Name: an implantable system for chronic in vivo electromyography
Uploaded: 2020-04-21T13:00:00
Duration: 9 min 52 s
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Die Autoren danken Dr. Hongmei Wu für ihren Beitrag zur Tierpflege und Datenerhebung während der gesamten Studie. Wir danken Amy Nunnally, Jamie Adcock und Phil Williams für ihre Hilfe bei sterilen Operationen. Das Know-how und das Engagement der Mitarbeiter der Vanderbilt University Animal Care Facility war von unschätzbarem Wert. Diese Forschung wurde durch das NIH-Stipendium U01DC016033 unterstützt.

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Dr. David Zealear vertreibt diese implantierbare Nervenstimulations-EMG-Technologie für eine Vielzahl von neuromuskulären Systemen und Tiermodellen.

In diesem Beitrag werden die Schritte beschrieben, die bei der Herstellung eines neuartigen, wirtschaftlichen und implantierbaren Systems zur Stimulation von Kehlkopfnerven und zur Aufzeichnung von EMG-Antworten aus Kehlkopfmuskeln über einen längeren Dauer erforderlich sind. Das Protokoll ist unkompliziert und kann ein Implantat produzieren, das kompakt genug ist, um bei einem so kleinen Tier wie einer Ratte eingesetzt zu werden. Es gibt mehrere wichtige Schritte, die hervorgehoben werden sollten. Zunächst sollten Bleidrähte sorgfältig und gleichmäßig gewickelt werden, um eine Entdämmung, Verknickung oder Einen Bruch zu verhindern. Wenn keine Wickelmaschine verfügbar ist, können vorgefertigte gewickelte Leitungen kommerziell bezogen werden. Zweitens ist die Strategie, Bleidrähte in ein Silikonrohr einzufügen, um ein "V" zu bilden, das den Nerv überspannt, entscheidend, um die Stromabgabe durch den Nerv in der Manschette zu fördern. Wenn beide Leitungen auf der gleichen Seite des Rohres platziert sind, kann es zu einem Rangieren des Stroms zwischen den Elektroden kommen. Es ist auch wichtig, dass die Leitungen gegen die Rohrinnenwand positioniert sind, um die Möglichkeit einer Schnittverletzung am Nerv zu vermeiden.
Drittens sollten während der Implantationsoperation Die Kehlkopfnerven sorgfältig seziert werden, um Schäden zu vermeiden. Im späteren Stadium der Implantation, beim Einsetzen von Stiften in die Buchse, sollte Kraft auf den Stift in Ausrichtung auf seine Bohrung angewendet werden, um eine plötzliche Beugung des Kopfes des Stiftes zu verhindern. Anschließend sollte Knochenzement gründlich auf dem Behälterboden verteilt werden, um eine vollständige Isolierung und Vermeidung von Übersprechen zwischen kanälen zu ermöglichen. Schließlich ist die Prävention von Infektionen von entscheidender Bedeutung, um die Integrität des Implantatsystems im Laufe der Zeit zu gewährleisten. Es kann durch eine Kombination von mehreren Manövern erreicht werden: Zugabe eines Rocks an der Aufnahme, Verabreichung von Antibiotika, tägliche Reinigung der Wunde und Aufnahme mit gewebekompatibler antiseptischer Lösung, und Platzierung von Dummy-Männchen-Pins in die weiblichen Stifte der Aufnahme, um sie von Schmutz zwischen den Sitzungen zu reinigen.
Das Protokoll hat sich bei diesem Hundekehlkopfmodell bewährt. Einige Änderungen oder alternative Strategien können jedoch für andere Anwendungen in Betracht gezogen werden. So werden beispielsweise die entdämmten Sensorspitzen der PCA- und TA-LCA EMG-Elektroden durch ein externes Mittel in den Muskeln verankert – entweder das Polyestertransplantat oder die DBS-Elektrode. In einer Anwendung, bei der keine externe Verankerung benötigt oder durchgeführt wird, kann allein der Widerhaken der Elektrode als Anker dienen. In einem solchen Fall kann Teflon-beschichteter, rostfreier Edelstahl-Monofilamentdraht angesichts seiner größeren Zugfestigkeit dem Multifilamentdraht vorzuziehen sein, der einen Imgewebe stabileren Widerhaken liefert. Es sollte jedoch beachtet werden, dass Multifilamentdrähte weniger bruchanfällig sein können. Eine alternative Strategie zur Herstellung und Montage der Hautaufnahme ist der 3D-Druck mit biokompatiblen Polymeren (z.B. MED610 von Stratasys). Dies kann den Herstellungsprozess vereinfachen.
Nach der Implantationsoperation und der Genesung des Tieres werden physiologische Sitzungen mit den noch intakten RLNs durchgeführt, um Basisdaten zu erhalten. Während einer Sitzung kann das Fehlen von EMG-Signalen von einem Kehlkopfmuskel nach DER RLN-Stimulation auftreten. Um die Ursache zu beheben (Tabelle 1), sollte zunächst festgestellt werden, ob eine Stimmfaltenbewegung vorhanden ist. Wenn es vorhanden ist, bedeutet dies, dass der Nerv effektiv durch die Manschette aktiviert wird, aber es gibt ein Problem mit dem EMG-Blei. In dieser Situation sollten Benutzer das EMG-Stimulus-Artefakt genauer betrachten. Wenn das EMG-Artefakt fehlt, liegt wahrscheinlich eine Diskontinuität im EMG-Eingang für den Vorverstärker vor. Sechzig-Zyklus-Lärm wird auch vorhanden und groß in Amplitude sein. Wenn das Artefakt groß ist, kann das Rangieren von einem Stimulus-Pin zum Aufnahme-Pin für die Sättigung des Kanalvorverstärkers und das Auslöschen der EMG-Antwort verantwortlich sein. Wenn das Artefakt normal ist, hat sich das EMG-Blei wahrscheinlich vom Muskel entfernt und kann seine Aktivität nicht erkennen. Auf der anderen Seite, wenn die Stimmfaltenbewegung fehlt, dann wird der Nerv nicht aktiviert. Wenn das Artefakt fehlt, kann es zu einer Diskontinuität im Stimulationskreis kommen, die eine Nervenaktivierung verhindert. Wenn das Artefakt normal erscheint, kann der Nerv während einer Implantatoperation verletzt worden sein oder die Manschette ist vom Nerv abgewandert. Eine ähnliche Strategie kann angewendet werden, um die Ursache fehlender EMG-Signale während der SLN-Stimulation zu beheben.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Stimulierter Nerv</td>
			<td>Zielmuskel(n)</td>
			<td>Ipsilaterale Stimmfaltenbewegung</td>
			<td>Stimulus-Artefakt</td>
			<td>Ursachen</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">RLN</td>
			<td rowspan="5">PCA und/oder TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Ja</td>
			<td>Abwesend (60-Zyklus-Rauschen vorhanden)</td>
			<td>Diskontinuität im EMG-Eingang zum Vorverstärker (z.B. Blei, Stift, Kabel);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Große</td>
			<td>Cross-Talk zwischen Stim und Aufnahmestiften am Behälter</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normalen</td>
			<td>Dislokation der EMG-Elektrode</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Nein</td>
			<td>Abwesend</td>
			<td>Diskontinuität im Stimulationskreis</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normalen</td>
			<td>1. RLN-Verletzung; 2. Manschettenverrenkung</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">SLN</td>
			<td rowspan="5">TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Ja</td>
			<td>Abwesend (60-Zyklus-Rauschen vorhanden)</td>
			<td>Diskontinuität im EMG-Eingang zum Vorverstärker (z.B. Blei, Stift, Kabel);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Große</td>
			<td>Cross-Talk zwischen Stim und Aufnahmestiften am Behälter</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normalen</td>
			<td>Dislokation der EMG-Elektrode</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">Nein</td>
			<td>Abwesend</td>
			<td>Diskontinuität im Stimulationskreis</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normalen</td>
			<td>1. SLN- oder RLN-Verletzung; 2. Manschettenverrenkung</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Leitfaden zur Fehlerbehebung.
Es sollte erwähnt werden, dass es zwei kleinere Einschränkungen in der aktuellen Anwendung dieser Technologie gibt. Zunächst ist es in mehreren Fällen zu einer plötzlichen Beugung des weiblichen Stifts während des Einsetzens in die Aufnahme gekommen. Glücklicherweise können die Stifte begradigt und erfolgreich in ihre Löcher eingesetzt werden. Wenn der Stiftschaden irreparabel ist, müssen das Blei und seine gesamte Komponente ausgetauscht werden. Daher sollten Backup-Komponenten vor der Operation leicht verfügbar sein. Zweitens ist die Zeit, die für die chirurgische Implantation benötigt wird, lang (ca. 10 h). Die lange Dauer spiegelt teilweise die große Anzahl von Stimulations- und Umcodierungskomponenten wider, die für diese Studie erforderlich sind: vier Nerven, vier Muskeln, ein Gefäß und ein IPG. Wenn mit dieser Technologie weniger Komponenten benötigt werden, sollte die Implantationszeit deutlich reduziert werden (z.B. das Rattenzungenmodell28).
Dieser technologische Ansatz führt mehrere Funktionen ein, die gegenüber bestehenden Methoden von Vorteil sind. Das Aufwickeln von Bleidrähten ist das neuste und wichtigste Merkmal dieses Systems. Gewickelte Leitungen sind trotz der vielen Vorteile, die sie bieten, nicht allgemein für nicht-kommerzielle Tierversuche verfügbar. Ein gewickeltes Blei kann während der Implantation auf die gewünschte Länge erweitert werden. Darüber hinaus wird es sich im wachen, beweglichen Tier dehnen, um eine Verwerfung der Elektrodenspitze oder eines Drahtbruchs nach der Implantation zu verhindern. Diese Funktion sorgt für Langlebigkeit des Implantats und stabile Nervenstimulation und Muskelaufzeichnung auf lange Sicht. Darüber hinaus verhindert das Hinzufügen eines gewebekompatiblen Rocks um die Aufnahme die Exposition der Wunde gegenüber diesem Fremdkörper und fördert die normale Fibrose und Wundheilung ohne Infektion. Frühere Studien ohne diesen Rock führten zu einer frühen Infektion und einem vorzeitigen Abbruch des Experiments. Schließlich ist dieses Implantatsystem kompakt und multichanneled, was eine effektive Datenerfassung von zahlreichen neuromuskulären Strukturen in Tiermodellen unterschiedlicher Größe ermöglicht.
Dieser technische Ansatz wurde angepasst und erfolgreich in ein Rattenmodell übersetzt. Diese Studie wurde entwickelt, um die Wirkung der elektrischen Konditionierung bei der Verhinderung von Zungenmuskelatrophie und Dysfunktion bei der alternden Ratte zu untersuchen. Die hypoglossalen Nerven wurden mit den Manschettenelektroden zur Konditionierung und der Zunge mit den EMG-Aufnahmeelektroden28implantiert. Diese Technologie kann auch in anderen Forschungsanwendungen eingesetzt werden. Als Erweiterung des aktuellen Protokolls im Kehlkopf wird derzeit die Wirkung der elektrischen Konditionierung auf die Förderung der selektiven Reinnervation in der Gesichtsmuskulatur von Kaninchen untersucht. Diese Studie kann eine Grundlage für die Prävention von Gesichtssynkinese bei Patienten mit Bells Lähmung, eine häufige und schwächende Erkrankung bieten. Ein letzter möglicher Einsatz dieser Technologie besteht darin, wache, frei bewegliche Tiere zu stimulieren und aufzuzeichnen. Derzeit wurden solche Daten über externes Kabel von wachen, hemmungslosen Ratten28erhalten. In Zukunft kann dieses wirtschaftliche System auch mit einer Fernaufzeichnungs-Stimulationstechnologie (z.B. Telemetrie) kombiniert werden, um neuromuskuläre Systeme drahtlos zu aktivieren oder zu sonden.

Die EMG-Aufzeichnung ist eine nützliche Technik zur Messung der elektrischen Aktivität, die von einem Skelettmuskel erzeugt wird, wenn er durch elektrische Stimulation seines Nervs oder spontanes Abfeuern seiner Motoreinheiten aktiviert wird. Die Überwachung von EMG-Signalen kann zur Beurteilung der neuromuskulären Übertragung und Muskelbiomechanik1verwendet werden. EMG-Aufnahme spielt auch eine wichtige Rolle bei der Charakterisierung der Qualität und Größe der Muskelreinnervation nach Nervenverletzung2,3,4,5. Mehrere EMG-Aufnahmen über den gesamten Zeitraum der Reinnervation können jedoch nicht durch einen invasiven Ansatz erreicht werden. Daher wurden implantierbare Geräte für wiederholte, chronische Stimulation und Aufzeichnung in neuromuskulären Systemen6,7,8,9,10,11,12,13entwickelt. Ziel dieses Papiers ist es, ein Protokoll zur Herstellung und Implantation eines stabilen Systems zur Gewinnung zuverlässiger chronologischer EMG-Daten aus dem Kehlkopf zu beschreiben.
Dieses System wird hier auf die Untersuchung der Kehlkopfmuskelreinnervation angewendet. Zur Orientierung erhalten Sie einen kurzen Überblick über den Kehlkopf (Abbildung 1). Eine präzise Abstimmung zwischen sensorischen und motorischen Komponenten ist für die richtige Muskelbewegung während der Atmung, der Stimmabgabe und des Atemwegsschutzes unerlässlich. Der PCA-Muskel, der sich im hinteren Kehlkopf befindet, ist der einzige Entführer der Stimmfalte. Dieser Muskel wird spontan während der Inspiration aktiviert, um den Glottalbereich für die Inhalation zu erhöhen. Der TA-LCA-Komplex ist der Hauptadduktoren der Stimmfalte. Die Aktivierung dieses Muskelkomplexes zusammen mit einem weiteren Adduktoren (d.h. dem Interarytenoid-Muskel) vermittelt die Falte für Vibrations- und Schallproduktion und schließt die Falte für den Atemwegsschutz beim Schlucken.
Zusätzlich, Motor-Neuron-Fasern innervate sowohl Entführer und Adduktorenmuskeln in der RLN. Die Entführer- und Adduktorenmuskulatur kann anhand der Motoreinheitszusammensetzung14,15unterschieden werden. Der PCA-Muskel zeigt erhöhte Serfeuer während hyperkapnischer und/oder hypoxischer Bedingungen16 aufgrund des Vorhandenseins von inspiratorischen Motoreinheiten. Im Gegensatz dazu sind reflexglottische Verschlusseinheiten (RGC) im TA-LCA-Muskelkomplex vorhanden, die die Glottis reflexartig durch Aktivierung sensorischer Rezeptoren innerhalb der Kehlkopfschleimhaut schließen. Der innere Zweig des überlegenen Kehlkopfnervs (SLN) trägt die affegenen Fasern der Sensorrezeptoren im Kehlkopf17. Obwohl Voicing in erster Linie eine Adduktorenfunktion ist, sind sowohl Entführer- als auch Adduktorenmotoreinheiten an diesem hochentwickelten Kehlkopfverhalten beteiligt.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig1.jpg"> Abbildung 1: Anatomie des Kehlkopfes. Die Komponenten dieses implantierbaren Systems werden ebenfalls angezeigt. SLN = überlegener Kehlkopfnerv; RLN = rezidivierender Kehlkopfnerv; PCA = hintere Cricoarytenoid Muskel; TA-LCA = Thyroarytenoid-lateraler Cricoarytenoid Muskelkomplex; DBS = Tiefenhirnstimulation. Diese Zahl wurde mit Genehmigung von Wiley27reproduziert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Eine Verletzung des RLN kann zu einer Stimmfaltenlähmung (VFP) führen, die sowohl Entführungs- als auch Adduktionsfunktionen durch Kehlkopfmuskeldenervation14,18,19beeinträchtigt. In der Folge tritt die Regeneration der RLN-Nervenfasern und die Reinnervation der Muskeln häufig auf. Jedoch, Reinnervation ist ein zufälliger Prozess und führt in fehlgeleiteten, unangemessene Muskelwiederverbindung in den meisten Fällen. Dies wird als Synkinese bezeichnet, bei der die spontane Aktivierung von Entführer- und Adduktorenantagonisten fehlerhaft ist und eine ineffektive oder sogar paradoxe Bewegung der Stimmfalten14,19,20,21erzeugt. Bei der Synkinese ist die kritische Funktion, die verloren geht, die Stimmfaltenentführung, was zu einer unzureichenden Belüftung führt. Obwohl es laufende Versuche gibt, die Kehlkopfsynkinese entweder durch 1) Blockierung des glottischen Verschlusses mit Botox22,23 oder 2) elektrisch zu stimulierender Glottiköffnung mit einem implantierbaren Herzschrittmacher24,25, gibt es keinen klinischen Eingriff, der die Synkinese zuverlässig verhindert26. Jedoch, Es gibt Hinweise darauf, dass elektrische Konditionierung des PCA-Muskels während der Reinnervation bei einer niedrigen Frequenz fördert angemessene neuromuskuläre Wiederverbindung und minimiert Synkinese von geschieht. Derzeit werden Studien durchgeführt, um die zugrunde liegenden Mechanismen zu klären2.
Der Schwerpunkt dieses Papiers liegt auf der Beschreibung eines einfachen und kostengünstigen implantierbaren Systems zur chronischen Nervenstimulation und EMG-Aufzeichnung. Dieses System kann verwendet werden, um die Auswirkungen der niederfrequenten elektrischen Konditionierung des PCA-Muskels auf die Spezifität seiner nachfolgenden Reinnervation zu untersuchen. EMG-Signale, die von diesem System erhalten werden, können die Qualität und Quantität der Kehlkopfmuskelreinnervation im Laufe der Zeit widerspiegeln.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1269px;" width="1269">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:432px;">20 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td style="width:296px;">BD</td>
			<td style="width:175px;">305175</td>
			<td style="width:367px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">23 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">25 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 absorbable sutures, COATED VICRYL</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J219H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8684G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8871H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">6-0 monofilament, nonabsorbable taper needle suture, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8805</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">7-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8735</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adhesive silicone solvent-Hexamethydisiloxane 98%</td>
			<td>ACROS</td>
			<td>code 194790100</td>
			<td>for dilution of modical adhesive silicone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bone cement</td>
			<td>Zimmer</td>
			<td>1102-16</td>
			<td>20g powder 10ml liquid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex, ampules of 1ml)</td>
			<td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd</td>
			<td>12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CCD video camera attached to the endoscope</td>
			<td>Sony</td>
			<td>MCC500MD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefpodoxime (Simplicef 100mg tablets)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>5228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data acquisition device , PowerLab 16/35</td>
			<td>ADInstruments, Inc</td>
			<td>5761-E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Deep-brain stimulation (DBS) electrodes</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6172ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Digital oscilloscope</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>DPO71304SX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Implantable pulse generator (IPG), Infinity</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6660ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Knitted polyester graft</td>
			<td>Meadox Medical Inc</td>
			<td>92220</td>
			<td>20mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Medical Grade Polyethylene Micro Tubing</td>
			<td>Amazon.com</td>
			<td>BB31695-PE/13-10</td>
			<td>OD 0.156&#34;, ID 0.094&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal female pin</td>
			<td>Allied Electronics &#38; Automation</td>
			<td>220-S02-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal male pin</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>220-p02-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prefabricated coiled leads</td>
			<td>Medical innovations Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Laboratory Tubing</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>2415569</td>
			<td>OD 0.125&#34;, ID 0.062&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Medical Adhesive Silicone</td>
			<td>Dow corning</td>
			<td>Type A, 2 oz</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stainless steel monofilament wire</td>
			<td>The Harris Products Group</td>
			<td>type 316</td>
			<td>0.008&#34; (coated), 0.005&#34; (bare)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Disposable Biopsy Punch (4mm)</td>
			<td>Sklar Instruments</td>
			<td>96-1146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Strip connector</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>2.6 x 11.6 x 101.5 mm</td>
			<td>single row, round, through hole</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Teflon-coated multi-filament stainless steel wire</td>
			<td>Medwire</td>
			<td>Part 316, ss7/44T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tiletamine and Zolazepam combination, Telazol - 5mL</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>004866</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue-compatible antiseptic solution, Nolvasan - 1 Gal.</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>540561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zero-degree rigid endoscope</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>8712AA</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an implantable system for chronic in vivo electromyography

Die Elektromyographie (EMG) misst die Muskelreaktion auf elektrische Stimulation oder spontane Aktivität von Motoreinheiten und spielt eine wichtige Rolle bei der Beurteilung der neuromuskulären Funktion. Chronische Aufzeichnung der EMG-Aktivität, die den Reinnervationsstatus eines Muskels nach einer Nervenverletzung widerspiegelt, wurde aufgrund der invasiven Natur traditioneller EMG-Aufnahmetechniken eingeschränkt. In diesem Zusammenhang ist ein implantierbares System für die Langzeit-, In-vivo-EMG-Aufnahme und Nervenstimulation konzipiert. Es wurde in einer Studie über Reinnervation der Kehlkopfmuskulatur angewendet und getestet. Dieses System besteht aus 1) zwei bipolaren Elektrodennervenmanschetten und führt zur Stimulierung von jeweils zwei Nerven: dem rezidivierenden Kehlkopfnerv (RLN) und dem inneren Zweig des überlegenen Kehlkopfnervs (SLN); 2) zwei EMG-Aufnahmeelektroden und Leitungen für jede der beiden Kehlkopfmuskeln: hintere Cricoarytenoid (PCA) Muskel und Thyroarytenoid-lateralcricoarytenoid (TA-LCA) Muskelkomplex; und 3) eine Hautaufnahme, die alle implantierten Bleiklemmen über ein Anschlusskabel mit einem externen Aufnahmevorverstärker und Stimulator umgibt. Die Drahtleitungen sind Teflon-beschichtet, Multi-Filament, Typ 316 Edelstahl. Sie sind gewickelt und können sich während der Körperbewegung des wachen Tieres dehnen, um Bleibruch und Elektrodenmigration zu verhindern. Dieses System wird während einer aseptischen Operation implantiert. Danach werden EMG-Basisaufnahmen durchgeführt, bevor das RLN in der zweiten Operation zur Untersuchung der Muskelreinnervation transsektiert wird. Während der gesamten Studie werden mehrere physiologische Sitzungen in dem anästhesierten Tier durchgeführt, um evozierte und spontane EMG-Aktivität zu erhalten, die den Reinnervationsstatus der Kehlkopfmuskulatur widerspiegelt. Das System ist kompakt, im Laufe der Studie ohne Infektionen und sehr langlebig. Dieses implantierbare System kann eine zuverlässige Plattform für die Forschung bieten, bei der eine Langzeitaufzeichnung oder Nervenstimulation bei einem anästhesierten oder sich frei bewegenden Tier erforderlich ist.

Beispiele für die Komponenten sind in Abbildung 2dargestellt. Von links nach rechts in Abbildung 2A befinden sich die Nervenreizmanschette, die TA-LCA-Aufnahmeelektrode, die PCA-Aufnahmeelektrode bzw. die Hautschnittstellenaufnahme. Die relative Größe dieser Komponenten kann geschätzt werden. Die Hautaufnahme (Abbildung 2B) hat zwei Reihen von Löchern, in die die weiblichen Stifte am Ende jedes gewickelten Drahtes (Abbildung 2D) eingefügt werden. Sie werden während der Implantationsoperation gegenüber der Frontplatte (Pfeil) eingesetzt. Die Buchse hat eine Polyesterrock (Abbildung 2C) an den Verbinder Seitenwänden befestigt. Dieser Rock wurde entwickelt, um die Aufnahme in Position durch Bindegewebe infiltration zu verankern. Jedes Teflon-beschichtete EMG-Blei aus Edelstahl(Abbildung 2E) ist an der Spitze entdämmt (5 mm), um eine Hakenelektrode für die Muskelaufzeichnung zu bilden. Die Stimulationsmanschette hat zwei Elektroden, die gegen die innere Manschettenwand gefädelt sind. Sie sind durch einen Abstand von 2 mm(Abbildung 2F)getrennt und bilden eine "V"-Form (Abbildung 2G), um die Stromabgabe über den Nerv zu gewährleisten.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig2.jpg"> Abbildung 2: Komponenten des Implantatsystems. (A) Von links nach rechts ist die Nervenreizmanschette, TA-LCA-Aufnahmeelektrode, PCA-Aufnahmeelektrode bzw. Hautschnittstellen-Buchse. (B) Die Hautaufnahme zeigt zwei Reihen von Löchern. (C) Die Buchse mit einem Polyesterrock, der an den Seitenwänden des Verbinders befestigt ist. (D) Gewickelter Draht mit Buchsenstiften, die in B. (E)Einschub- und Teflon-beschichtetes EMG-Blei aus Edelstahl eingesetzt werden sollen, wird an der Spitze entdämmt (5 mm) zu einer Hakenelektrode für die Muskelaufzeichnung. (F) Die Stimulationsmanschette hat zwei Elektroden, die gegen die innere Manschettenwand gefädelt sind, die durch 2 mm getrennt sind.  (G) "V" Formbildung von Elektroden, um die Stromabgabe über den Nerv zu gewährleisten. Diese Zahl wurde mit der Berechtigung27geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Abbildung 3 zeigt den implantierten Hautbehälter und wie das Kabel von externen Geräten mit den Buchsen verbunden ist. Es sollte beachtet werden, dass Dummy-Männchen-Pins (nicht gezeigt) in die weiblichen Stifte der Buchse eingesetzt werden, um sie zwischen den Aufnahmesitzungen frei von Schmutz zu halten.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig3.jpg"> Abbildung 3: Hautaufnahme und Schnittstellenkabel. (A) Die implantierte Hautaufnahme am vorderen Hals ohne Dummy-Männchen-Pins wird gezeigt. (B) Das Bild zeigt, wie die Stimulusstifte und der EMG-Aufnahmestecker (Pfeil) des Kabels von externen Geräten während einer Nervenstimulations-EMG-Aufnahmesitzung mit dem Behälter verbunden werden. Diese Zahl wurde mit der Berechtigung27geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Abbildung 4 zeigt eine EMG-Aufzeichnung aus einer der Basissitzungen mit intakten RLNs.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig4.jpg"> Abbildung 4: EMG-Aufnahmen von Kehlkopfmuskeln mit normaler Innervation. (A) Beispielaufnahme aus dem PCA-Muskel, bei der die RLN-Stimulation ein Reizartefakt (Pfeil) erzeugt, gefolgt von einem großen evozierten EMG-Potenzial. (B) Beispielaufzeichnung des TA-LCA-Muskelkomplexes, bei dem die SLN-Stimulation ein Reizartefakt (Pfeil) erzeugt. Hier vertreten ist (a) eine kurze latenz monosynaptische Muskelreaktion und (b) eine längere latenz polysynaptische RGC-Antwort. (C) Bursts (Pfeile) der spontanen EMG-Aktivität, die während normaler Inspirationen vom PCA-Muskel aufgezeichnet wurde. (D) Zunahme der inspiratorischen EMG-Tätigkeit im Laufe derCO2-Lieferung. Diese Zahl wurde mit der Berechtigung27geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
In einer Aufnahme aus dem PCA-Muskel (Abbildung 4A) erzeugt die RLN-Stimulation ein Reizartefakt (Pfeil), gefolgt von einem großen evozierten EMG-Potenzial. Die maximalen RLN-evozierten Antworten liefern einen guten Index der Gesamtgröße der normalen Innervation sowie des Reinnervationsniveaus nach anschließender Neurorrhaphy, unabhängig vom Typ der Motoreinheit. Dies gilt, weil der RLN Nervenfasern sowohl von inspiratorischen als auch von reflexglottischen Verschlusseinheiten (RGC) enthält. DIE RLN-Stimulation rekrutiert beide Arten von Einheiten. Die evozierte EMG-Motoreinheitsaktivität wird über einen Zeitraum von 20 ms korrigiert und integriert, um ein quantitatives Maß für die Muskelinnervation zu erhalten.
In einer Aufnahme aus dem TA-LCA-Muskelkomplex (Abbildung 4B) erzeugt die SLN-Stimulation ein Reizartefakt (Pfeil). Auf dieses Artefakt folgt eine monosynaptische Muskelreaktion mit kurzer Latenz (a) und eine polysynaptische RGC-Reaktion (b) mit längerer Latenz. Das Potential (a) ist eine direkte Reaktion des Cricothyroidmuskels, da dieser Muskel durch den nahe gelegenen externen Zweig der SLN innerviert wird. Die Stray-Aktivierung dieses Zweigs erfolgt häufig während der Nervenmanschettenstimulation des internen Zweigs, um die RGC-Antwort zu aktivieren. Das Cricothyroid-Potenzial wird von der TA-LCA-Elektrode aufgezeichnet, da sich dieser Muskel in der Nähe des Komplexes befindet. Frühere Studien haben gezeigt, dass das cricothyreoschildige Potential, das durch interne Zweigstimulation hervorgerufen wird, selektiv durch Die Sektionierung des externen Zweigs der SLN (Zealear, unveröffentlichte Beobachtungen) beseitigt werden kann. Die maximalen SLN-evozierten EMG-Antworten spiegeln das Ausmaß der natürlichen Innervation des TA-LCA-Komplexes durch seinen Sensor-Motor-Signalweg RGC wider. Vor RLN Neurorrhaphy, Es gibt keine RGC-Innervation des PCA-Muskels, so dass kein SLN-Potenzial von diesem Muskel erkannt werden sollte. Nach Der Nerventransektion und -reparatur spiegeln SLN-evozierte Potentiale die Menge der korrekten RGC-Reinnervation des TA-LCA-Komplexes und die falsche RGC-Reinnervation des PCA-Muskels wider. Die RGC-Aktivität wird durch Korrektur und Integration über einen Zeitraum von 20 ms quantifiziert, um die gesamte RGC-Wellenform zu erfassen.
In (Abbildung 4C) werden Ausbrüche (Pfeile) spontaner EMG-Aktivität während normaler Inspirationen aus dem PCA-Muskel aufgezeichnet. Diese inspiratorische EMG-Aktivität nimmt im Laufe derCO2-Abgabe zu, wie in (Abbildung 4D) mit einer langsameren Sweep-Geschwindigkeit dargestellt. Spontane PCA EMG Aktivität bietet eine gute Schätzung der Größe der normalen Innervation dieses Muskels durch seine ursprünglichen inspiratorischen Motoneuronen. Es gibt keine inspiratorische Innervation des TA-LCA-Komplexes, daher sollten keine inspiratorischen Potenziale aus diesen Muskeln erkannt werden. Denn nur inspiratorische Motoreinheiten sind an der Entführung der Stimmfalte bei maximaler Inspiratoriumsleistung im anästhesierten Tier beteiligt. Nach Nerventransektion und Reparatur spiegeln spontane inspiratorische Potenziale das Ausmaß der korrekten Reinnervation des PCA-Muskels und die Größe der falschen Reinnervation des TA-LCA-Komplexes wider. Aufnahmen der inspiratorischen EMG-Aktivität werden über einen Zeitraum von 8 s verstärkt, korrigiert und integriert.

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An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

Hier wird ein Protokoll zur Herstellung eines implantierbaren Systems zur in vivo-chronologischen Aufzeichnung evozierter und spontaner elektromyographischer Potentiale vorgestellt. Das System wird auf die Untersuchung der Reinnervation der Kehlkopfmuskulatur nach Einer Nervenverletzung angewendet.

Ein implantierbares System für die chronische In-Vivo-Elektromyographie

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...

Mit diesem System kann ein einfaches, wirtschaftliches und implantierbares System zur Langzeitaufzeichnung evozierter oder spontaner elektromyografischer Potenziale hergestellt werden. Der Hauptvorteil dieses Systems gegenüber herkömmlichen chronischen EMG-Aufzeichnungssystemen ist, dass die Bleidrähte gewickelt sind und gegen Bruch oder Störung des wachen, sich bewegenden Tieres resistent sind. Die Hauptanwendung dieser Technik ist es, die Spezifität der Renovierung der Kehlkopfmuskulatur in Gegenwart von elektrischen Konditionierungstherapie zu untersuchen, um Synkinese zu vermeiden.Diese Technologie kann auch auf andere neuromuskuläre System angewendet werden, für das chronische Nervenstimulation und/oder EMG-Aufzeichnung bei wach bewegten Tieren erforderlich ist. Einführte Shan Huang, wissenschaftlicher Assistenzprofessor für Otolaryngologie in meinem Labor. Vor der Vorbereitung einer RLN-Stimuluselektrodenmanschette 170 Zentimeter Länge des Teflon-beschichteten Multifilament-Typ 316 Edelstahldrahts für jede Manschette schneiden und eine Wickelvorrichtung verwenden, um die Drähte in 12 Zentimeter lange Federn zu wickeln.Bei Bedarf dehnen Sie die Feder, um ihre Länge für jede Implantatstelle zu erhöhen. Lassen Sie drei Millimeter von einem Ende und 10 Millimeter des anderen Endes jedes gewickelten Bleis gerade und entdämmen Sie jedes Ende. Dann löten Sie einen vergoldeten Kupfer-Buchsenstift in das Drei-Millimeter-Ende jeder gewickelten Leitung.Um die Nervenmanschette vorzubereiten, schneiden Sie ein fünf Millimeter großes Segment Siliziumrohr aus einer Schlauchrolle. Verwenden Sie unter dem Operationsmikroskop eine hypodermische Nadel mit 25 Messgeräten, um die Rohrwand 1,5 Millimeter vom Ende und in der Mitte in der Nähe der Innenwand zu durchbohren. Füllen Sie das 10-Millimeter-Ende einer Leine in die Spitze der Nadel und ziehen Sie die Nadel ab, um den entisolationen Enden in das Rohr zu deponieren.Biegen Sie das nackte Drahtende außerhalb des Rohres zurück und drehen Sie den Draht an seinem Eintrittspunkt in das Rohr auf die Leitung, um die Leitung an der Röhre zu verankern. Um die zweite Leitung 1,5 Millimeter vom gegenüberliegenden Ende des Rohres einzufügen, richten Sie den Eingangspunkt an den der ersten Leitung aus. Verwenden Sie die Nadel, um die Wand zu durchbohren und schieben Sie ihre Welle in der Nähe der Innenwand gegenüber der ersten Leitung.Füllen Sie die Nadel mit dem entisolierten 10 Millimeter Ende und entfernen Sie die Nadel. Die beiden Stimuluselektroden sollten eine 45-Grad-V-Form bilden, die den Nerv überspannen wird, um die Stromabgabe durch den Nerv von der Anode zur Kathode zu gewährleisten. Verwenden Sie eine gekrümmte Schere, um einen S-förmigen Schlitz in der Rohrwand gegenüber den Elektrodenpunkten des Eintritts zu machen, und verwenden Sie eine gekrümmte mikrochirurgische Nadel, um eine Länge von 6-0 Monofilament nicht resorbierbaren Nähten in die Manschettenwand an jedem Ende einzufügen.Kombinieren Sie einen Blob aus medizinischem Typ A Silikongel mit seinem Lösungsmittel in einem Eppendorf-Rohr und mischen Sie auf einem Wirbelmischer. Tragen Sie die Gelpräparatmit mit einer 30-teiligen Insulinspritze auf, um den gesamten freiliegenden blanken Draht außerhalb der Manschette wieder zu isolieren. Um eine SLN-Stimuluselektrodenmanschette vorzubereiten, montieren Sie die Manschette, wie gerade mit einem Rohr mit kleinerem Durchmesser demonstriert.Um eine PCA EMG Aufnahmeelektrode vorzubereiten, montieren Sie eine gewickelte Leitung für die PCA-Muskelelektrode und löten Sie einen weiblichen Stift auf drei Millimeter Ende der Leitung, wie gezeigt. Verwenden Sie eine 25-Meter-Nadel, um das 10-Millimeter-Ende der PCA-Muskelleitung in die Spitze einer tiefen Hirnstimulationselektrode einzufügen und das Ende der Leitung zu biegen, um einen Haken zu bilden. Schneiden Sie dann die Leitung ab, um insgesamt fünf Millimeter Aufnahmelänge bereitzustellen.Um eine Hautbuchse für die Verbindung der Verbindungen zwischen den Elektroden und der externen Ausrüstung vorzubereiten, schneiden Sie zwei 17,5-Millimeter-Stücke, die jeweils acht Lochlöcher aus einem einreihigen weiblichen Stiftstreifenstecker enthalten, und verwenden Sie Schleifpapier, um die Außenflächen jedes Stücks aufzurauen. Verwenden Sie Phenol, um die geschliffenen Teile in einer Dunstabzugshaube zusammenzukleben und den resultierenden zweireihigen Stecker 30 Minuten lang in einen Behälter mit 60-80 Grad Wasser in der Dunstabzugshaube zu legen. Während der Kleber aushärtet, schneiden Sie eine 25,6 Millimeter Frontplatte aus dem Streifen.Bohren Sie ein Loch in der Mitte der Frontplatte. Vergrößern Das Loch mit Bohrpresse und Skalpell zu einem 5,4 mal 17,4 Millimeter großen rechteckigen Loch in der Mitte der Frontplatte zentriert. Beenden und quadrieren Sie die Ecken des Lochs mit einer Datei.Wenn der Kleber getrocknet ist, legen Sie die Kante des doppelreihigen Verbinders mit den größeren Durchmesserlöchern in das rechteckige Loch der Frontplatte ein, bis er mit der Faceplate-Oberfläche gespült wird. Verwenden Sie Phenol, um den Stecker an der Frontplatte zu haften und legen Sie die Baugruppe in 60-90 Grad Wasser. Wenn das Phenol gehärtet ist, bohren Sie ein 1,3-Millimeter-Loch in jede Ecke der Frontplatte und auf jeder Seite der Frontplatte auf halbem Weg von jedem Ende.Schneiden Sie ein 15 Millimeter langes Rohr aus gestricktem Polyestertransplantat und verwenden Sie eine hypodermische Nadel, um Edelstahldrähte durch die Wand in drei Positionen 3,8 Millimeter auseinander entlang der Länge des Transplantats zu verstricken, um das Rohr an der Baugruppe zu befestigen. Platzieren Sie in jeder Ecke des Steckers gleich verteilte Kerben, um die Drähte an der Baugruppenoberfläche zu verankern, und verwenden Sie die Zange, um die Enden jedes Drahtes zu verdrehen, um das Rohr zur Baugruppe zu verdrehen. Dann machen Sie eine dauerhafte Markierung auf dem Polyester-Patch an einem Ende der Aufnahme.Machen Sie einen Mittellinienausschnitt von der Schilddrüsenkerbe zum Manubrium. Nachdem Sie die untere Grenze des Cricoidknorpels in einem anästhesierten Eckrohr freigelegt haben, positionieren Sie die Reizmanschette auf jedem der bilateralen SLNs und RLNs und verwenden Sie die beiliegenden Nähte, um die Lippen jeder Manschette zu schließen. Verwenden Sie einen Biopsie-Punch, um ein vier Millimeter Knorpelfenster auf jeder Seite der vorderen Oberfläche des Schilddrüsenknorpels zu machen und die seitlichen Aspekte der thyroarytenoid lateralen Cricoarytenoid Muskelkomplexe zu entlarven.Setzen Sie den Widerhaken jeder EMG-Aufnahmeelektrode mit einer 23-Spur-Nadel in den TA LCA-Komplex ein und verschließen Sie das Polyesterpflaster an jeder der vier Ecken auf den Cricoid-Knorpel. Platzieren Sie die tiefe Hirnstimulationselektrode mit ihrem BegleithakenDraht EMG Aufnahmeelektrode unter dem PCA-Muskel auf jeder Seite und verwenden Sie ein Endoskop, um zu bestätigen, dass die Stimulation eine Stimmfaltenentführung für jeden Kanal erzeugt. Verwenden Sie 4-0 nicht resorbierbare Nähte, um die tiefen Hirnstimulationselektroden am Cricoid-Knorpel mit einem Anker zu verankern, der sich an der Leitung festhält.Legen Sie alle Drahtleitungen der Nervenstimulation EMG-Aufnahmeelektroden über ihre weiblichen Stifte mit einem Ausfügungswerkzeug aus einem Hämostat in die Buchse ein. Verwenden Sie Knochenzement, um die untere Oberfläche des Behälters zu versiegeln, um die Bleistiftknoten zu isolieren. Wenn der Zement gehärtet ist, legen Sie die Aufnahme am rostralen Ende des Mittellinienschnitts und verankern Sie die Aufnahme an subkutane Gewebe über den Polyesterrock.Dann passieren Sie die Nähte durch die Faceplate Löcher, um die Hautkante an der Buchse zu befestigen. Hier wird eine repräsentative EMG-Aufzeichnung aus einer der Basissitzungen mit intakten RLNs angezeigt. In einer Aufnahme aus dem PCA-Muskel erzeugt die RLN-Stimulation ein Reizartefakt, gefolgt von einem großen evozierten EMG-Potenzial.In einer Aufnahme aus dem thyroarytenoid lateralen Cricoarytenoid Muskelkomplex, SLN Stimulation produziert ein Stimulus-Artefakt, das von einer kurzen Latenz monosynaptischen Muskelreaktion und eine längere Latenz polysynaptischen Reflex glottischen Verschluss Antwort gefolgt wird. In dieser Aufnahme können Ausbrüche spontaner EMG-Aktivität während normaler Inspirationen aus dem PCA-Muskel aufgezeichnet werden. Diese inspiratorische EMG-Aktivität nimmt im Laufe der Kohlendioxidzufuhr mit einer langsameren Sweep-Geschwindigkeit zu.Es gibt keine inspiratorische Innervation des Thyroarytenoid lateralen Cricoarytenoid Muskelkomplexes, so dass keine inspiratorischen Potenziale von diesen Muskeln erkannt werden sollten. Diese Technologie wurde angepasst, um die Auswirkungen der elektrischen Konditionierung auf die Re-Innervationsspezifität der Gesichtsmuskeln von Kaninchen und auch die Atrophie alternder Rattenzungenmuskeln zu untersuchen.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Ein Thin-Schädel Fenster-Technik für chronische Zwei-Photonen- In-vivo- Imaging von Murine Mikrogliazellen in Modelle der Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Forschung

Neurowissenschaften

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Selective Viral Transduction of Adult-born Olfactory Neurons for Chronic in vivo Optogenetic Stimulation

Selektive Viral Transduktion von Adult-geboren olfaktorischen Neuronen für chronische In vivo Optogenetische Stimulation

Local interneurons are continuously regenerated in the olfactory bulb of adult rodents1-3. In this process, called adult neurogenesis, neural stem cells ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Funktionelle Bildgebung mit Ultraschall-Blut-Hirnschranke Störung und Mangan-MRT

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Konstruktion und Montage eines Ultra-light Motorisierte Microdrive für chronische Neural Recordings in Kleintiere

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

In vivo optogenetische Stimulation des Nager Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Gleichzeitig<em&gt; Ex vivo</em&gt; Funktionsprüfung von zwei Netzhäute von<em&gt; In vivo</em&gt; Elektroretinogramm-System

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Schnittstellen 3D Engineered neuronalen Kulturen auf Mikroelektrodenarrays: ein innovatives<em&gt; In-vitro-</em&gt; Experimental Modell

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

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Elektrophysiologische Verfahren zur Aufzeichnung von intrazellulärer Spannung Antworten von<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorezeptoren und Inter auf Lichtreize<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Lateral Chronic Cranial Fenster Vorbereitung Ermöglicht<em&gt; In Vivo</em&gt; Beobachtung Nach Artery Occlusion Distal cerebri bei Mäusen

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Implantation von chronischen Silicon Sonden und Aufzeichnung der Hippocampal Platzzellen in eine angereicherte Laufband-Vorrichtung

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...