Name: murine cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique
Uploaded: 2019-11-02T13:00:00
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Todos los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices de la ley alemana de bienestar animal (TierSchG.) (AZ: 55.2-1-54-2532.Vet_02-80-2015).
1. Alojamiento animal
<ol><li>Para experimentos, utilice ratones machoC57BL/6 y BALB/c que pesen 20-25 g con ratones C57BL/6 como animales receptores y ratones BALB/c como animales donantes.</li>
	<li>Comprar los animales y la casa en una instalación libre de patógenos de barrera, de acuerdo con las directrices de FELASA para el monitore...

<ol>
	<li>Rana, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+benefit+of+solid-organ+transplant+in+the+United+States.">Survival benefit of solid-organ transplant in the United States.</a> JAMA Surgery. 150 (3), 252-259 (2015).</li><li>Rana, A., Godfrey, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Outcomes+in+Solid-Organ+Transplantation:+Success+and+Stagnation.">Outcomes in Solid-Organ Transplantation: Success and Stagnation.</a> Texas Heart Institute Journal. 46 (1), 75-76 (2019).</li><li>Meier-Kriesche, H. U., Schold, J. D., Srinivas, T. R., Kaplan, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lack+of+improvement+in+renal+allograft+survival+despite+a+marked+decrease+in+acute+rejection+rates+over+the+most+recent+era.">Lack of improvement in renal allograft survival despite a marked decrease in acute rejection rates over the most recent era.</a> American Journal of Transplantation. 4 (3), 378-383 (2004).</li><li>Bagnasco, S. M., Kraus, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intimal+arteritis+in+renal+allografts:+new+takes+on+an+old+lesion.">Intimal arteritis in renal allografts: new takes on an old lesion.</a> Current Opinion in Organ Transplantation. 20 (3), 343-347 (2015).</li><li>Hollis, I. B., Reed, B. N., Moranville, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medication+management+of+cardiac+allograft+vasculopathy+after+heart+transplantation.">Medication management of cardiac allograft vasculopathy after heart transplantation.</a> Pharmacotherapy. 35 (5), 489-501 (2015).</li><li>Verleden, G. M., Raghu, G., Meyer, K. C., Glanville, A. R., Corris, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+classification+system+for+chronic+lung+allograft+dysfunction.">A new classification system for chronic lung allograft dysfunction.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 127-133 (2014).</li><li>Ramzy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+a+review.">Cardiac allograft vasculopathy: a review.</a> Canadian Journal of Surgery. 48 (4), 319-327 (2005).</li><li>Skoric, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+diagnosis,+therapy,+and+prognosis.">Cardiac allograft vasculopathy: diagnosis, therapy, and prognosis.</a> Croatian Medical Journal. 55 (6), 562-576 (2014).</li><li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+mouse+aortic+transplant+model+of+chronic+rejection.">Development of a mouse aortic transplant model of chronic rejection.</a> Microsurgery. 16 (2), 110-113 (1995).</li><li>Rowinska, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+the+Sleeve+Technique+in+a+Mouse+Model+of+Aortic+Transplantation+-+An+Instructional+Video.">Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video.</a> Journal of Visualized Experiments. (128), (2017).</li><li>Dietrich, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+model+of+transplant+arteriosclerosis:+role+of+intercellular+adhesion+molecule-1.">Mouse model of transplant arteriosclerosis: role of intercellular adhesion molecule-1.</a> Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 20 (2), 343-352 (2000).</li><li>M&#228;hler Convenor, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FELASA+recommendations+for+the+health+monitoring+of+mouse,+rat,+hamster,+guinea+pig+and+rabbit+colonies+in+breeding+and+experimental+units.">FELASA recommendations for the health monitoring of mouse, rat, hamster, guinea pig and rabbit colonies in breeding and experimental units.</a> Laboratory Animals. 48 (3), 178-192 (2014).</li><li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blockade+of+p38+MAPK+inhibits+chronic+allograft+vasculopathy.">Blockade of p38 MAPK inhibits chronic allograft vasculopathy.</a> Transplantation. 85 (2), 293-297 (2008).</li><li>Thomas, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SDF-1/CXCR4/CXCR7+is+pivotal+for+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation+and+chronic+allograft+vasculopathy.">SDF-1/CXCR4/CXCR7 is pivotal for vascular smooth muscle cell proliferation and chronic allograft vasculopathy.</a> Transplant International. 28 (12), 1426-1435 (2015).</li><li>Ollinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilirubin:+a+natural+inhibitor+of+vascular+smooth+muscle+cell+proliferation.">Bilirubin: a natural inhibitor of vascular smooth muscle cell proliferation.</a> Circulation. 112 (7), 1030-1039 (2005).</li><li>Segura, A. M., Buja, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+allograft+vasculopathy:+a+complex+multifactorial+sequela+of+heart+transplantation.">Cardiac allograft vasculopathy: a complex multifactorial sequela of heart transplantation.</a> Texas Heart Institute Journal. 40 (4), 400-402 (2013).</li><li>McDaid, J., Scott, C. J., Kissenpfennig, A., Chen, H., Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+utility+of+animal+models+in+developing+immunosuppressive+agents.">The utility of animal models in developing immunosuppressive agents.</a> European Journal of Pharmacology. 759, 295-302 (2015).</li><li>Shi, C., Russell, M. E., Bianchi, C., Newell, J. B., Haber, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+model+of+accelerated+transplant+arteriosclerosis.">Murine model of accelerated transplant arteriosclerosis.</a> Circulation Research. 75 (2), 199-207 (1994).</li><li>Koulack, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Importance+of+minor+histocompatibility+antigens+in+the+development+of+allograft+arteriosclerosis.">Importance of minor histocompatibility antigens in the development of allograft arteriosclerosis.</a> Clinical Immunology and Immunopathology. 80 (3 Pt 1), 273-277 (1996).</li><li>Maglione, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+technique+for+heterotopic+vascularized+pancreas+transplantation+in+mice+to+assess+ischemia+reperfusion+injury+and+graft+pancreatitis.">A novel technique for heterotopic vascularized pancreas transplantation in mice to assess ischemia reperfusion injury and graft pancreatitis.</a> Surgery. 141 (5), 682-689 (2007).</li><li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique.">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753 (2014).</li><li>Nakao, A., Ogino, Y., Tahara, K., Uchida, H., Kobayashi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+intestinal+transplantation+using+the+cuff+method+in+rats:+a+histopathological+evaluation+of+the+anastomosis.">Orthotopic intestinal transplantation using the cuff method in rats: a histopathological evaluation of the anastomosis.</a> Microsurgery. 21 (1), 12-15 (2001).</li></ol>

La vasculopatía crónica de aloinjerto es la principal causa de pérdida tardía del injerto después del trasplante de órganos sólidos del corazón y probables aloinjertos renales y pulmonares8. Hasta el momento, no se podría desarrollar ningún régimen terapéutico causal para prevenir la formación de CAV.
La fisiopatología de CAV es multifactorial e implica aspectos inmunológicos y no inmunológicos16. El uso de modelos de roedores en ...

En las últimas seis décadas, el trasplante de órganos sólidos ha evolucionado de un procedimiento experimental a un estándar de atención para el tratamiento de la insuficiencia orgánica terminal1. Debido a la mejora de los agentes antimicrobianos, las técnicas quirúrgicas y el avance en los regimientos inmunosupresores, la tasa de éxito temprana del trasplante de órganos sólidos ha aumentado significativamente en las últimas décadas2.
Sin embargo, las tasas de supervivencia del injerto a largo plazo no han mejorado significativamente de la misma manera3. El desarrollo de CAV es el principal factor que limita la supervivencia a largo plazo4,5,6. Esta patología se caracteriza por la formación de una capa neointimal concéntrica que consiste en células musculares lisas, lo que conduce al estrechamiento progresivo del vaso y a la malperfusión consecutiva del órgano sólido trasplantado. En los receptores de trasplante de corazón, las lesiones de CAV se pueden diagnosticar en hasta el 75% de los pacientes 3 años después del trasplante7.
La fisiopatología de CAV aún no se entiende completamente. Parece estar relacionado con numerosos factores inmunológicos y no inmunológicos, lo que conduce a daños endoteliales con posterior activación endotelial y disfunción8. Hasta ahora, no existe ninguna opción de tratamiento causal para la prevención de la CAV, haciendo hincapié en la necesidad de un modelo animal pequeño reproducible con el fin de estudiar la formación y la posible terapia de CAV.
Con el uso de modelos de trasplante aórtico murino, CAV como lesiones se puede ver 4 semanas después del trasplante. Esas lesiones consisten principalmente en células musculares lisas vasculares, por lo tanto, que se asemejan a la patología humana. Debido a una amplia variedad de ratones transgénicos y noqueadores, el uso de modelos de ratón en patologías asociadas al trasplante ofrece una oportunidad única para identificar nuevas opciones terapéuticas y comprender su desarrollo. Debido al pequeño diámetro de los vasos trasplantados sin embargo, el uso de modelos de ratón se asocia comúnmente con largas curvas de aprendizaje y una alta tasa de complicaciones inicial9. Con la introducción de la técnica del manguito no sutura, esta parte más desafiante de la operación se puede facilitar y el diámetro de la anastomosis se mantiene constante10,11.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Balb-c Mice (H2-d)</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain# 028</td>
			<td>Donor animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bipolar cautery system</td>
			<td>ERBE</td>
			<td>ICC 50 / 20195-023</td>
			<td>Bipolar cautery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J (H-2b)</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>Strain# 027</td>
			<td>Recipient animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey Needle Holders</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-12</td>
			<td>Needle Holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsted-Mosquito Forceps</td>
			<td>AESCULAP</td>
			<td>BH111R</td>
			<td>Curved Clamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical Polyimide Tubing</td>
			<td>Nordson MEDICAL</td>
			<td>141-0031</td>
			<td>Cuff-Material</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Serrefines</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Micro Vessel Clip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Adson Forceps (serrated)</td>
			<td>FST</td>
			<td>11018-12</td>
			<td>Standard Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>18057-14</td>
			<td>Clipapplicator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T Forceps - SuperGrip Tips (Angled 45&#176;)</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>00649-11</td>
			<td>Fine Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S&#38;T Vessel Dilating Forceps - Angled 10&#176; (Tip diameter 0.2 mm)</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>00125-11</td>
			<td>Vesseldilatator</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schott VisiLED Set</td>
			<td>Schott</td>
			<td>MC 1500 / S80-55</td>
			<td>Light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereoscopic microscope</td>
			<td>ZEISS</td>
			<td>SteREO Discovery.V8</td>
			<td>Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Fine Scissors / Surgical Scissors - Sharp-Blunt</td>
			<td>FST</td>
			<td>91460-11 / 14001-12</td>
			<td>Standard Sissors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors (curved, 8.5 cm)</td>
			<td>FST</td>
			<td>15004-08</td>
			<td>Microsissors (curved)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas-T&#252;bingen Spring Scissors (straight, 8.5 cm)</td>
			<td>FST</td>
			<td>15003-08</td>
			<td>Microsissors (straight)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique

Con la introducción de potentes protocolos inmunosupresores, se pueden realizar diferentes avances en la prevención y terapia de episodios de rechazo agudo. Sin embargo, sólo se pudo observar una mejora menor en los resultados a largo plazo de los órganos sólidos trasplantados en las últimas décadas. En este contexto, la vasculopatía por aloinjerto crónico (CAV) sigue representando la principal causa de insuficiencia orgánica tardía en el trasplante cardíaco, renal y pulmonar.
Hasta ahora, la patogénesis subyacente del desarrollo de CAV sigue sin estar clara, explicando por qué actualmente faltan estrategias de tratamiento eficaces y haciendo hincapié en la necesidad de modelos experimentales pertinentes para estudiar la fisiopatología subyacente que conduce a Formación de CAV. El siguiente protocolo describe un modelo de trasplante aórtico cervical heterotópico murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada. En esta técnica, un segmento de la aorta torácica se interposiciona en la arteria carótida común derecha. Con el uso de la técnica del manguito no sutura, se puede establecer un modelo fácil de aprender y reproducible, minimizando la posible heterogeneidad de las micro anastomosas vasculares suturadas.

En el modelo de trasplante totalmente mHC-no coincidente, se puede ver una capa neointimal concéntrica 4 semanas después del trasplante(Figura 2). Esta capa consiste principalmente en células musculares lisas vasculares como la tinción inmunohistológica para SM22 (un marcador selectivo para las células musculares lisas vasculares maduras) revelado. Como se indicó anteriormente, estas células musculares lisas vasculares son patognomónicas para las lesiones que se ven en la vasculopat...

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Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

Aquí, presentamos un protocolo de trasplante aórtico heterotópico en ratones utilizando la técnica del manguito no sutura en un modelo de murina cervical. Este modelo se puede utilizar para estudiar la patología subyacente de la vasculopatía por aloinjerto crónico (CAV) y puede ayudar a evaluar nuevos agentes terapéuticos para prevenir su formación.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

Soy Martin Ryll de los laboratorios de investigación del Departamento de Cirugía General, Visceral y De Trasplante de la LMU en Múnich. Hoy vamos a mostrarles un modelo de trasplante aórtico heterotópico murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada. En primer lugar, anestesiar al animal receptor con una inyección intraperitoneal de midazolam, medetomidina y fentanilo.Recorta todo el cabello de la región lateral cervical con un cortapelos eléctrico para animales pequeños y aplica un pomada oftálmica con hisopos de algodón para evitar que los ojos se sequen durante el procedimiento. Coloque al animal en posición supina en una almohadilla de calentamiento debajo del microscopio y pegue suavemente sus patas en la mesa de operaciones con tiras de yeso sensibles a la piel. Incline la cabeza hacia atrás y frote el campo operativo varias veces con alcohol.Haga una incisión cutánea desde la incisión yugular hasta la mandíbula inferior derecha con tijeras pequeñas. Retire el lóbulo inferior derecho de la glándula submandibular a través de la cautela bipolar del pediculo del vaso y la posterior escisión con micro tijeras. Retire el músculo esternocleidomastoideo derecho a través de cautey bipolar de la parte superior e inferior y la posterior escisión con micro tijeras para acceder a la arteria carótida común.Movilizar la arteria carótida común tan lejos y proximally como sea posible tirando del tejido conectivo circundante con fórceps finos. Ate dos ligaduras de seda 7-0 con una distancia mínima entre sí alrededor de la mitad de la arteria carótida común y transecte la arteria carótida común con micro tijeras finas entre las ligaduras. Pase el extremo ligado proximal a través del brazalete y arréglalo con una pequeña abrazadera de arteria.Retire la ligadura con micro tijeras finas lo más cerca posible de la ligadura y enjuague el lumen con solución salina heparinizada con una aguja de calibre 30 mientras se cuida de no dañar las paredes del recipiente. Desensiare el lumen abierto usando dilatadores vasculares finos e invierta el muñón carótido sobre el manguito tirando suavemente sobre el tubo de poliamida. Fije inmediatamente la carótida invertida con un bucle de seda 7-0 preatado libremente.Realice el mismo procedimiento en el otro extremo de la arteria carótida con el otro brazalete. Pase el extremo ligado distal a través del brazalete y arréglalo con una pequeña abrazadera de arteria. Retire la ligadura con micro tijeras finas lo más cerca posible de la ligadura y enjuague el lumen con solución salina heparinizada con una aguja de calibre 30 mientras se cuida de no dañar las paredes del recipiente.Desensiare el lumen abierto usando dilatadores vasculares finos e invierta el muñón carótido sobre el manguito tirando suavemente sobre el tubo de poliamida. Fije inmediatamente la carótida invertida con un bucle de seda 7-0 preatado libremente. Deje a un lado el animal receptor e hidratar el dos tercio superior con solución salina hasta que se explante el segmento aórtico.Anesthetizar el ratón donante de la misma manera que el animal receptor. Recorta todo el cabello de la región abdominal y torácica con un cortapelos eléctrico para animales pequeños y aplica un pomada oftálmica con hisopos de algodón para evitar que los ojos se sequen durante el procedimiento. Coloque al animal en posición supina en una almohadilla de calentamiento debajo del microscopio y pegue suavemente sus patas en la mesa de operaciones con tiras de yeso sensibles a la piel.Frote el campo operativo varias veces con alcohol. Realiza una laparotomía abdominal de línea media con tijeras pequeñas y empuja los intestinos ligeramente hacia arriba para exponer la vena cava inferior. Inyecte el CIV con un cc de solución salina heparinizada con una aguja de calibre 30.Corte la aorta abdominal y el CIV debajo de las arterias renales con tijeras pequeñas para exsanguinar al animal donante. Coloque una compresa en el abdomen para absorber la sangre. Realizar una toracotomía a través de la desviación bilateral de las costillas con tijeras e inclinar la pared anterior del pecho cranially con una abrazadera quirúrgica para exponer el mediastino.Corte el CIV y el esófago directamente por encima del diafragma con micro tijeras. Retire el corazón y los pulmones titulando hacia arriba con fórceps sosteniendo el CCI cortado y el esófago y luego excisándolos con micro tijeras de la base para acceder a la aorta torácica y el mediastino dorsal. Movilizar la aorta torácica de su tejido circundante separando el tejido conectivo circundante y la grasa con fórceps finos mientras tiene cuidado de no dañar ninguna arteria intercostal.Cauterizar todas las ramas de la aorta torácica con fórceps cautery bipolares e extirpar el segmento aórtico entre el diafragma y el arco aórtico utilizando micro tijeras. Enjuague el segmento aórtico extirpado con solución salina heparinizada con una aguja de calibre 30 mientras se cuida de no dañar las paredes del vaso para eliminar la sangre o los coágulos restantes y transferir el injerto al animal receptor. Tire del extremo proximal del segmento aórtico del donante sobre el manguito proximal en la parte superior de la arteria carótida invertida con fórceps finos e inmediatamente fije con un lazo de seda 7-0 ligeramente preatado.Recorte el extremo libre distal del injerto aórtico con micro tijeras para que la longitud del injerto se ajuste a la distancia entre los dos puños. Tire del extremo distal del segmento aórtico del donante sobre el manguito distal en la parte superior de la arteria carótida invertida con fórceps finos e inmediatamente fije con un bucle de seda 7-0 ligeramente preatado. Retire primero la abrazadera distal para permitir la perfusión retrógrada.Después de lograr la hemostasia, retire la abrazadera proximal para completar la anastomosis. Finalmente, cierre la herida con 6-0 sutura continua. Después de 28 días, los animales son sacrificados y los injertos preservados para la tinción histológica.Como se muestra en estas manchas de secciones aórticas de Van-Gieson, los aortas aloingradas completamente MHC de donantes Balb/c a seis receptores negros desarrollaron una hiperplasia neointimal significativa que resultó en un estrechamiento luminal. Por otro lado, los trasplantes aórticos singénicos de seis donantes negros a seis receptores negros desarrollaron poca hiperplasia neointimal. La tinción por inmunofluorescencia contra SM22, un marcador para las células musculares lisas vasculares, como se muestra en esta imagen en fluorescencia verde, demuestra que la neotima consiste principalmente en células musculares lisas vasculares.El trasplante aórtico murino sirve como modelo para la vasculopatía de trasplante crónico que es la causa más común de insuficiencia de injerto tardío. En comparación con el modelo abdominal ortotópico, nuestra técnica de manguito modificado es menos microquirúrgica exigente, lo que conduce a una alta tasa de éxito. Además, debido al diámetro constante del manguito, las variaciones de la anastomosis vascular como se ve en otros modelos de trasplante microquirúrgico pueden ser descuidadas.Además, el tiempo isquémico cálido se mantiene constante en todos los grupos experimentales, ya que el animal receptor se prepara primero antes de que se explante el segmento aórtico. Nuestro modelo modificado debería ayudar a otros laboratorios a establecer un trasplante aórtico murino.

Research

JoVE Journal

Medicine

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Investigación

Medicina

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