Name: murine cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique
Uploaded: 2019-11-02T13:00:00
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Alle Experimente wurden nach den Richtlinien des Tierschutzgesetzes (TierSchG) durchgeführt. (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Tierhaltung
<ol><li>Für Experimente verwenden Sie männliche C57BL/6- und BALB/c-Mäuse mit einem Gewicht von 20-25 g mit C57BL/6-Mäusen als Empfängertiere und BALB/c-Mäuse als Spendertiere.</li>
	<li>Kaufen Sie die Tiere und das Haus in einer barrierefreien Anlage, gemäß den FELASA-Richtlinien für die Gesundheitsüberwachung12.<...

<ol>
	<li>Rana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+benefit+of+solid-organ+transplant+in+the+United+States.">Survival benefit of solid-organ transplant in the United States.</a> JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).</li><li>Rana, A., Godfrey, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outcomes+in+Solid-Organ+Transplantation:+Success+and+Stagnation.">Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation.</a> Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).</li><li>Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+improvement+in+renal+allograft+survival+despite+a+marked+decrease+in+acute+rejection+rates+over+the+most+recent+era.">Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era.</a> American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).</li><li>Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+arteritis+in+renal+allografts:+new+takes+on+an+old+lesion.">Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).</li><li>Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medication+management+of+cardiac+allograft+vasculopathy+after+heart+transplantation.">Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation.</a> Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).</li><li>Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+classification+system+for+chronic+lung+allograft+dysfunction.">A new classification system for chronic lung allograft dysfunction.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).</li><li>Ramzy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+a+review.">Cardiac allograft vasculopathy: a review.</a> Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).</li><li>Skoric, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+diagnosis,+therapy,+and+prognosis.">Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis.</a> Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).</li><li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection.">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+the+Sleeve+Technique+in+a+Mouse+Model+of+Aortic+Transplantation+-+An+Instructional+Video.">Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video.</a> Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).</li><li>Dietrich, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+transplant+arteriosclerosis:+role+of+intercellular+adhesion+molecule-1.">Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).</li><li>M&#228;hler Convenor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FELASA+recommendations+for+the+health+monitoring+of+mouse,+rat,+hamster,+guinea+pig+and+rabbit+colonies+in+breeding+and+experimental+units.">FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units.</a> Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).</li><li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blockade+of+p38+MAPK+inhibits+chronic+allograft+vasculopathy.">Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy.</a> Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).</li><li>Thomas, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SDF-1/CXCR4/CXCR7+is+pivotal+for+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+chronic+allograft+vasculopathy.">SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy.</a> Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).</li><li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilirubin:+a+natural+inhibitor+of+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation.">Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation.</a> Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).</li><li>Segura, A. M., Buja, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+a+complex+multifactorial+sequela+of+heart+transplantation.">Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation.</a> Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).</li><li>McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+utility+of+animal+models+in+developing+immunosuppressive+agents.">The utility of animal models in developing immunosuppressive agents.</a> European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).</li><li>Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+model+of+accelerated+transplant+arteriosclerosis.">Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis.</a> Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).</li><li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Importance+of+minor+histocompatibility+antigens+in+the+development+of+allograft+arteriosclerosis.">Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis.</a> Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).</li><li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis.">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).</li><li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique.">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).</li><li>Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+intestinal+transplantation+using+the+cuff+method+in+rats:+a+histopathological+evaluation+of+the+anastomosis.">Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis.</a> Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).</li></ol>

Chronische Allograft Vaskulopathie ist die Hauptursache für späten Transplantatverlust nach solider Organtransplantation des Herzens und wahrscheinlich Nieren- und Lungenallografts8. Bisher konnte kein kausales therapeutisches Regime entwickelt werden, um die Bildung von CAV zu verhindern.
Die Pathophysiologie der CAV ist multifaktoriell und beinhaltet immunologische und nicht-immunologische Aspekte16. Die Verwendung von Nagetiermodellen bei de...

In den letzten sechs Jahrzehnten hat sich die solide Organtransplantation von einem experimentellen Verfahren zu einem Standard der Behandlung von Organversagen im Endstadium entwickelt1. Durch die Verbesserung antimikrobieller Wirkstoffe, operationschirurgische rativer Techniken und fortschritten in immunsuppressiven Regimentern hat die frühe Erfolgsrate der soliden Organtransplantation in den letzten Jahrzehnten deutlich zugenommen2.
Die langfristigen Transplantatüberlebensraten haben sich jedoch nicht signifikant verbessert3. Die Entwicklung von CAV ist der Hauptfaktor, der das langfristige Überleben begrenzt4,5,6. Diese Pathologie zeichnet sich durch die Bildung einer konzentrischen neointimalen Schicht aus glatten Muskelzellen aus, die zu einer fortschreitenden Verengung des Gefäßes und einer aufeinanderfolgenden Malperfusion des transplantierten festigen Organs führt. Bei Herztransplantationsempfängern können CAV-Läsionen bei bis zu 75% der Patienten 3 Jahre nach Transplantation7diagnostiziert werden.
Die Pathophysiologie der CAV ist noch nicht vollständig verstanden. Es scheint mit zahlreichen immunologischen und nicht-immunologischen Faktoren zusammenzustehen, was zu endotheliale Schäden mit anschließender endotheliale Aktivierung und Dysfunktion8führt. Bisher gibt es keine kausale Behandlungsmöglichkeit zur Prävention von CAV, was die Notwendigkeit eines reproduzierbaren Kleintiermodells unterstreicht, um die Bildung und mögliche Therapie von CAV zu untersuchen.
Mit der Verwendung von murinen Aortentransplantationsmodellen können CAV-ähnliche Läsionen 4 Wochen nach der Transplantation beobachtet werden. Diese Läsionen bestehen hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen, die damit der menschlichen Pathologie ähneln. Aufgrund einer Vielzahl von transgenen und ausgeschlagenen Mäusen bietet der Einsatz von Mausmodellen in transplantatassoziierten Pathologien eine einzigartige Gelegenheit, neue therapeutische Optionen zu identifizieren und ihre Entwicklung zu verstehen. Aufgrund des geringen Durchmessers der transplantierten Gefäße ist der Einsatz von Mausmodellen jedoch häufig mit langen Lernkurven und einer anfänglichen hohen Komplikationsratevon 9verbunden. Mit der Einführung der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann dieser anspruchsvollste Teil der Operation erleichtert und der Durchmesser der Anastomose konstant gehalten wird10,11.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Balb-c Mice (H2-d)</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain# 028</td>
			<td>Donor animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar cautery system</td>
			<td>ERBE</td>
			<td>ICC 50 / 20195-023</td>
			<td>Bipolar cautery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J (H-2b)</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain# 027</td>
			<td>Recipient animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holders</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-12</td>
			<td>Needle Holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsted-Mosquito Forceps</td>
			<td>AESCULAP</td>
			<td>BH111R</td>
			<td>Curved Clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical Polyimide Tubing</td>
			<td>Nordson MEDICAL</td>
			<td>141-0031</td>
			<td>Cuff-Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Micro Vessel Clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Adson Forceps (serrated)</td>
			<td>FST</td>
			<td>11018-12</td>
			<td>Standard Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td>Clipapplicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45&#176;)</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>00649-11</td>
			<td>Fine Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T Vessel Dilating Forceps - Angled 10&#176; (Tip diameter 0.2 mm)</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>00125-11</td>
			<td>Vesseldilatator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schott VisiLED Set</td>
			<td>Schott</td>
			<td>MC 1500 / S80-55</td>
			<td>Light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereoscopic microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>SteREO Discovery.V8</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt</td>
			<td>FST</td>
			<td>91460-11 / 14001-12</td>
			<td>Standard Sissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm)</td>
			<td>FST</td>
			<td>15004-08</td>
			<td>Microsissors (curved)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm)</td>
			<td>FST</td>
			<td>15003-08</td>
			<td>Microsissors (straight)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique

Mit der Einführung leistungsfähiger immunsuppressiver Protokolle sind deutliche Fortschritte bei der Prävention und Therapie akuter Abstoßungsepisoden möglich. In den letzten Jahrzehnten konnten jedoch nur geringfügige Verbesserungen der langzeitigen Ergebnisse transplantierter fester Organe beobachtet werden. In diesem Zusammenhang stellt die chronische Allograft-Vaskulopathie (CAV) nach wie vor die Hauptursache für spätes Organversagen bei Herz-, Nieren- und Lungentransplantationen dar.
Bislang bleibt die zugrunde liegende Pathogenese der CAV-Entwicklung unklar, was erklärt, warum derzeit wirksame Behandlungsstrategien fehlen, und betont, dass relevante experimentelle Modelle benötigt werden, um die zugrunde liegende Pathophysiologie zu untersuchen, die zu CAV-Bildung. Das folgende Protokoll beschreibt ein murines heterotopes zervikales Aortentransplantationsmodell mit einer modifizierten Nicht-Naht-Manschettentechnik. Bei dieser Technik wird ein Segment der Thoraxaorta in der rechten gemeinsamen Halsschlagader interpositioniert. Mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik kann ein leicht zu erlernendes und reproduzierbares Modell erstellt werden, das die mögliche Heterogenität von nähten vaskulären Mikroanastomosen minimiert.

Im vollständig MHC-Mismatch-Transplantationsmodell ist 4 Wochen nach der Transplantation eine konzentrische neointimale Schicht zu sehen (Abbildung 2). Diese Schicht besteht hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen als immunhistologische Färbung für SM22 (ein selektiver Marker für reife vaskuläre glatte Muskelzellen) offenbart. Wie bereits erwähnt, Diese vaskulären glatten Muskelzellen sind pathognomonisch für Läsionen in chronischer Allograft Vaskulopathie gesehen. Für ...

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Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Ich bin Martin Ryll von den Forschungslabors der Abteilung für Allgemein-, Viszeral- und Transplantationschirurgie der LMU münchen. Heute zeigen wir Ihnen ein murines heterotopisches aortenhaftes Transplantationsmodell mit einer modifizierten Nicht-Naht-Manschettentechnik. Zuerst beanten Das Empfängertier mit einer intraperitonealen Injektion von Midazolam, Medetomidin und Fentanyl.Schneiden Sie alle Haare des zervikalen Seitenbereichs mit einem elektrischen Haarschneider für Kleintiere ab und tragen Sie eine ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen auf, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen. Legen Sie das Tier in der Supine-Position auf ein Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch. Neigen Sie den Kopf zurück und schrubben Sie das Operative Feld mehrmals mit Alkohol.Machen Sie einen Hautschnitt vom Jugularschnitt nach rechts unter dem Kiefer mit einer kleinen Schere. Entfernen Sie den rechten unteren Lappen der submandibulären Drüse über bipolare Kautery des Gefäßpedikles und anschließende Exzision mit Mikroschere. Entfernen Sie den rechten Sternocleidomastoidmuskel über bipolare Kautery des oberen und unteren Teils und anschließende Exzision mit Mikroschere, um Zugang zur gemeinsamen Halsschlagader zu erhalten.Mobilisieren Sie die gemeinsame Halsschlagader so weit wie möglich distal und proximal, indem Sie das umgebende Bindegewebe mit feinen Zangen auseinanderziehen. Binden Sie zwei 7-0 Seidenligaturen mit minimalem Abstand zwischen einander um die Mitte der gemeinsamen Halsschlagader und transsektieren Sie die gemeinsame Halsschlagader mit feiner Mikroschere zwischen den Ligaturen. Passieren Sie das proximale ligated Ende durch die Manschette und fixieren Sie es mit einer kleinen Arterienklemme.Entfernen Sie die Ligatur mit feiner Mikroschere so nah wie möglich an der Ligatur und spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Saline mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf geachtet wird, die Gefäßwände nicht zu beschädigen. Entbessern Sie das offene Lumen mit feinen Gefäßdilatatoren und invertieren Sie den Karotisstumpf über die Manschette, indem Sie es sanft über das Polyamidrohr ziehen. Beheben Sie das invertierte Karotis sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.Führen Sie das gleiche Verfahren am anderen Ende der Halsschlagader mit der anderen Manschette durch. Passieren Sie das distale ligattierte Ende durch die Manschette und fixieren Sie es mit einer kleinen Arterienklemme. Entfernen Sie die Ligatur mit feiner Mikroschere so nah wie möglich an der Ligatur und spülen Sie das Lumen mit heparinisierter Saline mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf geachtet wird, die Gefäßwände nicht zu beschädigen.Entbessern Sie das offene Lumen mit feinen Gefäßdilatatoren und invertieren Sie den Karotisstumpf über die Manschette, indem Sie es sanft über das Polyamidrohr ziehen. Beheben Sie das invertierte Karotis sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe. Stellen Sie das Empfängertier beiseite und befeuchten Sie das obere Zweidrittel mit Derinlinie, bis das Aortensegment explantiert wird.Anästhetisieren Sie die Spendermaus auf die gleiche Weise wie das Empfängertier. Schneiden Sie alle Haare der Bauch- und Brustbereich mit einem elektrischen Haarschneider für kleine Tiere und wenden Sie ophthalmologische Salbe mit Wattestäbchen, um zu verhindern, dass die Augen während des Eingriffs austrocknen. Legen Sie das Tier in der Supine-Position auf ein Heizkissen unter dem Mikroskop und verkleben Sie seine Beine vorsichtig mit hautempfindlichen Gipsstreifen an den Operationstisch.Das Operative Feld mehrmals mit Alkohol zu beschrubben. Führen Sie eine Mittellinien-Bauchlaparotomie mit einer kleinen Schere durch und schieben Sie den Darm leicht nach oben, um die unterlegene Vena cava freizulegen. Injizieren Sie das IVC mit einem cc von heparinisierter Saline mit einer 30-Messgerät-Nadel.Schneiden Sie die Bauchaorta und IVC unterhalb der Nierenarterien mit einer kleinen Schere, um das Spendertier zu exsanguinate. Legen Sie eine Kompresse locker in den Bauch, um das Blut zu absorbieren. Führen Sie eine Thorakotomie über bilaterale Ablenkung der Rippen mit der Schere und kippen Sie die vordere Brustwand kranially mit einer chirurgischen Klemme, um das Mediastinum freizulegen.IVC und Speiseröhre direkt über der Membran mit Mikroschere schneiden. Entfernen Sie das Herz und die Lunge, indem Sie sie mit Zangen, die den Schnitt IVC und Speiseröhre halten, nach oben titeln und sie dann mit einer Mikroschere von der Basis ausziehen, um Zugang zur Thoraxaorta und dem dorsalen Mediastinum zu erhalten. Mobilisieren Sie die thorakale Aorta aus ihrem umgebenden Gewebe, indem Sie das umgebende Bindegewebe und Fett mit feiner Zange auseinanderziehen und dabei darauf achten, keine interkostalen Arterien zu beschädigen.Kauterisieren Sie alle Zweige aus der thorakalen Aorta mit bipolaren Kauzangenzangen und verbrauchen Sie das Aortensegment zwischen dem Zwerchfell und dem Aortenbogen mit einer Mikroschere. Spülen Sie das ausgeschnittene Aortensegment mit einer halbsäurebemessenen Linie mit einer 30-Spur-Nadel, wobei darauf zu achten ist, dass die Gefäßwände nicht beschädigt werden, um restliches Blut oder Gerinnsel zu entfernen und das Transplantat an das Empfängertier zu übertragen. Ziehen Sie das proximale Ende des Spenderaortensegments über die proximale Manschette auf der invertierten Halsschlagader mit feiner Zange und fixieren Sie es sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe.Schneiden Sie das distalfreie Ende des Aortentransplantats mit einer Mikroschere, so dass die Transplantatlänge dem Abstand zwischen den beiden Manschetten entspricht. Ziehen Sie das distale Ende des Spenderaortensegments über die distale Manschette auf der invertierten Halsschlagader mit feiner Zange und fixieren Sie es sofort mit einer lose vorgebundenen 7-0 Seidenschlaufe. Entfernen Sie zuerst die distale Klemme, um eine retrograde Perfusion zu ermöglichen.Nach Erreichen der Hämostase entfernen Sie die proximale Klemme, um die Anastomose zu vervollständigen. Schließen Sie schließlich die Wunde mit 6-0 kontinuierliche Naht. Nach 28 Tagen werden die Tiere geopfert und die Transplantate für die histologische Färbung konserviert.Wie in diesen Van-Gieson-Färbungen von Aortenschnitten gezeigt wird, entwickelten vollständig MHC-nicht übereinstimmende allografierte Aortas von Balb/c-Spendern bis zu schwarzen sechs Empfängern eine signifikante neointimale Hyperplasie, die zu einer luminalen Verengung führte. Auf der anderen Seite entwickelten syngene Aortentransplantationen von schwarzen sechs Spendern bis zu schwarzen sechs Empfängern nur wenig neointimale Hyperplasie. Die Immunfluoreszenzfärbung gegen SM22, einen Marker für vaskuläre glatte Muskelzellen, wie in diesem Bild in grüner Fluoreszenz gezeigt, zeigt, dass die Neointima hauptsächlich aus vaskulären glatten Muskelzellen besteht.Die murine Aortentransplantation dient als Modell für chronische Transplantationsvaskulopathie, die die häufigste Ursache für spätes Transplantatversagen ist. Im Vergleich zum orthotopischen Bauchmodell ist unsere modifizierte Manschettentechnik weniger mikrochirurgisch anspruchsvoll, was zu einer hohen Erfolgsrate führt. Darüber hinaus können aufgrund des konstanten Durchmessers der Manschette Variationen der vaskulären Anastomose, wie sie in anderen mikrochirurgischen Transplantationsmodellen zu sehen sind, vernachlässigt werden.Darüber hinaus wird die warme ischämische Zeit in allen Versuchsgruppen konstant gehalten, da das Empfängertier zuerst vorbereitet wird, bevor das Aortensegment explantiert wird. Unser modifiziertes Modell soll anderen Laboratorien helfen, eine murine Aortentransplantation zu etablieren.

Research

JoVE Journal

Medicine

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

A New Murine Model of Endovascular Aortic Aneurysm Repair

Ein neues Mausmodell der endovaskuläre Aortenaneurysma Repair

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Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

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Reproducable Paraplegia by Thoracic Aortic Occlusion in a Murine Model of Spinal Cord Ischemia-reperfusion

Reproduzierbare Paraplegie von thorakalen Aorta Occlusion in einem Mausmodell der Spinal Cord Ischämie-Reperfusion

Background
Lower extremity paralysis continues to complicate aortic interventions. The lack of understanding of the underlying pathology has hindered ...

A Murine Model of Cervical Spinal Cord Injury to Study Post-lesional Respiratory Neuroplasticity

Einem Mausmodell der zervikalen Rückenmarksverletzung zu Post-läsionaler Atemneuroplastizität Studieren

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Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

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