Name: an implantable system for chronic in vivo electromyography
Uploaded: 2020-04-21T13:00:00
Duration: 9 min 52 s
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Les auteurs remercient la Dre Hongmei Wu pour sa contribution aux soins aux animaux et à la collecte de données tout au long de l’étude. Nous remercions Amy Nunnally, Jamie Adcock et Phil Williams pour leur aide pour les chirurgies stériles. L’expertise et le dévouement du personnel de l’Établissement de soins aux animaux de l’Université Vanderbilt ont été inestimables. Cette recherche a été soutenue par la subvention U01DC016033 des NIH.

<ol>
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Le Dr David Zealear commercialise cette technologie implantable de stimulation nerveuse-EMG pour une variété de systèmes neuromusculaires et de modèles animaux.

Cet article décrit les étapes requises dans la fabrication d’un système nouveau, économique et implantable pour la stimulation des nerfs laryngiques et l’enregistrement des réponses EMG des muscles laryngiens sur un long terme. Le protocole est simple et peut produire un implant qui est assez compact pour être utilisé chez un animal aussi petit qu’un rat. Il y a plusieurs étapes critiques qui devraient être soulignées. Tout d’abord, les fils de plomb doivent être enroulés soigneusement et uniformément pour empêcher la désolation du plomb, le pliage ou la rupture. Si une machine à bobine n’est pas disponible, des fils enroulés préfabriqués peuvent être obtenus commercialement. Deuxièmement, la stratégie d’insertion de fils de plomb dans un tube de silicone pour former un «V» qui chevauche le nerf est essentiel pour promouvoir la livraison actuelle à travers le nerf à l’intérieur du brassard. Si les deux fils sont placés sur le même côté du tube, le shunting du courant entre les électrodes peut se produire. Il est également important que les fils soient placés contre le mur intérieur du tube pour éviter la possibilité de lésions cérébrales.
Troisièmement, pendant la chirurgie d’implantation, les nerfs laryngiques doivent être disséqués soigneusement pour empêcher des dommages. Au stade ultérieur de l’implantation, lors de l’insertion des broches dans le réceptacle, la force doit être appliquée sur la broche en alignement sur son trou pour empêcher une flexion soudaine de la tête de la broche. Par la suite, le ciment osseux doit être distribué en profondeur sur le fond du réceptacle pour l’isolation complète et la prévention du crosstalk entre les canaux. Enfin, la prévention de l’infection est essentielle pour assurer l’intégrité du système d’implant au fil du temps. Il peut être réalisé par une combinaison de plusieurs manœuvres: ajout d’une jupe au réceptacle, administration d’antibiotiques, nettoyage quotidien de la plaie et du réceptacle avec une solution antiseptique compatible avec les tissus, et le placement de broches mâles factices dans les broches femelles du réceptacle pour les garder propres des débris entre les sessions.
Le protocole a été prouvé succès dans ce modèle de laryngeal de chien. Toutefois, certaines modifications ou stratégies alternatives peuvent être envisagées pour d’autres applications. Par exemple, les pointes de détection désinsimulées des électrodes EMG PCA et TA-LCA sont ancrées dans les muscles par un moyen externe, soit la greffe de polyester, soit par l’électrode DBS. Dans une application dans laquelle l’ancrage externe n’est pas nécessaire ou effectué, le barb de l’électrode seul peut servir d’ancre. Dans un tel cas, le fil de monofilament en acier inoxydable enduit de téflon peut être préférable au fil multifilament en raison de sa plus grande résistance tendue, fournissant un barb plus stable dans les tissus. Cependant, il convient de noter que les fils multifilaments peuvent être moins enclins à la rupture. Une stratégie alternative à la fabrication et à l’assemblage du réceptacle de la peau consiste à imprimer en 3D à l’aide de polymères biocompatibles (p. ex., MED610 par Stratasys). Cela peut simplifier le processus de fabrication.
Après la chirurgie d’implantation et la récupération de l’animal, des sessions physiologiques sont menées avec les LNL encore intactes pour obtenir des données de base. Pendant une session, l’absence de signaux EMG d’un muscle laryngeal peut se produire après la stimulation RLN. Afin de dépanner la cause (tableau 1), il faut d’abord déterminer si le mouvement du pli vocal est présent. S’il est présent, cela signifie que le nerf est effectivement activé par le brassard, mais il ya un problème avec le plomb EMG. Dans cette situation, les utilisateurs devraient examiner davantage l’artefact de stimulation EMG. Si l’artefact EMG est absent, il est probable qu’il y ait une discontinuité dans l’entrée emG au préamplificateur. Le bruit de soixante cycles sera également présent et grand dans l’amplitude. Si l’artefact est grand, le shunting d’une goupille de stimulus à la goupille d’enregistrement peut être responsable de la saturation du préamplificateur du canal et d’effacer la réponse EMG. Si l’artefact est normal, alors le plomb EMG a probablement disloqué du muscle et ne peut pas détecter son activité. D’autre part, si le mouvement de pli vocal est absent, alors le nerf n’est pas activé. Si l’artefact est absent, il peut y avoir une discontinuité dans le circuit de stimulation, empêchant l’activation du nerf. Si l’artefact semble normal, le nerf peut avoir été blessé pendant la chirurgie d’implant ou le brassard peut avoir migré outre du nerf. Une stratégie similaire peut être appliquée pour dépanner la cause des signaux EMG absents pendant la stimulation SLN.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Nerf stimulé</td>
			<td>Muscle cible(s)</td>
			<td>Mouvement de pli vocal ipsilateral</td>
			<td>Artefact de stimulation</td>
			<td>Causes</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">RLN (RLN)</td>
			<td rowspan="5">PCA et/ou TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Oui</td>
			<td>Absent (60 cycles de bruit présent)</td>
			<td>Discontinuité dans l’entrée EMG au préamplificateur (p. ex. plomb, broche, câble);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Cross-talk entre stim et épinglettes d’enregistrement au réceptacle</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>Dislocation d’électrode EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">non</td>
			<td>Absent</td>
			<td>Discontinuité dans le circuit de stimulation</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>1. Blessure RLN; 2. Dislocation de manchette</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">Sln</td>
			<td rowspan="5">Ta-LCA</td>
			<td rowspan="3">Oui</td>
			<td>Absent (60 cycles de bruit présent)</td>
			<td>Discontinuité dans l’entrée EMG au préamplificateur (p. ex. plomb, broche, câble);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Cross-talk entre stim et épinglettes d’enregistrement au réceptacle</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>Dislocation d’électrode EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">non</td>
			<td>Absent</td>
			<td>Discontinuité dans le circuit de stimulation</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normal</td>
			<td>1. Blessures à SLN ou RLN; 2. Dislocation de manchette</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Guide de dépannage.
Il convient de mentionner qu’il y a deux limites mineures dans l’application actuelle de cette technologie. Tout d’abord, la flexion soudaine de la goupille femelle pendant l’insertion dans le réceptacle s’est produite dans plusieurs cas. Heureusement, les broches peuvent être redressées et insérées dans leurs trous avec succès. Si les dommages causés par la broche sont irréparables, le plomb et l’ensemble de son composant doivent être remplacés. Par conséquent, les composants de sauvegarde doivent être facilement disponibles avant la chirurgie. Deuxièmement, le temps nécessaire pour terminer l’implantation chirurgicale est long (10 h). La longue durée reflète en partie le grand nombre de composants de stimulation et de recodage requis pour cette étude : quatre nerfs, quatre muscles, un réceptacle et un IPG. Si moins de composants sont nécessaires à l’aide de cette technologie, le temps d’implantation devrait être considérablement réduit (p. ex., le modèle de langue de rat28).
Cette approche technologique introduit plusieurs caractéristiques qui ont un avantage sur les méthodes existantes. L’encoulage des fils de plomb est la caractéristique la plus nouvelle et la plus importante de ce système. Les pistes enroulées ne sont pas couramment disponibles pour l’expérimentation animale non commerciale malgré les nombreux avantages qu’elles procurent. Un plomb enroulé peut être étendu à la longueur désirée pendant l’implantation. En outre, il s’étirera dans le éveillé, déplaçant l’animal pour empêcher la dislocation de la pointe d’électrode ou de rupture de fil après l’implantation. Cette fonctionnalité assure la longévité de l’implant et la stimulation nerveuse stable et l’enregistrement musculaire sur le long terme. En outre, l’ajout d’une jupe compatible tissu autour du réceptacle empêche l’exposition de la plaie à ce corps étranger et favorise la fibrose normale et la cicatrisation des plaies en l’absence d’infection. Des études antérieures sans cette jupe ont eu comme conséquence l’infection tôt et l’arrêt prématuré de l’expérience. Enfin, ce système d’implant est compact et multicanalisé, permettant l’acquisition efficace de données à partir de nombreuses structures neuromusculaires dans des modèles animaux de tailles diverses.
Cette approche technique a été adaptée et traduite avec succès sur un modèle de rat. Cette étude a été conçue pour étudier l’effet du conditionnement électrique en empêchant l’atrophie de muscle de langue et le dysfonctionnement dans le rat vieillissant. Les nerfs hypoglossal ont été implantés avec les électrodes de manchette pour le conditionnement et la langue implantée avec les électrodes d’enregistrement EMG28. Cette technologie peut également être utilisée dans d’autres applications de recherche. Comme une extension du protocole actuel dans le larynx canin, les effets du conditionnement électrique sur la promotion de la réinnervation sélective sont actuellement à l’étude dans les muscles faciaux de lapin. Cette étude peut fournir une base pour la prévention de la synkinésie faciale chez les patients atteints de paralysie de Bell, une condition médicale commune et débilitante. Une dernière utilisation potentielle de cette technologie est de stimuler et d’enregistrer des animaux éveillés et en mouvement libre. À l’heure actuelle, ces données ont été obtenues par câble externe de rats éveillés et non retenus28. À l’avenir, ce système économique pourrait également être combiné à une technologie de stimulation de l’enregistrement à distance (p. ex., télémétrie) pour activer ou sonder les systèmes neuromusculaires sans fil.

L’enregistrement EMG est une technique utile pour mesurer l’activité électrique produite par un muscle squelettique lorsqu’elle est activée par la stimulation électrique de son nerf ou le tir spontané de ses unités motrices. La surveillance des signaux EMG peut être utilisée pour l’évaluation de la transmission neuromusculaire et de la biomécanique musculaire1. L’enregistrement EMG joue également un rôle important dans la caractérisation de la qualité et de l’ampleur de la réinnervation musculaire suite à une blessure au nerf2,3,4,5. Cependant, plusieurs enregistrements EMG sur toute la période de rénnervation ne peuvent pas être atteints par une approche invasive. Par conséquent, les dispositifs implantables ont été conçus et développés pour la stimulation et l’enregistrement répétés et chroniques dans les systèmes neuromusculaires6,7,8,9,10,11,12,13. L’objectif de cet article est de décrire un protocole pour la fabrication et l’implantation d’un système stable pour obtenir des données chronologiques fiables EMG à partir du larynx.
Ce système est appliqué ici à l’étude de la réinnervation du muscle laryngique. Un bref aperçu du larynx est prévu pour l’orientation(figure 1). Une coordination précise entre les composants sensoriels et moteurs est essentielle pour un bon mouvement musculaire pendant la respiration, l’expression et la protection des voies respiratoires. Le muscle PCA, situé dans le larynx postérieur, est le seul ravisseur du pli vocal. Ce muscle est spontanément activé pendant l’inspiration pour augmenter la zone glottale pour l’inhalation. Le complexe TA-LCA est le principal adducteur du pli vocal. L’activation de ce complexe musculaire avec un autre adducteur (c.-à-d. le muscle interarytéoïde) médialiser le pli pour la production de vibrations et de sons et fermer le pli pour la protection des voies respiratoires pendant la déglutition.
En outre, les fibres de neurones moteurs innervate les muscles de ravisseur et d’adducteur dans le RLN. Les muscles abducteur et adducteur peuvent être distingués en fonction de la composition de l’unité motrice14,15. Le muscle de PCA montre le tir accru pendant les conditions hypercapnices et/ou hypoxiques16 en raison de la présence d’unités motrices inspiratoires. En revanche, les unités motrices de fermeture glottique réflexe (RGC), qui ferment les glottis réflexivement par l’activation des récepteurs sensoriels dans la muqueuse laryngienne, est présente dans le complexe musculaire TA-LCA. La branche interne du nerf laryngeal supérieur (SLN) porte les fibres afférentes des récepteurs sensoriels dans le larynx17. Bien que l’expression soit principalement une fonction adducteur, les unités de moteur de ravisseur et d’adducteur sont impliquées dans ce comportement laryngeal fortement évolué.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig1.jpg"> Figure 1 : Anatomie du larynx. Les composants de ce système implantable sont également affichés. LE nerf laryngeal supérieur; RLN - nerf laryngeal récurrent; PCA - muscle cricoarytéoïde postérieur; TA-LCA - complexe musculaire cricoarytéoïde thyroarytéoïde-latéral; DBS - stimulation cérébrale profonde. Ce chiffre a été reproduit avec la permission de Wiley27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
Les blessures à la RLN peuvent entraîner une paralysie du pli vocal (VFP), ce qui compromet à la fois les fonctions d’enlèvement et d’adduction dues à la dénervation musculaire laryngienne14,18,19. Par la suite, la régénération des fibres nerveuses RLN et la rénnervation des muscles se produit généralement. Cependant, la réinnervation est un processus aléatoire et se traduit par une reconnexion musculaire mal dirigée et inappropriée dans la plupart des cas. C’est ce qu’on appelle la synkinésie, dans laquelle l’activation spontanée des antagonistes des ravisseurs et des adducteurs est défectueuse et produit un mouvement inefficace, voire paradoxal, des plis vocaux14,,19,20,21. Avec la synkinésie, la fonction critique qui est perdue est l’enlèvement de pli vocal, ayant pour résultat une ventilation inadéquate. Bien qu’il existe des tentatives continues pour traiter la synkinésie laryngienne par l’un ou l’autre) bloquant la fermeture glottique avec Botox22,23 ou 2) stimuler électriquement l’ouverture glottique avec un stimulateur cardiaque implantable24,25,il n’y a aucune intervention clinique qui empêche de manière fiable la synkinèse26. Cependant, il y a des preuves que le conditionnement électrique du muscle de PCA pendant la réinnervation à basse fréquence favorise la reconnexion neuromusculaire appropriée et minimise la synkinsis de se produire. Des études sont actuellement en cours pour élucider les mécanismes sous-jacents2.
L’objectif de cet article est de décrire un système implantable simple et peu coûteux pour la stimulation nerveuse chronique et l’enregistrement EMG. Ce système peut être utilisé pour étudier les effets du conditionnement électrique à basse fréquence du muscle PCA sur la spécificité de sa réinnervation ultérieure. Les signaux EMG obtenus par ce système peuvent refléter la qualité et la quantité de réinnervation musculaire laryngienne au fil du temps.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1269px;" width="1269">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:432px;">20 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td style="width:296px;">BD</td>
			<td style="width:175px;">305175</td>
			<td style="width:367px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">23 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">25 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 absorbable sutures, COATED VICRYL</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J219H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8684G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8871H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">6-0 monofilament, nonabsorbable taper needle suture, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8805</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">7-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8735</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adhesive silicone solvent-Hexamethydisiloxane 98%</td>
			<td>ACROS</td>
			<td>code 194790100</td>
			<td>for dilution of modical adhesive silicone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bone cement</td>
			<td>Zimmer</td>
			<td>1102-16</td>
			<td>20g powder 10ml liquid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex, ampules of 1ml)</td>
			<td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd</td>
			<td>12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CCD video camera attached to the endoscope</td>
			<td>Sony</td>
			<td>MCC500MD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefpodoxime (Simplicef 100mg tablets)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>5228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data acquisition device , PowerLab 16/35</td>
			<td>ADInstruments, Inc</td>
			<td>5761-E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Deep-brain stimulation (DBS) electrodes</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6172ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Digital oscilloscope</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>DPO71304SX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Implantable pulse generator (IPG), Infinity</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6660ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Knitted polyester graft</td>
			<td>Meadox Medical Inc</td>
			<td>92220</td>
			<td>20mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Medical Grade Polyethylene Micro Tubing</td>
			<td>Amazon.com</td>
			<td>BB31695-PE/13-10</td>
			<td>OD 0.156&#34;, ID 0.094&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal female pin</td>
			<td>Allied Electronics &#38; Automation</td>
			<td>220-S02-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal male pin</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>220-p02-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prefabricated coiled leads</td>
			<td>Medical innovations Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Laboratory Tubing</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>2415569</td>
			<td>OD 0.125&#34;, ID 0.062&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Medical Adhesive Silicone</td>
			<td>Dow corning</td>
			<td>Type A, 2 oz</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stainless steel monofilament wire</td>
			<td>The Harris Products Group</td>
			<td>type 316</td>
			<td>0.008&#34; (coated), 0.005&#34; (bare)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Disposable Biopsy Punch (4mm)</td>
			<td>Sklar Instruments</td>
			<td>96-1146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Strip connector</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>2.6 x 11.6 x 101.5 mm</td>
			<td>single row, round, through hole</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Teflon-coated multi-filament stainless steel wire</td>
			<td>Medwire</td>
			<td>Part 316, ss7/44T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tiletamine and Zolazepam combination, Telazol - 5mL</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>004866</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue-compatible antiseptic solution, Nolvasan - 1 Gal.</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>540561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zero-degree rigid endoscope</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>8712AA</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an implantable system for chronic in vivo electromyography

L’électromyographie (EMG) mesure la réponse musculaire à la stimulation électrique ou à l’activité spontanée des unités motrices et joue un rôle important dans l’évaluation de la fonction neuromusculaire. L’enregistrement chronique de l’activité EMG reflétant le statut de réinnervation d’un muscle après une lésion nerveuse a été limité, en raison de la nature invasive des techniques traditionnelles d’enregistrement EMG. À cet égard, un système implantable est conçu pour l’enregistrement à long terme, in vivo EMG et la stimulation nerveuse. Il a été appliqué et testé dans une étude sur la rénnervation des muscles laryngiens. Ce système se compose de 1) deux poignets bipolaires de nerf d’électrode et conduit pour stimuler chacun des deux nerfs : le nerf laryngeal récurrent (RLN) et la branche interne du nerf laryngeal supérieur (SLN); 2) deux électrodes d’enregistrement EMG et conduits pour chacun des deux muscles laryngiens : le muscle cricoarytenoid postérieur (PCA) et le complexe musculaire cricoarytenoid-latéral thyroarytenoid-latéral (TA-LCA) ; et 3) un réceptacle cutané interfaçant tous les terminaux de plomb implantés à un préamplificateur et stimulateur d’enregistrement externe à l’aide d’un câble de connexion. Les fils métalliques sont en acier inoxydable de type 316 recouvert de téflon. Ils sont enroulés et peuvent s’étirer pendant le mouvement du corps de l’animal éveillé pour empêcher la rupture de plomb et la migration des électrodes. Ce système est implanté lors d’une chirurgie aseptique. Ensuite, les enregistrements EMG de base sont effectués avant que le RLN soit transecté dans la deuxième chirurgie pour étudier la réinnervation musculaire. Tout au long de l’étude, de multiples séances physiologiques sont menées chez l’animal anesthésié pour obtenir une activité EMG évoquée et spontanée qui reflète le statut de réinnervation des muscles laryngiens. Le système est compact, exempt d’infection au cours de l’étude, et très durable. Ce système implantable peut fournir une plate-forme fiable pour la recherche dans laquelle l’enregistrement à long terme ou la stimulation nerveuse est nécessaire chez un animal anesthésié ou en mouvement libre.

Des exemples des composants sont indiqués dans la figure 2. De gauche à droite dans la figure 2A sont le brassard de stimulus nerveux, l’électrode d’enregistrement TA-LCA, l’électrode d’enregistrement PCA, et le réceptacle d’interface de peau, respectivement. La taille relative de ces composants peut être appréciée. Le réceptacle de la peau(figure 2B) a deux rangées de trous dans lesquels les broches femelles à l’extrémité de chaque fil enroulé(figure 2D) sont insérés. Ils sont insérés en face de la face (flèche) pendant la chirurgie d’implantation. Le réceptacle a une jupe en polyester(figure 2C) attachée à ses parois latérales connectrices. Cette jupe est conçue pour ancrer le réceptacle en position par infiltration de tissu conjonctif. Chaque plomb EMG en acier inoxydable enduit de téflon(figure 2E) est désinstallé (5 mm) à l’extrémité pour former une électrode en forme de crochet pour l’enregistrement musculaire. Le brassard de stimulation a deux électrodes enfilées contre le mur de manchette interne. Ils sont séparés par une distance de 2 mm(figure 2F) et forment une forme « V »(figure 2G) pour assurer la livraison actuelle à travers le nerf.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig2.jpg"> Figure 2 : Composants du système d’implant. (A) de gauche à droite se trouve le brassard de stimulus nerveux, l’électrode d’enregistrement TA-LCA, l’électrode d’enregistrement PCA et le réceptacle d’interface de peau, respectivement. (B) Le réceptacle de peau montrant deux rangées de trous. (C) Le réceptacle montrant une jupe en polyester attachée à ses parois latérales connectrices. (D) Le fil enroulé contenant des broches femelles à insérer dans B. (E) le plomb EMG en acier inoxydable enduit de téflon est désinstallé (5 mm) à l’extrémité pour former une électrode en forme de crochet pour l’enregistrement musculaire. (F) Le brassard de stimulation a deux électrodes enfilées contre le mur de manchette interne, qui sont séparés par 2 mm.  (G) formation de forme "V" d’électrodes pour assurer la livraison actuelle à travers le nerf. Ce chiffre a été modifié avec la permission27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
La figure 3 montre le réceptacle de la peau implanté et la façon dont le câble de l’équipement externe est interagé aux réceptacles. Il convient de noter que les broches mâles factices (non montrées) sont insérées dans les broches femelles du réceptacle pour les garder exemptes de débris entre les sessions d’enregistrement.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig3.jpg"> Figure 3 : Réceptacle de peau et câble d’interface. (A) Le réceptacle de peau implanté sur le cou antérieur sans broches mâles factices est montré. (B) L’image montre comment les broches de stimulus et la fiche d’enregistrement EMG (flèche) du câble à partir de l’équipement externe sont interambusées au réceptacle au cours d’une séance d’enregistrement stimulation nerveuse-EMG. Ce chiffre a été modifié avec la permission27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
La figure 4 montre un enregistrement EMG de l’une des sessions de référence avec les LNL intactes.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig4.jpg"> Figure 4 : Enregistrements EMG des muscles laryngiques avec l’innervation normale. (A) Exemple d’enregistrement du muscle PCA où la stimulation RLN produit un artefact de stimulus (flèche) suivi d’un grand potentiel d’EMG évoqué. (B) Exemple d’enregistrement du complexe musculaire TA-LCA, dans lequel la stimulation SLN produit un artefact de stimulus (flèche). Représenté ici est (a) une réponse musculaire monosynaptique de latence courte et (b) une réponse polysynaptique plus longue de RGC. (C) Bursts (flèches) de l’activité EMG spontanée enregistrée à partir du muscle PCA lors d’inspirations normales. (D) Augmentation de l’activité EMG inspiratoire au cours de la livraison de CO2. Ce chiffre a été modifié avec la permission27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
Dans un enregistrement du muscle PCA(figure 4A), la stimulation RLN produit un artefact de stimulus (flèche) suivi d’un grand potentiel d’EMG évoqué. Les réponses maximales RLN-évoquées fournissent un bon indice de l’ampleur globale de l’innervation normale aussi bien que le niveau de réinnervation suivant la neurorrhaphy suivante, indépendamment du type d’unité de moteur. C’est vrai parce que le RLN contient des fibres nerveuses des unités motrices de fermeture glottique inspiratoires et réflexes (RGC). La stimulation RLN recrute les deux types d’unités. L’activité de l’unité moteur EMG évoquée est rectifiée et intégrée sur une période de 20 ms pour obtenir une mesure quantitative de l’innervation musculaire.
Dans un enregistrement du complexe musculaire TA-LCA(figure 4B), la stimulation SLN produit un artefact de stimulus (flèche). Cet artefact est suivi d’une réponse musculaire monosynaptique à latence courte (a) et d’une réponse RGC polysynaptique à latence plus longue (b). Le potentiel (a) est une réponse directe du muscle cricothyroïde, parce que ce muscle est innervated par la branche externe voisine de la SLN. L’activation errante de cette branche se produit généralement pendant la stimulation de manchette de nerf de la branche interne pour activer la réponse de RGC. Le potentiel cricothyroïde est enregistré par l’électrode TA-LCA, car ce muscle est situé près du complexe. Des études antérieures ont montré que le potentiel cricothyroïde évoqué par la stimulation interne des branches peut être supprimé sélectivement en sectionnant la branche externe du SLN (Zealear, observations inédites). Les réponses EMG maximales évocées par SLN reflètent l’ampleur de l’innervation naturelle du complexe TA-LCA par sa voie sensorielle-moteur RGC. Avant la neurorrhaphy de RLN, il n’y a aucune innervation de RGC du muscle de PCA, ainsi aucun potentiel de SLN ne devrait être détecté de ce muscle. Après la transection et la réparation de nerf, les potentiels SLN-évoqués reflètent la quantité de réinnervation correcte de RGC du complexe de TA-LCA et la réinnervation incorrecte de RGC du muscle de PCA. L’activité RGC est quantifiée par rectification et intégration sur une période de 20 ms pour capturer l’ensemble de la forme d’onde RGC.
Dans (figure 4C), des éclats (flèches) de l’activité spontanée EMG sont enregistrés à partir du muscle PCA lors d’inspirations normales. Cette activité inspiratrice d’EMG augmente au cours de la livraison de CO2, comme le montre lafigure 4D( à une vitesse de balayage plus lente. L’activité spontanée d’EMG de PCA fournit une bonne estimation de l’ampleur de l’innervation normale de ce muscle par ses motoneurons inspiratoires originaux. Il n’y a pas d’innervation inspiratoire du complexe TA-LCA, donc aucun potentiel inspiratoire ne devrait être détecté à partir de ces muscles. C’est parce que seules les unités motrices inspiratoires sont impliquées dans l’enlèvement du pli vocal à l’effort inspiratoire maximal dans l’animal anesthésié. Après la transection et la réparation de nerf, les potentiels inspiratoires spontanés reflètent l’ampleur de la rénnervation correcte du muscle de PCA et l’ampleur de la réinnervation incorrecte du complexe TA-LCA. Les enregistrements de l’activité INspiratoire emG sont amplifiés, rectifiés et intégrés sur une période de 8 s.

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An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

Présenté ici est un protocole pour la fabrication d’un système implantable pour l’enregistrement chronologique in vivo des potentiels électromyographiques évoqués et spontanés. Le système est appliqué à l’étude de la rénnervation des muscles laryngiens suite à des lésions nerveuses.

Un système implantable pour l’électromyographie chronique de Vivo

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...

Ce système peut être utilisé pour fabriquer un système simple, économique et implantable pour l’enregistrement à long terme des potentiels électromyographiques évoqués ou spontanés. Le principal avantage de ce système par rapport aux systèmes d’enregistrement EMG chroniques conventionnels est que les fils de plomb sont en bobines et sont résistants à la rupture ou à la perturbation chez l’animal éveillé en mouvement. L’application principale de cette technique est d’étudier la spécificité de la rénovation des muscles laryngeal en présence de la thérapie de conditionnement électrique pour éviter la synkinésie.Cette technologie peut également être appliquée à d’autres système neuromusculaires pour lesquels la stimulation nerveuse chronique et/ou l’enregistrement d’EMG chez les animaux éveillés en mouvement sont nécessaires. Shan Huang, professeur adjoint de recherche en oto-rhino-laryngologie dans mon laboratoire, présentera la procédure. Avant de préparer un brassard d’électrode de stimulus RLN, coupez 170 centimètres de longueur de filaments multiples 316 enduits de téflon pour chaque manchette et utilisez un dispositif de bobine pour enduire les fils en ressorts de 12 centimètres de long.Si nécessaire, étirer le ressort pour augmenter sa longueur pour chaque site implantaire. Laissez trois millimètres d’une extrémité et 10 millimètres de l’autre extrémité de chaque plomb en bobine droite et désolez chaque extrémité. Puis souder une broche femelle en cuivre plaqué or dans l’extrémité de trois millimètres de chaque plomb en bobine.Pour préparer le brassard nerveux, couper un segment de cinq millimètres de tube de silicium à partir d’un rouleau de tube. Sous le microscope d’opération, utilisez une aiguille hypodermique de calibre 25 pour percer à travers le mur de tubes à 1,5 millimètre de l’extrémité et hors du centre près de la paroi intérieure. Remplissez l’extrémité de 10 millimètres d’un plomb dans le bout de l’aiguille et retirez l’aiguille pour déposer la partie désolante dans le tube.Pliez l’extrémité du fil nu à l’extérieur du tube et tordez le fil sur le plomb à son point d’entrée dans le tube pour ancrer le plomb vers le tube. Afin d’insérer le deuxième plomb à 1,5 millimètre de l’extrémité opposée du tube, alignez le point d’entrée à celui de la première piste. Utilisez l’aiguille pour percer le mur et faire glisser son arbre près du mur intérieur opposé à la première piste.Remplissez l’aiguille avec l’extrémité désolante de 10 millimètres et retirez l’aiguille. Les deux électrodes de stimulus devraient former une forme de V de 45 degrés qui chevauchera le nerf pour assurer la livraison courante par le nerf de l’anode à la cathode. Utilisez une paire de ciseaux incurvés pour faire une fente en forme de S dans la paroi du tube en face des points d’entrée de l’électrode et utilisez une aiguille microchirurgicale incurvée pour insérer une longueur de 6-0 suture nonabsorbable monofilament dans la paroi du brassard à chaque extrémité.Dans un tube d’Eppendorf, mélanger un blob de gel de silicone de type A de qualité médicale et mélanger sur un mélangeur vortex. Appliquer la préparation du gel à l’aide d’une seringue à insuline de 30 unités pour ré isoler tout le fil nu exposé à l’extérieur du brassard. Pour préparer un brassard d’électrode stimulus SLN, assemblez le brassard comme il vient de le démontrer à l’aide d’un tube de plus petit diamètre.Pour préparer une électrode d’enregistrement PCA EMG, assemblez un plomb en bobine pour l’électrode musculaire PCA et soudez une broche femelle sur l’extrémité de trois millimètres du plomb comme démontré. Utilisez une aiguille de calibre 25 pour insérer l’extrémité de 10 millimètres du plomb musculaire PCA dans la pointe d’une électrode de stimulation cérébrale profonde et plier l’extrémité du plomb pour former un crochet. Ensuite, coupez le plomb pour fournir un total de cinq millimètres de longueur d’enregistrement.Pour préparer un réceptacle cutané pour l’interfaçage des connexions entre les électrodes et l’équipement externe, coupez deux morceaux de 17,5 millimètres contenant chacun huit trous d’épingle à partir d’un connecteur de bande d’épingle femelle à une rangée et utilisez du papier de verre pour rugueuser les surfaces externes de chaque pièce. Utilisez du phénol pour coller les morceaux poncés ensemble dans un capot de fumée et placez le connecteur à double rangée qui en résulte dans un récipient de 60-80 degrés d’eau dans le capot de fumée pendant 30 minutes. Pendant que la colle durcit, couper une plaque frontale de 25,6 millimètres de la bande.Percer un trou au milieu de la plaque frontale. Agrandissez le trou avec une presse à perceuse et un scalpel pour faire un trou rectangulaire de 5,4 par 17,4 millimètres centré au milieu de la plaque frontale. Terminer et carrér les coins du trou avec un fichier.Lorsque la colle a séché, insérez le bord du connecteur à double rangée avec les trous de plus grand diamètre à l’intérieur du trou rectangulaire de la plaque frontale jusqu’à ce qu’il soit rincé avec la surface de la plaque frontale. Utilisez du phénol pour adhérer au connecteur de la plaque frontale et placez l’assemblage dans de l’eau à 60-90 degrés. Lorsque le phénol s’est durci, percer un trou de 1,3 millimètre dans chaque coin de la plaque frontale et de chaque côté de la plaque frontale à mi-chemin de chaque extrémité.Couper un tube de 15 millimètres de longueur de greffe de polyester tricoté et utiliser une aiguille hypodermique pour enfiler des fils d’acier inoxydable à travers le mur à trois positions de 3,8 millimètres l’une de l’autre le long de la longueur de la greffe pour fixer le tube à l’assemblage. Placez également des encoches espacées dans chaque coin du connecteur pour ancrer les fils contre la surface d’assemblage et utilisez des pinces pour tordre les extrémités de chaque fil pour couper le tube à l’assemblage. Ensuite, faites une marque permanente sur le patch polyester à une extrémité du réceptacle.Faire une incision du cou midline de l’encoche thyroïdienne au manubrium. Après avoir exposé la bordure inférieure du cartilage cricoïde dans une canine anesthésiée, placez le brassard de stimulus sur chacun des SNL et des RLN bilatéraux et utilisez les sutures fermées pour fermer les lèvres de chaque manchette. Utilisez un poinçon de biopsie pour faire une fenêtre de cartilage de quatre millimètres de chaque côté de la surface antérieure du cartilage thyroïdien et exposer les aspects latéraux des deux complexes musculaires cricoarytenoid latéraux thyroarytenoid.Insérez la barbe de chaque électrode d’enregistrement EMG dans le complexe TA LCA à l’aide d’une aiguille de calibre 23 et suturez le patch en polyester sur le cartilage cricoïde à chacun des quatre coins. Placez l’électrode de stimulation cérébrale profonde avec son fil de crochet compagnon EMG enregistrement électrode sous le muscle PCA de chaque côté et utiliser un endoscope pour confirmer que la stimulation produit un enlèvement de pli vocal pour chaque canal. Utilisez des sutures nonabsorbables 4-0 pour ancrer les électrodes de stimulation cérébrale profonde au cartilage cricoïde à l’aide d’une ancre qui se verrouille sur le plomb.Insérez toutes les fils de fil de la stimulation nerveuse EMG enregistrement des électrodes dans le réceptacle via leurs broches femelles à l’aide d’un outil d’insertion façonné à partir d’un hémèstat. Utilisez du ciment osseux pour sceller la surface inférieure du réceptacle pour isoler les jonctions des broches de plomb. Lorsque le ciment a durci, placez le réceptacle à l’extrémité rostrale de l’incision médiane et suturez le réceptacle aux tissus sous-cutanés par l’intermédiaire de la jupe en polyester.Passez ensuite les sutures à travers les trous de la plaque frontale pour fixer le bord de la peau au réceptacle. Ici, un enregistrement EMG représentatif de l’une des sessions de base avec les RRL intacts est affiché. Dans un enregistrement du muscle PCA, la stimulation RLN produit un artefact de stimulus suivi d’un grand potentiel emg évoqué.Dans un enregistrement du complexe latéral de muscle cricoarytenoid thyroarytenoid, la stimulation de SLN produit un artefact de stimulus qui est suivi d’une réponse monosynaptique courte de muscle de latence et d’une réponse gylottique de fermeture glottic réflexe de latence plus longue. Dans cet enregistrement, des éclats d’activité spontanée d’EMG peuvent être enregistrés du muscle de PCA pendant des inspirations normales. Cette activité d’EMG inspiratoire augmente au cours de la livraison de dioxyde de carbone à une vitesse de balayage plus lente.Il n’y a aucune innervation inspiratoire du complexe latéral thyroarytenoid de muscle cricoarytenoid ainsi aucun potentiel inspiratoire ne devrait être détecté de ces muscles. Cette technologie a été adaptée pour étudier les impacts du conditionnement électrique sur la spécificité de re-innervation des muscles faciaux de lapin et également l’atrophie des muscles vieillissants de langue de rat.

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The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultané<em&gt; Ex vivo</em&gt; Tests fonctionnels de deux rétines par<em&gt; In vivo</em&gt; Système Électrorétinogramme

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Cultures interface 3D Engineered neuronales à des micro-électrodes tableaux: Une innovante<em&gt; In Vitro</em&gt; Modèle expérimental

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Méthode électrophysiologique de réponses d&#39;enregistrement intracellulaire tension de<em&gt; Drosophila</em&gt; Photorécepteurs et Interneurones à Light Stimuli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Préparation Fenêtre latérale chronique Cranial Active<em&gt; In Vivo</em&gt; Observation Suite Distal cérébrale moyenne Artère Occlusion chez la souris

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Implantation des sondes de silicium chronique et enregistrement des cellules hippocampiques Place dans un appareil de tapis roulant enrichi

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...