas. On y voit l’image d’une glande mammaire saine et en développement chez un animal transgénique. La vasculature est étiquetée par TMR Dextran en épithélium ductile rouge et mammaire est étiquetée par la protéine fluorescente dendra2 en vert, et les macrophages sont étiquetés par une protéine fluorescente cyan.En revanche, un carcinome ductile envahissant transplanté dendra2-étiqueté est montré dans un animal avec les macrophages et les récipients étiquetés. Le tissu pulmonaire sain a été visualisé par une fenêtre de poumon-imagerie dans une souris avec la vascularature étiquetée. Les métastases pulmonaires sont évidentes après l’injection de cellules tumorales chez un animal transgénique avec des macrophages et une vascularisation étiquetés.Montré ici sont des images d’un film d’imagerie intravitale time-lapsed de poids moléculaire élevé Dextran-étiquetés vaisseaux néo-angiogenic dans un carcinome invasif transplanté dendra2-étiqueté du sein. La ligne jaune pointillée indique le contour de la zone transitoire de fuite vasculaire avant, pendant et après l’événement de fuite. Une porte TMEM est capturée dans l’imagerie en direct.L’immunofluorescence multicanal montre endomucin, poids moléculaire élevé Dextran, leur image fusionnée avec DAPI, aussi bien que le vaisseau sanguin seuil correspondant et les masques extravascular de Dextran. La section séquentielle correspondante de l’immunohistochimie TMEM est également montrée. Le profil vasculaire loin de TMEM apparaît comme profil vasculaire non-leaky, tandis que le profil vasculaire TMEM-associé apparaît comme profil vasculaire fuite.Il est très important d’éviter de couper les vaisseaux sanguins fournissant la tumeur pendant l’exposition chirurgicale de la tumeur. La méthodologie décrite ici peut être combinée avec le traitement de drogue, même que l’inhibition de la fonction TMEM, la prévention de la perméabilité vasculaire, ou même la normalisation de la vascularisation tumorale pour mesurer leur impact et leur efficacité. Avec ces protocoles, nous avons précédemment démontré que la chimiothérapie améliore la perméabilité vasculaire et la dissémination des cellules cancéreuses et en fait que ces changements pro-métastatiques peuvent être contournés par la co-administration des inhibiteurs de la fonction TMEM.

Research

JoVE Journal

Cancer Research

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le<em&gt; Drosophila</em&gt; Imaginal Tumor Disc Modèle: Visualisation et quantification de l&#39;expression génique et de tumeurs invasives utilisant Mosaïques génétique

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