Name: hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice
Uploaded: 2019-08-10T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice at JoVE.com

Diese Arbeit wurde teilweise von der Japan Society for the Promotion of Science Overseas Research Fellowships (HO), Endowed Scholar Program (TK), Human Frontier Science Program (TK), Brain Research Foundation (TK), Faculty Science and Technology Acquisition und Retention Program (TK), Brain & Behavior Research Foundation (TK) und von The Sumitomo Foundation Research Grant (JY), NARSAD Young Investigator Research Grant (JY). Wir danken W. Marks für wertvolle Kommentare und Anregungen bei der Erstellung des Manuskripts.

Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des University of Texas Southwestern Medical Center genehmigt.
1. Vorbereitung von Microdrive-Array-Teilen
<ol><li>Drucken Sie die Microdrive-Arrayteile mit einem 3D-Drucker mit Zahnmodellharz (Abbildung 1A,B). Stellen Sie sicher, dass die Dicke der einzelnen 3D-gedruckten Schichten weniger als 50 m beträgt, um die kleinen Löcher auf den bedruckten Teilen klar und lebensfähig z...

Das Protokoll zeigt, wie ein hybrides Mikroantriebs-Array zu konstruieren und zu implantieren, das die Aufzeichnung neuronaler Aktivitäten aus zwei Gehirnbereichen mit unabhängigen einstellbaren Tetroden und einer Siliziumsonde in frei verhaltenden Mäusen ermöglicht. Es zeigt auch optogenetische Experimente und die Wiederherstellung der Siliziumsonde nach Experimenten. Während die verstellbare Siliziumsonde33 oder die Opto-Silizium-Sonde 36-Implantation zuvor bei Mäusen nachgewiesen wurde, h...

Es ist wichtig zu verstehen, wie neuronale Aktivität kognitive Prozesse unterstützt, wie Lernen und Gedächtnis, indem sie untersuchen, wie verschiedene Gehirnregionen dynamisch miteinander interagieren. Um die Dynamik der neuronalen Aktivität, die kognitiven Aufgaben zugrunde liegt, zu klären, wurde eine groß angelegte extrazelluläre Elektrophysiologie bei frei beweglichen Tieren mit Hilfe von Microdrive-Arrays1,2,3, 4. In den letzten zwei Jahrzehnten wurden verschiedene Arten von Mikroantriebs-Arrays entwickelt,um Elektroden in mehrere Hirnregionen für Ratten 5,6,7,8 und Mäuse9zu implantieren. 10 , 11 , 12. Dennoch erlauben aktuelle Microdrive-Designs in der Regel nicht die Verwendung mehrerer Sondentypen, was die Forscher zwingt, einen einzelnen Elektrodentyp mit spezifischen Vorteilen und Einschränkungen zu wählen. Z. B. funktionieren Tetrode-Arrays gut für dicht besiedelte Hirnregionen wie den dorsalen Hippocampus CA11,13, während Siliziumsonden ein besseres geometrisches Profil für die Untersuchung anatomischer Verbindungen bieten14 , 15.
Tetrodes und Siliziumsonden werden häufig für die in vivo chronische Aufzeichnung verwendet, und jede hat ihre eigenen Vor- und Nachteile. Tetrodes haben nachweislich erhebliche Vorteile in einer besseren Einzeleinheitsisolierung als Einzelelektroden16,17, zusätzlich zu Wirtschaftlichkeit und mechanischer Steifigkeit. Sie bieten auch höhere Erträge von Einzeleinheiten-Aktivitäten in Kombination mit Mikroantrieben8,18,19,20. Es ist wichtig, die Anzahl der gleichzeitig aufgezeichneten Neuronen für das Verständnis der Funktion der neuronalen Schaltkreise zu erhöhen21. Beispielsweise wird eine große Anzahl von Zellen benötigt, um kleine Populationen funktionell heterogener Zelltypen zu untersuchen, wie z. B. zeitbezogene22 oder Belohnungscodierung23 Zellen. Viel höhere Zellzahlen sind erforderlich, um die Dekodierungsqualität von Spike-Sequenzen13,24,25zu verbessern.
Tetrodes haben jedoch einen Nachteil bei der Aufzeichnung räumlich verteilter Zellen, z. B. im Kortex oder Thalamus. Im Gegensatz zu Tetroden können Siliziumsonden räumliche Verteilung und Interaktion von lokalen Feldpotentialen (LFPs) und Spiking-Aktivitäten innerhalb einer lokalen Struktur14,26ermöglichen. Mehrschaftige Siliziumsonden erhöhen die Anzahl der Aufnahmestellen weiter und ermöglichen die Aufzeichnung über einzelne oder benachbarte Strukturen27. Solche Arrays sind jedoch weniger flexibel in der Positionierung von Elektrodenstellen im Vergleich zu Tetroden. Darüber hinaus sind komplexe Spike-Sortieralgorithmen in Sonden mit hoher Dichte erforderlich, um Informationen über Aktionspotenziale benachbarter Kanäle zu extrahieren, um die von tetrodes28,29,30erfassten Daten zu spiegeln. Daher ist die Gesamtausbeute einzelner Einheiten oft geringer als tetrodes. Darüber hinaus sind Siliziumsonden aufgrund ihrer Fragilität und hohen Kosten nachteilig. Die Wahl von Tetroden vs. Siliziumsonden hängt also vom Ziel der Aufzeichnung ab, bei der es darum geht, ob die Erzielung einer hohen Ausbeute an Einzeleinheiten oder räumlicheprofilierung an den Aufnahmestellen priorisiert wird.
Neben der Aufzeichnung neuronaler Aktivität ist die optogenetische Manipulation zu einem der leistungsstärkeren Werkzeuge in der Neurowissenschaft geworden, um zu untersuchen, wie bestimmte Zelltypen und/oder -wege zu den neuronalen Schaltkreisfunktionen beitragen13,31, 32,33. Optogenetische Experimente erfordern jedoch zusätzliche Berücksichtigung im Mikroantriebs-Array-Design, um den Faserstecker an Stimulationslichtquellen34,35,36zu befestigen. Oft erfordert die Verbindung von Fiberoptik eine relativ große Kraft, was zu einer mechanischen Verschiebung der Sonde im Gehirn führen kann. Daher ist es keine triviale Aufgabe, eine implantierbare Glasfaser mit herkömmlichen Microdrive-Arrays zu kombinieren.
Aus den oben genannten Gründen sind die Forscher verpflichtet, die Auswahl der Art der Elektrode zu optimieren oder eine optische Faser je nach Ziel der Aufzeichnung zu implantieren. Zum Beispiel werden Tetroden verwendet, um eine höhere Einheitsausbeute im Hippocampus1,13zu erreichen, während Siliziumsonden verwendet werden, um das laminare Tiefenprofil von kortikalen Bereichen zu untersuchen, wie z. B. dem medialen entorhinalen Kortex (MEC)37. Derzeit wurden Mikroantriebe zur gleichzeitigen Implantation von Tetroden und Siliziumsonden für Ratten5,11berichtet. Aufgrund des Gewichts der Mikroantriebe, des begrenzten Platzes auf dem Mauskopf und der räumlichen Anforderungen für die Konstruktion des Mikroantriebs für den Einsatz verschiedener Sonden ist es jedoch äußerst schwierig, mehrere Tetrodes und Siliziumsonden in Mäuse zu implantieren. Obwohl es möglich ist, Siliziumsonden ohne Mikroantrieb zu implantieren, erlaubt dieses Verfahren keine Einstellung der Sonde und senkt die Erfolgsrate der Silizium-Sonde-Rückgewinnung12,38. Darüber hinaus erfordern optogenetische Experimente zusätzliche Überlegungen im Microdrive-Array-Design. Dieses Protokoll zeigt, wie man ein Mikroantriebs-Array für die chronische Aufzeichnung in frei beweglichen Mäusen konstruiert und implantt, das die Implantation von neun unabhängig einstellbaren Tetroden und einer einstellbaren Opto-Silizium-Sonde ermöglicht. Dieses Microdrive-Array erleichtert auch optogenetische Experimente und die Wiederherstellung der Siliziumsonde.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>#00-90 screw</td>
			<td>J.I. Morris</td>
			<td>#00-90-1/8</td>
			<td>EIB screws</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#0-80 nut</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>B00DGB7CT2</td>
			<td>brass nut for holding fiber ferrule holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>#0-80 screw</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>B000FMZ57G</td>
			<td>brass machine screw for probe connector mount, fiber ferrule holder, and shielding cone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>22 Ga polyetheretherketone tubes</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>SLPT-22-24</td>
			<td>for attaching to the shuttle, 0.025 inches inner diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23 Ga stainless tubing</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>HTX-23R</td>
			<td>for tetrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23 Ga stainless wire</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>HTX-23R-24-10</td>
			<td>for L-shape/support wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>26 Ga stainless wire</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>GWX-0200</td>
			<td>for guide-posts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 Ga stainless wire</td>
			<td>Small Parts</td>
			<td>HTX-30R</td>
			<td>for tetrode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-D CAD software package</td>
			<td>Dassault Syst&#232;mes</td>
			<td>SolidWorks 2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D printer</td>
			<td>FormLab</td>
			<td>Form2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5.5mil polyimide insulating tubes</td>
			<td>HPC Medical</td>
			<td>72113900001-012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>aluminum foil tape</td>
			<td>Tyco</td>
			<td>Tyco Adhesives 617022 Aluminum Foil Tape</td>
			<td>for the alternative shielding cone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>conductive paste</td>
			<td>YSHIELD</td>
			<td>HSF54</td>
			<td>for shielding cone</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>customized screws for silicon-probe microdrive</td>
			<td>AMT</td>
			<td>UNM1.25-HalfMoon</td>
			<td>half-moon stainless screw, 1.5 mm diameter, 300 &#181;m thread pitch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>customized screws for tetrode microdrive</td>
			<td>AMT</td>
			<td>Yamamoto_0000-160_9mm</td>
			<td>slotted stainless screw, 0.5 mm diameter, 160 &#181;m thread pitch, custom-made to order for our design</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dental acrylic</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51459</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dental model resin</td>
			<td>FormLab</td>
			<td>RS-F2-DMBE-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel rotary tool</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>model 800</td>
			<td>a grinder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>drill bit</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>19007-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electric interface board</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>EIB-36-Narrow</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>epoxy</td>
			<td>Devcon</td>
			<td>GLU-735.90</td>
			<td>5 minutes epoxy</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eye ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>Puralube Ophthalmic Ointment</td>
			<td>to prevent mice eyes from drying during surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fiber polishing sheet</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>LFG5P</td>
			<td>for polishing the optical fiber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fine tweezers</td>
			<td>Protech International</td>
			<td>15-368</td>
			<td>for loading/recovering the silicon probe</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gold pins</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>EIB Pins Small</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ground wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>781500</td>
			<td>0.010 inch bare silver wire</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>headstage preamp</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>HS-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>impedance meter</td>
			<td>BAK electronics</td>
			<td>Model IMP-2</td>
			<td>1 kHz testing frequency</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>mineral oil</td>
			<td>ZONA</td>
			<td>36-105</td>
			<td>for lubricating screws and wires</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>optical fiber</td>
			<td>Doric</td>
			<td>MFC_200/260-0.22_50mm_ZF1.25(G)_FLT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording system</td>
			<td>Neuralynx</td>
			<td>Digital Lynx 4SX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ruby fiber scribe</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>S90R</td>
			<td>for cleaving the optical fiber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon grease</td>
			<td>Fine Science Tool</td>
			<td>29051-45</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>A1x32-Edge-5mm-20-177</td>
			<td>Fig. 3, 4A, 4B, 5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon probe</td>
			<td>Neuronexus</td>
			<td>A1x32-6mm-50-177</td>
			<td>Fig. 4C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicon probe washing solution</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>AL10078844</td>
			<td>contact lens cleaner</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silicone lubber</td>
			<td>Smooth-On</td>
			<td>Dragon Skin 10 FAST</td>
			<td>for preparation of microdrive mold</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>silver paint</td>
			<td>GC electronic</td>
			<td>22-023</td>
			<td>silver print II coating, used for ground wires</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>skull screw</td>
			<td>Otto Frei</td>
			<td>2647-10AC</td>
			<td>0.8 mm diameter, 0.200 mm thread pitch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>standard surgical scissors</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereotaxic apparatus</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 942</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>super glue</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>LOC230992</td>
			<td>for applying to guide-posts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical tweezers</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5135</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tetrode Twister</td>
			<td>Jun Yamamoto</td>
			<td>TT-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tetrode wires</td>
			<td>Sandvik</td>
			<td>PX000004</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice

Multiregionale neuronale Aufnahmen können wichtige Informationen liefern, um Interaktionen zwischen mehreren Hirnregionen zu verstehen. Herkömmliche Microdrive-Designs erlauben jedoch oft nur die Verwendung einer Elektrode, um aus einzelnen oder mehreren Regionen aufzunehmen, wodurch die Ausbeute von Einzel- oder Tiefenprofilaufzeichnungen begrenzt wird. Es schränkt auch oft die Fähigkeit ein, Elektrodenaufnahmen mit optogenetischen Werkzeugen zu kombinieren, um Wege und/oder zelltypspezifische Aktivität zu zielen. Hier wird ein Hybrid-Mikrodrive-Array für frei bewegliche Mäuse zur Optimierung der Ausbeute und eine Beschreibung ihrer Herstellung und Wiederverwendung des Microdrive-Arrays vorgestellt. Das aktuelle Design verwendet neun Tetrodes und eine Opto-Silizium-Sonde, die in zwei verschiedenen Gehirnbereichen gleichzeitig in frei bewegliche Mäuse implantiert werden. Die Tetroden und die Opto-Silizium-Sonde sind unabhängig entlang der dorsoventralen Achse im Gehirn einstellbar, um die Ausbeute von Einheiten- und Oszillatoraktivitäten zu maximieren. Dieses Microdrive-Array enthält auch eine Einrichtung für Licht, die optogenetische Manipulation vermittelt, um die regional- oder zelltypspezifischen Reaktionen und Funktionen von langräumigen neuronalen Schaltkreisen zu untersuchen. Darüber hinaus kann die Opto-Silizium-Sonde nach jedem Experiment sicher zurückgewonnen und wiederverwendet werden. Da das Microdrive-Array aus 3D-gedruckten Teilen besteht, kann das Design von Microdrives einfach an verschiedene Einstellungen angepasst werden. Zuerst wird das Design des Microdrive-Arrays beschrieben und wie die optische Faser an eine Siliziumsonde für Optogenetik-Experimente befestigt wird, gefolgt von der Herstellung des Tetro-Bündels und der Implantation des Arrays in ein Maushirn. Die Erfassung lokaler Feldpotentiale und Unit Spiking in Kombination mit optogenetischer Stimulation zeigen auch die Machbarkeit des Microdrive-Array-Systems bei frei beweglichen Mäusen.

Das Microdrive-Array wurde innerhalb von 5 Tagen erstellt. Der Zeitplan der Mikroantriebsvorbereitung ist in Tabelle 2beschrieben. Mit diesem Mikroantrieb wurden neun Tetroden und eine Siliziumsonde in das Hippocampus CA1 bzw. MEC der Maus implantiert [21 Wochen alt/29 g Körpergewicht männlich pOxr1-Cre (C57BL/6 Hintergrund)]. Diese transgene Maus drückt Cre in MEC-Schicht III Pyramidenneuronen aus. Die Maus wurde 10 Wochen vor dem Elektrodenimplantat mit 200 nL AAV5-DIO-ChR2-YFP (Titer: 7,7 x 10...

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Hybrid Microdrive System with Recoverable Opto-Silicon Probe and Tetrode for Dual-Site High Density Recording in Freely Moving Mice

Dieses Protokoll beschreibt die Konstruktion eines Hybrid-Mikroantriebs-Arrays, das die Implantation von neun unabhängig einstellbaren Tetroden und einer einstellbaren Opto-Silizium-Sonde in zwei Hirnregionen in frei beweglichen Mäusen ermöglicht. Ebenfalls demonstriert ist eine Methode zur sicheren Wiederherstellung und Wiederverwendung der Opto-Silizium-Sonde für mehrere Zwecke.

Hybrid Microdrive System mit wiederherstellbarer Opto-Silikon-Sonde und Tetrode für Dual-Site High Density Recording in frei beweglichen Mäusen

Multi-regional neural recordings can provide crucial information to understanding fine-timescale interactions between multiple brain regions. However, ...

Unser Hybrid-Mikroantriebsdesign ermöglicht es Experimentatoren, nicht nur aus mehreren Hirnregionen aufzunehmen, sondern auch verschiedene Arten von Elektroden zu wählen, um Die Ausbeute und Stabilität zu optimieren. Wir kombinierten neun Tetrodes, eine Silizium-Linearsonde und Faseroptiken, die in einem Microdrive-Array für In-vivo-Experimente mit frei beweglichen Mäusen einstellbar und wiederverwendbar sind. Diese Technik kann leicht an andere größere Tiere wie Ratten oder Marmosets angepasst werden.Siliziumsonden sind extrem zerbrechlich. Wir müssen vorsichtig sein, wenn wir mit den Sonden umgehen, zum Beispiel bei der Anpassung der Glasfaser und beim Drehen der Shuttle-Baugruppe in den Mikroantrieb. Das Microdrive-Array besteht aus fünf Teilen.Um die Microdrive-Schraube für die Siliziumsonde vorzubereiten, drucken Sie zunächst 3D ein Kunststoffmuster des Mikroantriebs und legen Sie Klebeband um das Muster, um eine temporäre Wand um das Muster zu machen. Gießen Sie flüssiges Siliziumgel in das Muster und entfernen Sie Luftblasen mit sanftem Schütteln. Wenn das Silizium ausgehärtet ist, entfernen Sie vorsichtig die Silizium-Gelform aus dem Muster.Als nächstes verwenden Sie einen Drehschleifer, um 18 und 9,5 mm Längen von 23 Gauge Edelstahl-Drahtrohr zu schneiden und verwenden Sie den Schleifer, um die oberen 2 bis 3 mm der Rohre zu authemmen. Tragen Sie ein kleines Volumen Siliziumöl auf eine benutzerdefinierte Schraube auf und stellen Sie die Rohre ein und schrauben Sie in die Form. Gießen Sie Dental-Acryl in die Form und verwenden Sie eine Spritze, um Luftblasen um die Rohre und die Schraube zu beseitigen.Wenn das Zahnacryl vollständig ausgehärtet ist, entfernen Sie die Mikroantriebsschraube aus der Form und verwenden Sie zangen, um 6mm von einem Ende der 18mm Drahtspitze in einen 60-Grad-Winkel zu biegen. Drehen Sie mit einem Drehwerkzeug die Mikroantriebsschraube, um die Qualität zu überprüfen, und installieren Sie dann die Microdrive-Schraube in den Microdrive-Array-Körper und drehen Sie die Schraube, um zu überprüfen, ob sie sich sanft nach oben und unten bewegen kann. Um den Shuttle für die Siliziumsonde vorzubereiten, verwenden Sie eine scharfe Schere, um zwei 5mm Längen von PEEK zu schneiden und die Rohre auf beiden Seiten des Shuttles auszurichten.Kleben Sie die Rohre mit Epoxid an den Shuttle und tragen Sie ein kleines Volumen Siliziumöl auf die Führungspfosten auf. Wenn das Epoxid getrocknet ist, legen Sie den Shuttle über die Leitpfosten des Microdrive-Array-Körpers, um die Qualität zu überprüfen. Der Shuttle sollte sich reibungslos ohne übermäßige Reibung bewegen.Zur Vorbereitung der Optorode verwenden Sie einen Rubi-Cutter, um ein Stück Glasfaser auf 21mm Länge zu spalten und die Faserspitze zu schleifen, bis sie flach und glänzend ist. Wenn die Spitze fertig ist, legen Sie die Glasfaser vorsichtig auf die Vorderseite der Siliziumsonde 200 bis 300 Mikrometer über der Oberseite der Elektrodenstellen und sichern Sie die Faser vorübergehend mit transparentem Klebeband, dann kleben Sie die Glasfaser mit einem kleinen Epoxidvolumen an die Basis der Siliziumsonde und lassen Sie das Epoxid fünf Stunden lang aushärten. Um den Shuttle an der Siliziumsonde zu befestigen, tragen Sie ein kleines Epoxidvolumen an der Rückseite der Silizium-Sondenbasis auf und halten Sie den unteren Teil des Shuttles zwei bis drei Minuten lang vorsichtig gegen die Silizium-Sondenbasis, um die Bildung einer Lücke zwischen dem Shuttle und der Silizium-Sondenbasis zu vermeiden.Wenn das Epoxid vollständig ausgehärtet ist, halten Sie die Nut des Shuttles mit feiner Pinzette und verwenden Sie ein Mikroskop, um die Shuttle-Röhren vorsichtig auf die Führungspfosten des Hauptkörpers zu legen. Drehen Sie die Schraube, um die Microdrive-Schraube in das Schraubloch einzufügen, und stecken Sie die Spitze des L-förmigen Rohres in die Nut des Pendelkopfes, um die Siliziumsonde und die Microdrive-Schraube einzuschalten. Als nächstes schneiden Sie zwei Zahlen 0 Schrauben auf eine 3,5 mm Gewindelänge und schleifen Sie die Spitzen, um Grate zu entfernen.Legen Sie den Sondensteckerhalter auf den Arraykörper und legen Sie den elektrischen Silizium-Sondenstecker in den Halter ein. Setzen Sie die Anzahl 0 Schrauben ein, um den Sondensteckerhalter zu halten. Verwenden Sie Epoxid, um den Silizium-Sondenstecker im Halter zu sichern, wobei darauf geachtet wird, die Sonde nicht an den Microdrive-Array-Körper zu kleben.Um den Ferrule-Halter an der Opto-Silizium-Sonde und dem Microdrive-Array-Körper zu befestigen, schneiden Sie zwei Zahlen-0-Schrauben auf eine 6mm Gewindelänge und schleifen Sie die Spitzen. Schleifen Sie die Außenseite von zwei Nummer 0 Maschinenschraubenmuttern, um kleine Sechskantmuttern mit 2,5 bis 3mm Außendurchmessern herzustellen, und setzen Sie die Zahl 0 Schraube in Komponente A des Halters ein. Kleben Sie die Schraubenköpfe mit Epoxid.Tragen Sie ein kleines Volumen Siliziumfett auf die Komponenten A und B auf, um die Reibung mit dem Körper zu reduzieren. Verwenden Sie inverse Pinzette, um Komponente A vorübergehend in den Körper einzufügen und setzen Sie Komponente B auf die Schrauben der Komponente A.Thread die kundenspezifischen Muttern auf die Schrauben und verwenden Zange, um die Muttern zu straffen, um den Ferrule-Halter auf dem Körper zu befestigen. Setzen Sie die Faserferrule in die Nut des Faserferrulehalters ein und achten Sie darauf, dass die Faserferrule 4 bis 5 mm vom Halter herausklebt.Tragen Sie eine kleine Menge Epoxid zwischen der Ferrule und der Halternut auf. Wenn das Epoxid ausgehärtet ist, lösen Sie die Muttern und drehen Sie die Mikroantriebsschraube, um den Shuttle- und Ferrule-Halter auf sanfte Bewegung zu überprüfen, und bestätigen Sie dann, dass sich die Sondenspitze vollständig in den Körper zurückzieht, wenn sich der Ferrulehalter an der obersten Position befindet und die Shuttle-Rohre noch mit den Führungspfosten verbunden sind. Um den Schirmkegel zu befestigen, befestigen Sie zwei 3,5-mm-Schrauben mit der Nummer 0 von der Außenseite des Kegels, um den Microdrive an Ort und Stelle zu halten.Das Microdrive-Array kann innerhalb von fünf Tagen eingerichtet werden, wenn die Konstruktion gemäß der in der Tabelle beschriebenen Zeitachse abgeschlossen ist. Nach der Tetrode-Anpassung kann die Verhaltensleistung auf einer linearen Spur und in einem offenen Feld getestet werden. In beiden Experimenten darf die Maus ca. 30 Minuten frei erforschen, während die elektrophysiologischen Signale während der Aufnahmesitzung ohne starke bewegungsbedingte Geräusche aufgezeichnet werden.Die Lichtstimulation kann dann an der medialen entorhinalen Kortex durchgeführt werden, um die mediale entorhinale Kortexschicht 3 Neuronen zu stimulieren, die auf das CA1-Unterfeld des Hippocampus projizieren. Spontane Spionageaktivitäten und lokale Feldpotentiale werden dann von den Tetroden und der Siliziumsonde aufgezeichnet, wenn die Maus schläft. In diesem repräsentativen Experiment zeigten die in den Tetroden aufgezeichneten linken Feldpotentiale große Wellenaktivitäten, die darauf hindeuteten, dass alle Tetrodes in der Nähe der PYRAMIDalen Zellschicht CA1 positioniert waren.Lichtinduzierte reaktionsfähige Aktivitäten in diesem Test wurden zuerst im medialen entorinalen Kortex beobachtet, gefolgt von Aktivitäten innerhalb von CA1 mit 13 bis 18 Millisekunden Latenzzeit. Achten Sie darauf, die Opto-Silizium-Sonde in einem elektrostatisch freien Umfeld in den Mikroantriebskörper einzufügen. Der Abschirmkegel kann durch Materialien wie ein Blatt Papier und Klebeband ersetzt werden.Dies verringert die Rate des Microdrive um bis zu 20%Unser Mikroantriebsdesign bietet flexible Möglichkeiten für eine effektive Kombination von Aufzeichnungselektroden, um mehrere Hirnregionen zu messen und zu manipulieren und die Dynamik und Wechselwirkungen verschiedener Gehirnstrukturen zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

High-Density-EEG-Aufzeichnungen der sich frei bewegenden Mäusen mit Polyimid-Basis Mikroelektroden

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Forschung

Neurowissenschaften

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Aufnahme von Aktionspotentialen einzelner Neuronen &quot;sich frei zu bewegen Tauben auf drei Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle (Mercynorrhina torquata)

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle Mercynorrhina torquata

Insect-Maschine Hybridsystem: Remote Radio Control eines frei fliegenden Käfer (<em&gt; Mercynorrhina torquata</em&gt;)

The rise of radio-enabled digital electronic devices has prompted the use of small wireless neuromuscular recorders and stimulators for studying in-flight ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Die Herstellung von High-Kontakt-Dichte, Flach-Interface Nerve Elektroden für die Aufnahme und Stimulation Anwendungen

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

Recording EEG in Freely Moving Neonatal Rats Using a Novel Method

Aufzeichnung von EEG in frei bewegten neonatalen Ratten mit einer neuartigen Methode

EEG is a useful method to detect electrical activity in the brain. Moreover, it is a widely used diagnostic tool for various neurological conditions, such ...

Noninvasive EEG Recordings from Freely Moving Piglets

Nicht-invasive EEG-Ableitungen von frei beweglichen Ferkel

The method allows the recording of high-quality electroencephalograms (EEGs) from freely moving piglets directly in the pigpen. We use a one-channel ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Multi-Fiber Photometrie zur Aufzeichnung neuronaler Aktivität bei frei beweglichen Tieren

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

Intracerebroventrikuläre Abgabe von mikrobiellen Metaboliten aus dem Darm in frei beweglichen Mäusen

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Extracellular Electrophysiological Recording in the Motor Cortex of Mice

Multichannel Extracellular Recording in Freely Moving Mice

Advancements in Multichannel Extracellular Recording for Studying Neuronal Activity in Freely Moving Mice (Video) | JoVE

Mehrkanalige extrazelluläre Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

The protocol aims to uncover the properties of neuronal firing and network local field potentials (LFPs) in behaving mice carrying out specific tasks by ...