Name: characterizing individual protein aggregates by infrared nanospectroscopy and atomic force microscopy
Uploaded: 2019-09-12T15:00:00
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Los autores agradecen a Swiss National Foundation for Science (SNF) el apoyo financiero (número de subvención P2ELP2_162116 y P300P2_171219), el Darwin College, el programa Erasmus+ para el apoyo financiero (número de subvención 2018-1-LT01-KA103-046719-15400-P3) y el programa de apoyo financiero (número de subvención 2018-1-LT01-KA103-046719-15400-P3) y el programa de subvención la investigación que ha dado lugar a estos resultados ha recibido financiación del Consejo Europeo de Investigación en el marco del Séptimo Programa Marco de la Unión Europea (7PM/2007-2013) a través de la beca PhysProt (acuerdo número 337969), la Fundación Newman (T.P.J.K.) y La Beca PhysProt (acuerdo número 337969), la Fundación Newman (T.P.J.K.) y La Centro de Cambridge para Enfermedades deSdoblamiento (C.G., M.V. y T.P.J.K.).

1. Ensayos de agregación en lectores de placas de fluorescencia
NOTA: El protocolo descrito aquí es un ejemplo de cómo estudiar la agregación de cualquier proteína o péptido por cinética química. En particular, describe un protocolo optimizado para estudiar la agregación del péptido A-42, que participa en la aparición y progresión de la enfermedad de Alzheimer58,59. Un protocolo similar puede ser ajustado y adoptado para estu...

El primer paso crítico en este protocolo es la preparación de proteínas monoméricas, como en el caso de la solución A-42 descrita en los pasos 1.1 y 1.2. Es esencial iniciar el proceso de agregación a partir de una solución monomérica altamente pura, ya que la presencia de especies oligoméricas o agregadas puede dar lugar a una mala reproducibilidad de la cinética de agregación58,e inducir artefactos en el AFM medidas (por ejemplo, especies fibrilares serán evidentes en las etapas inic...

Más de 40 millones de personas en todo el mundo se ven afectadas actualmente por trastornos neurodegenerativos, como el Alzheimer (AD)1 y las enfermedades de Parkinson (PD)2. En términos más generales, más de cincuenta patologías se asocian a nivel molecular con el desdoblamiento y la agregación de proteínas, un proceso que conduce a la proliferación de agregados de proteínas fibrilares insolubles, conocidos como depósitos amiloide3, 4. Los orígenes moleculares de la neurodegeneración y sus vínculos con los cambios conformacionales proteicos de las proteínas que conducen a la formación de amiloide, sin embargo, siguen sin estar claros, en gran parte debido al alto nivel de heterogeneidad, naturaleza transitoria y nanoescala dimensiones de los agregados patológicos4,5.
Investigaciones de gran éxito de las estructuras proteicas en las últimas décadas se han basado ampliamente en el uso de métodos a granel, incluyendo cristalografía de rayos X, microscopía crioelectrónica y espectroscopia de resonancia magnética nuclear5, 6 , 7 , 8 , 9. Dentro de esta clase de técnicas, la espectroscopia infrarroja (IR) ha surgido como una herramienta analítica sensible para desentrañar las propiedades químicas de sistemas biológicos como las proteínas8. Los métodos IR permiten cuantificar los cambios estructurales secundarios y cuaternarios de proteínas durante su desdoblamiento y agregación. Además, con el fin de descifrar aún más a nivel microscópico los detalles mecanicistas involucrados en los complejos paisajes de energía libre de proteínas durante su agregación, un avance importante ha sido el desarrollo de herramientas químicas cinéticas para extender a caminos de autoensamblaje incluyendo la formación de fibrillas amiloideas5,6,7,10,11,12. Sin embargo, los métodos espectroscópicos a granel proporcionan sólo información media sobre el conjunto heterogéneo de especies presentes en la solución o involucradas en pasos microscópicos específicos, lo que hace que la investigación de las propiedades biofísicas de especies agregadas desafiantes en el nivel de nanoescala13,14.
Varias técnicas de microscopía con la capacidad de operar en escalas más pequeñas que el límite de difracción de luz han surgido en las últimas décadas. Esta clase de métodos incluye microscopía electrónica (EM) y microscopía de fuerza atómica (AFM). Mientras que la microscopía electrónica de barrido (SEM) y la microscopía electrónica de transmisión (TEM) proporcionan imágenes bidimensionales (2D) de una muestra, AFM ha surgido en las últimas décadas como una técnica poderosa y versátil para estudiar morfologías tridimensionales (3D), como morfologías tridimensionales (3D), como así como las propiedades nanomecánicas de una muestra con resolución subnanómetro13,14,15,16,17,18,19, 20 , 21 , 22 , 23 , 24 , 25 , 26 , 27. La razón de ser del estudio de la agregación de proteínas a través de AFM es que este enfoque permite la investigación de la morfología de las especies individuales presentes en la solución13,14,16, 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31,32,33,34,35,36,37. En particular, mediante el seguimiento de la muestra en función del tiempo, AFM permite la investigación de la evolución de la morfología de la especie dentro de la muestra, lo que permite seguir y visualizar las vías de formación de amiloide23, 25,38,39,40,41,42. Además, AFM permite la cuantificación de parámetros estructurales como las alturas transversales y longitudes de las especies individuales presentes en la solución13,19,30,31 ,32,33,34,35,36,37,40,43, 44 , 45 , 46 , 47 , 48. Sin embargo, el estudio de una sola propiedad biofísica, como la morfología, a menudo no es suficiente cuando se estudian sistemas biológicos heterogéneos y complejos. Los métodos de imágenes AFM, SEM o TEM por sí solos no revelan fácilmente las propiedades químicas de las especies heterogéneas de agregados amiloide a nanoescala.
Recientemente se ha realizado un importante avance para el análisis de muestras biológicas heterogéneas a esta escala con el desarrollo y la aplicación en el campo de la agregación proteica de la nanoespectroscopia infrarroja (AFM-IR)24,26, 38,42,49,50,51,52. Este innovador método aprovecha la combinación de la resolución espacial de AFM (1 x 10 nm) con el poder de análisis químico de IR. La técnica AFM-IR se basa en la medición del efecto de resonancia inducida fototérmica impulsada por un láser IR, y en la medición de la expansión térmica de la muestra bajo investigación por la punta del AFM. La muestra puede ser iluminada por el láser IR directamente desde la parte superior o desde la parte inferior en la reflexión interna total, de forma similar a la de la espectroscopia infrarroja convencional24,42,52,53 . El láser IR se puede pulsada con frecuencias típicas en el orden de cientos de kilohercios (1-1000 kHz) y sintonizado en un amplio rango espectral, típicamente entre 1000-3300 cm-1. Aunque la fuente láser cubre un área de 30 m de diámetro, la resolución espacial de la técnica AFM-IR está determinada nominalmente por el diámetro de la punta AFM, que detecta la expansión térmica local del sistema. AFM-IR es muy adecuado para estudiar muestras biológicas porque la señal IR es proporcional a su espesor de hasta 1 x 1,5 m, y los espectros IR resultantes son generalmente de acuerdo con los espectros de transmisión FTIR correspondientes13,54 ,55. Por esta razón, los métodos establecidos de análisis en espectroscopia se pueden aplicar fácilmente, como el estudio de los cambios químicos, el cambio de forma de la banda y la desconvolución mediante el análisis de derivados segundo52. En general, combinando la resolución espacial de AFM con el poder de reconocimiento químico de la espectroscopia IR, AFM-IR permite la adquisición simultánea de una amplia gama de propiedades morfológicas, mecánicas y químicas de una muestra a nanoescala.
Aquí, ilustramos un protocolo para la caracterización del proceso de agregación de proteínas que explota la combinación de ensayos de fluorescencia in vitro, imágenes AFM de alta resolución y AFM-IR a nanoescala. Este enfoque combinado ya ha sobresalido en proporcionar resultados detallados en el estudio de las propiedades químicas y estructurales de las microgotas individuales formadas por agregados proteicos, en el estudio de la separación de fase sin proteínas líquidas y líquidas, y en investigando la heterogeneidad y las propiedades biofísicas de las especies agregadas individuales a la nanoescala23,26,38,45,50,53, 56,57.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>AFM-IR system</td>
			<td>Anasys Instruments</td>
			<td>nanoIR 2 or 3</td>
			<td>Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Corning Microplate Aluminium Sealing Tape</td>
			<td>Corning</td>
			<td>6570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Double Sided Adhesive Discs</td>
			<td>AGAR Scientific</td>
			<td>AGG3347N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FLUOstar Omega</td>
			<td>BMG Labtech</td>
			<td>415-101</td>
			<td>Platereader</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mica Disc 10mm V1</td>
			<td>AGAR Scientific</td>
			<td>AGF7013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Park NX10 AFM system</td>
			<td>Park Systems</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Atomic Force Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Platypus Ultra-Flat Gold Chips</td>
			<td>Platypus Technologies</td>
			<td>AU.1000.SWTSG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PPP-NCHR-10 cantilevers</td>
			<td>Park Systems</td>
			<td>PPP-NCHR-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Protein LowBind Tubes, 2.0mL</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>30108132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon gold coated cantilevers</td>
			<td>Anasys Instruments</td>
			<td>PR-EX-nIR2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SPM Specimen Discs 12mm</td>
			<td>AGAR Scientific</td>
			<td>AGF7001</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

characterizing individual protein aggregates by infrared nanospectroscopy and atomic force microscopy

El fenómeno del desdoblamiento de proteínas y la agregación da como resultado la formación de agregados proteicos altamente heterogéneos, que se asocian con condiciones neurodegenerativas como el Alzheimer y las enfermedades de Parkinson. En particular, los agregados de bajo peso molecular, oligómeros amiloide, han demostrado poseer propiedades citotóxicas genéricas y están implicados como neurotoxinas en muchas formas de demencia. Ilustramos el uso de métodos basados en la microscopía de fuerza atómica (AFM) para abordar la difícil tarea de caracterizar las propiedades morfológicas, estructurales y químicas de estos agregados, que son difíciles de estudiar utilizando la estructura convencional métodos biofísicos a granel debido a su heterogeneidad y naturaleza transitoria. Los enfoques de microscopía de sonda de escaneo ahora son capaces de investigar la morfología de los agregados amiloide con resolución subnanómetro. Aquí mostramos que la nanoespectroscopia infrarroja (IR) (AFM-IR), que explota simultáneamente la alta resolución de AFM y el poder de reconocimiento químico de la espectroscopia IR, puede ir más allá y permitir la caracterización de las propiedades estructurales de proteínas y, por lo tanto, ofrecen información sobre los mecanismos de agregación. Dado que el enfoque que describimos se puede aplicar también a las investigaciones de las interacciones de los conjuntos de proteínas con moléculas pequeñas y anticuerpos, puede proporcionar información fundamental para desarrollar nuevos compuestos terapéuticos para diagnosticar o tratar trastornos neurodegenerativos.

En la Figura 1se muestra un curso de tiempo representativo de la agregación A-42, medido por el ensayo de fluorescencia ThT. El proceso de agregación se caracteriza comúnmente por una curva sigmoidal, donde se observa inicialmente una fase de retraso, y es seguida por una fase de crecimiento pronunciada, antes de que la curva alcance una meseta cuando se alcanza un estado estacionario de equilibrio6,7 , <sup class="xref...

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Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy

Describimos la aplicación de nanoespectroscopia infrarroja y microscopía de fuerza atómica de alta resolución para visualizar el proceso de autoensamblaje de proteínas en agregados oligoméricos y fibrillas amiloideas, que está estrechamente asociada con el inicio y desarrollo de una amplia gama de trastornos neurodegenerativos humanos.

Caracterización de agregados de proteínas individuales por nanoespectroscopia infrarroja y microscopía de fuerza atómica

The phenomenon of protein misfolding and aggregation results in the formation of highly heterogeneous protein aggregates, which are associated with ...

Los métodos basados en la microscopía de fuerza atómica permiten caracterizar los procesos biomoleculares a escala nanométrica con resolución química morfológica o estructural, abriendo finalmente una nueva ventana frontal de observación sobre la biología. Los métodos de molécula única permiten sondear sistemas altamente heterogéneos, una característica que es particularmente relevante para entender la agregación de proteínas. Mediante la combinación de moléculas individuales con enfoques posteriores, podemos obtener información fundamental sobre el comportamiento de las proteínas, sus vínculos con enfermedades humanas y diseñar intervenciones farmacológicas que pueden tener éxito.Además, este método se puede aplicar con éxito para estudiar las propiedades químicas y estructurales de los biomateriales para la administración de medicamentos, aplicaciones y otros fines biotecnológicos. Puede ser difícil inicialmente establecer los parámetros AFM correctos para alta resolución y es fácil configurar su AFM mientras mide sus agregados fibrilares. 30 minutos antes de la imagen AFM, encienda el sistema AFM y haga clic en configurar y sondear.En la ventana de cambio de sondeo, haga clic en siguiente para preparar la etapa de enfoque Z. Apague el interruptor de haz AFM si está encendido y desbloquee las cerraduras de cola de milano. Desconecte el cabezal del sistema y, en la ventana de cambio de la sonda, haga clic en Siguiente.Monte el voladizo AFM en el soporte de la sonda. Conecte el cabezal al sistema y bloquee las cerraduras de cola de milano. Encienda el interruptor de rayo láser AFM y, en la ventana de cambio de sonda, haga clic en Siguiente.En la ventana emergente, haga clic en no si el tipo de voladizo no ha cambiado y ajuste las perillas de alineación óptica para encontrar el voladizo. Ajuste el enfoque en el voladizo y haga clic en Siguiente. En la ventana emergente, haga clic en sí si el foco está en el voladizo.Utilice las perillas de rayo láser de detección para colocar el rayo láser al final del voladizo. Utilice las perillas de haz láser desviadas para maximizar la señal total medida por el diodo fotográfico de cuatro cuadrantes a por lo menos más de un voltio. En la ventana de cambio de sondeo, haga clic en Siguiente y cierre.Después de esperar 15 minutos para que el voladizo alcance la estabilidad térmica, reajuste la posición del rayo láser desviado en la posición de un diodo fotográfico sensible si es necesario. Haga clic en Barrido NCM, seleccione la amplitud deseada de oscilación, haga clic en la fase de uso y haga clic en auto. Sintonice el voladizo cerca del máximo de su primera resonancia libre de oscilación a aproximadamente 300 kilohercios para un voladizo con una constante de resorte de 40 newtons por metro.Coloque la muestra en el portacuchillas. Haga clic en el área de exploración y establezca la resolución en entre 256 por 256 y 1024 por 1024 píxeles y, a continuación, establezca el tamaño de escaneado y el número de píxel. Establezca la velocidad de escaneo en 0,3 en un hercio para un área de escaneo de uno por uno a cinco por cinco micrómetros al cuadrado.Enfoque la vista óptica en la muestra y haga clic en el enfoque para acercarse a la superficie de la muestra. A continuación, haga clic en levantar 100 micrómetros para elevar la punta AFM 100 micrómetros por encima de la superficie de la muestra y haga clic en expandir en la imagen óptica de la muestra. Haga clic en la barra de etapa de enfoque para centrar la vista en la superficie de la muestra y utilizar las flechas para moverse en la región de la muestra de interés.Haga clic en enfoque para enganchar la superficie y haga clic en Escaneo de línea para comprobar si la punta está siguiendo bien la superficie. Ajuste el punto de ajuste según sea necesario. A continuación, haga clic en scan para comenzar a tomar imágenes de la superficie de la muestra, manteniendo un régimen constante de cambio de fase que no exceda del delta 20 durante la toma de imágenes para evitar una gran fuerza de imagen y mantener la coherencia entre las muestras independientes.Para imágenes de nanoespectroscopia por infrarrojos, 30 a 60 minutos antes del análisis, encienda el sistema IR AFM y el láser IR. Abra el software integrado para controlar el instrumento y haga clic en el archivo y nuevo para abrir un nuevo archivo nano IR. Haga clic en inicializar para iniciar el sistema AFM IR y abrir la cubierta del instrumento.Monte una sonda recubierta de oro de silicona con un radio nominal de 30 nanómetros y una constante de resorte de 0,2 newtons por metro en el sistema AFM IR para medir la muestra en modo de contacto. Haga clic en cargar en la sección de la sonda AFM y en la siguiente. Utilice el foco en las flechas de la sonda para enfocar la cámara en el voladizo y utilice la punta para cruzar el punto de mira para colocar el punto de mira al final del voladizo.Gire las perillas que controlan la posición del láser de detección para colocar el láser al final del voladizo. Gire las perillas láser para detectar y maximizar la suma medida por el diodo fotográfico de cuatro cuadrantes a un valor superior a tres voltios. Gire la perilla de desviación para ajustar la desviación en voladizo a menos un voltio y haga clic en siguiente.A continuación, cierre la cubierta del instrumento. Utilice el enfoque en las flechas de la sonda para enfocar la cámara en la muestra y la punta a las flechas en cruz para moverse en la región de interés de la muestra. Haga clic en Siguiente y enganche.En la ventana del microscopio, seleccione la altura para la morfología, la amplitud dos para la absorción IR y la frecuencia PLL para mapear la punta a la resonancia de contacto de la muestra. En la sección de exploración de AFM, establezca los parámetros como se muestra para la imagen AFM y haga clic en scan para adquirir un mapa morfológico. Cuando finalice el mapeo morfológico, en la ventana del microscopio, haga clic en el mapa de altura para colocar la sonda en la parte superior de un agregado.En la sección nano IR, haga clic en iniciar IR para iluminar la muestra con el láser IR. Para enfocar el láser infrarrojo en el voladizo, haga clic en optimizar e introduzca 1655 centímetros para el número de onda. Haga clic en Agregar y escanear para determinar la posición del láser IR y haga clic en actualizar y bien para alinear su posición con el voladizo.En la sección general, introduzca un número de onda para el que se espera una alta absorbancia en el campo relativo y desactive la opción de filtro de paso de banda. Haga clic en start IR y luego compruebe la lectura del medidor y el FFT de la respuesta en voladizo. En la ventana FFT, mueva el cursor verde para leer la frecuencia de resonancia del voladizo.Un valor típico de la FFT de la resonancia de los voladizos es de alrededor de 200 kilohercios. Introduzca el valor de frecuencia de resonancia generado en la sección general en el campo del centro de frecuencia y utilice una ventana de frecuencia de 50 kilohercios. Haga clic en la ventana de sintonización de pulso láser para seleccionar el modo mejorado de resonancia y establecer una frecuencia de pulso de 222 kilohercios, un rango de sintonización de 50 kilohercios y un ciclo de trabajo láser de 5% Click adquirir para barrer la frecuencia de pulso del láser.Utilice el cursor para ajustar el pulso láser a la frecuencia de la respuesta mecánica de la expansión térmica de la muestra que absorbe la luz IR. A continuación, seleccione el bucle de fase bloqueada para supervisar la resonancia de contacto entre la muestra y la punta y haga clic en cero. Para otras propiedades químicas a escala nanométrica, realice un seguimiento de la resonancia de contacto durante la adquisición de espectros para asegurarse de que el espectro de la muestra no se vea afectado por el sobrecalentamiento y el ablandamiento.Seleccione enable para realizar un seguimiento de la muestra para inclinar la resonancia de contacto y seleccionar una ganancia integral de 0,5 y una ganancia proporcional de 10 y, a continuación, haga clic en Aceptar. En la ventana de optimización, haga clic en la longitud de onda y escanee para localizar el láser IR para al menos tres números de onda correspondientes a las bandas principales de absorbancia de la muestra y para al menos un número de onda para cada chip del láser. Haga clic en herramientas, calibración de fondo IR y nuevo, y establezca los números de onda entre 1200 y 1800 centímetros. Establezca los fondos en promedio en uno, el ciclo de trabajo del 5% y la velocidad de barrido a 100 centímetros al cuadrado.Haga clic en adquirir para medir el fondo del láser IR para la normalización de los espectros localizados a nanoescala medida, guarde el archivo y cierre la ventana. En la configuración de espectros IR, seleccione una resolución de espectro IR entre uno y cuatro centímetros y un número de co-promedios de al menos 64 veces. A continuación, haga clic en adquirir para medir un espectro IR localizado a nanoescala en el rango de proteínas.Para adquirir un mapa químico resuelto a nanoescala, seleccione 1655 centímetros e imágenes IR y haga clic en escanear en la ventana de exploración de AFM. Cuando se complete la asignación, guarde las medidas. A continuación, utilice el software de procesamiento de imágenes AFM incorporado para analizar los mapas adquiridos de morfología, resonancia de contacto y química y espectros localizados a nanoescala.Es un paso crítico para obtener una solución monomérica altamente pura, ya que la presencia de especies agregadas puede resultar en una mala reproducibilidad de la cinética e introducir artefactos en sus mediciones. Un factor fundamental para estudiar con éxito muestras biológicas que tienen alta heterogeneidad es la posición correcta de los sustratos sólidos. La deposición de pulverización microfluídica se puede explotar en lugar de una manual para preservar la arquitectura de la muestra y la heterogeneidad.Estos métodos allanan el camino para desentrañar la estructura química y las propiedades de las biomoléculas individuales y sus interacciones en el entorno fisiológico y líquido nativo.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Enrichment of Detergent-insoluble Protein Aggregates from Human Postmortem Brain

Enriquecimiento de los agregados de proteína insoluble en detergente de cerebro humano Postmortem

In this study, we describe an abbreviated single-step fractionation protocol for the enrichment of detergent-insoluble protein aggregates from human ...

Investigación

Bioquímica

Protein Film Infrared Electrochemistry Demonstrated for Study of H2 Oxidation by a [NiFe] Hydrogenase

Protein Film Infrared Electrochemistry Demonstrated for Study of H2 Oxidation by a [NiFe] Hydrogenase

Proteína película infrarroja electroquímica demostrada para el estudio de la oxidación de2 H de una hidrogenasa [NiFe]

Understanding the chemistry of redox proteins demands methods that provide precise control over redox centers within the protein. The technique of protein ...

Force Spectroscopy of Single Protein Molecules Using an Atomic Force Microscope

Espectroscopia de la fuerza de las moléculas de proteína sola utilizando un microscopio de fuerza atómica

The determination of the folding process of proteins from their amino acid sequence to their native 3D structure is an important problem in biology. ...

DNA Polymerase Activity Assay Using Near-infrared Fluorescent Labeled DNA Visualized by Acrylamide Gel Electrophoresis

Ensayo de actividad polimerasa de la DNA usando la DNA etiquetado fluorescente infrarroja visualizado por electroforesis en Gel de acrilamida

For any enzyme, robust, quantitative methods are required for characterization of both native and engineered enzymes. For DNA polymerases, DNA synthesis ...

Covalent Immobilization of Proteins for the Single Molecule Force Spectroscopy

Inmovilización covalente de las proteínas para la espectroscopia de fuerza sola molécula

In recent years, atomic force microscopy (AFM) based single molecule force spectroscopy (SMFS) extended our understanding of molecular properties and ...

Analysis of &#946;-Amyloid-induced Abnormalities on Fibrin Clot Structure by Spectroscopy and Scanning Electron Microscopy

Analysis of ÃƒÆ’Ã…Â½Ãƒâ€šÃ‚Â²-Amyloid-induced Abnormalities on Fibrin Clot Structure by Spectroscopy and Scanning Electron Microscopy

Análisis de anomalías inducida por β-amiloide en la estructura del coágulo de fibrina por espectroscopía y microscopía electrónica de barrido

This article presents methods for generating in vitro fibrin clots and analyzing the effect of beta-amyloid (A&#946;) protein on clot formation and ...

High Sensitivity Measurement of Transcription Factor-DNA Binding Affinities by Competitive Titration Using Fluorescence Microscopy

Medición de alta sensibilidad de transcripción DNA Factor obligatorio afinidades por valoración competitiva utilizando microscopía de fluorescencia

Accurate quantification of transcription factor (TF)-DNA interactions is essential for understanding the regulation of gene expression. Since existing ...

Probing The Structure And Dynamics Of Nucleosomes Using Atomic Force Microscopy Imaging

Sondear la estructura y dinámica de nucleosomas utilizando imágenes de microscopía de fuerza atómica

Chromatin, which is a long chain of nucleosome subunits, is a dynamic system that allows for such critical processes as DNA replication and transcription ...

Analysis of Protein Folding, Transport, and Degradation in Living Cells by Radioactive Pulse Chase

Análisis del plegamiento de la proteína, el transporte y degradación en las células vivas por pulso radiactivo Chase

Radioactive pulse-chase labeling is a powerful tool for studying the conformational maturation, the transport to their functional cellular location, and ...