Name: an implantable system for chronic in vivo electromyography
Uploaded: 2020-04-21T13:00:00
Duration: 9 min 52 s
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Gli autori ringraziano la Dott.ssa Hongmei Wu per il suo contributo alla cura degli animali e alla raccolta dei dati durante tutto lo studio. Ringraziamo Amy Nunnally, Jamie Adcock e Phil Williams per il loro aiuto con interventi chirurgici sterili. L'esperienza e la dedizione del personale del Vanderbilt University Animal Care Facility è stata inestimabile. Questa ricerca è stata supportata dalla sovvenzione NIH U01DC016033.

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Il Dr. David Ealear sta commercializzando questa tecnologia EMG di stimolazione nervosa impiantabile per una varietà di sistemi neuromuscolari e modelli animali.

Questo documento descrive i passi necessari nella produzione di un nuovo sistema, economico e impiantabile per la stimolazione dei nervi laici e la registrazione delle risposte EMG dai muscoli laici a lungo termine. Il protocollo è semplice e può produrre un impianto abbastanza compatto da essere utilizzato in un animale piccolo come un ratto. Ci sono diversi passaggi critici che dovrebbero essere sottolineati. In primo luogo, i fili di piombo devono essere avallati con attenzione e uniformemente per evitare il de-isolamento del piombo, la piegatura o la rottura. Se non è disponibile una macchina di aculatura, è possibile ottenere cavi a bobina prefabbricati in commercio. In secondo luogo, la strategia di inserire fili di piombo in un tubo di silicone per formare una "V" che attraversa il nervo è fondamentale per promuovere la consegna corrente attraverso il nervo all'interno del bracciale. Se entrambi i cavi sono posizionati sullo stesso lato del tubo, può verificarsi uno spegnimento della corrente tra gli elettrodi. È anche importante che i cavi siano posizionati contro la parete interna del tubo per evitare la possibilità di lesione fetta al nervo.
In terzo luogo, durante l'intervento di impianto, i nervi laici devono essere sezionati con attenzione per prevenire danni. Nella fase successiva dell'impianto, quando si inseriscono i perni nel recipiente, la forza deve essere applicata al perno in allineamento al suo foro per evitare una flessione improvvisa della testa del perno. Successivamente, il cemento osseo deve essere distribuito accuratamente sul fondo del recipiente per un completo isolamento e la prevenzione del crosstalk tra i canali. Infine, la prevenzione dell'infezione è fondamentale per garantire l'integrità del sistema implantare nel tempo. Può essere raggiunto da una combinazione di diverse manovre: l'aggiunta di una gonna al recipiente, la somministrazione di antibiotici, la pulizia quotidiana della ferita e del recipiente con soluzione antisettica compatibile con i tessuti e il posizionamento dei perni maschili fittizi nei perni femminili del recipiente per tenerli puliti dai detriti tra le sessioni.
Il protocollo si è dimostrato di successo in questo modello laricanea cane. Tuttavia, alcune modifiche o strategie alternative possono essere prese in considerazione per altre applicazioni. Ad esempio, le punte di rilevamento deisolateed degli elettrodi PCA e TA-LCA EMG sono ancorate nei muscoli da un mezzo esterno: l'innesto in poliestere o l'elettrodo DBS. In un'applicazione in cui l'ancoraggio esterno non è necessario o eseguito, la barra dell'elettrodo da sola può servire come ancoraggio. In tal caso, l'acciaio inossidabile in tflon, il filo monofilo può essere preferibile al filo multifilament in considerazione della sua maggiore forza di tensione, fornendo una barra più stabile nel tessuto. Tuttavia, va notato che i fili multifilamento possono essere meno inclini alla rottura. Una strategia alternativa alla fabbricazione e all'assemblaggio del recipiente cutaneo è la stampa 3D con polimeri biocompatibili (ad esempio, MED610 di Stratasys). Questo può semplificare il processo di produzione.
Dopo l'intervento di impianto e il recupero dell'animale, le sessioni fisiologiche sono condotte con le RLN ancora intatte per ottenere i dati di base. Durante una sessione, l'assenza di segnali EMG da un muscolo laideo può verificarsi dopo la stimolazione RLN. Per risolvere la causa (Tabella 1), è necessario innanzitutto determinare se è presente il movimento della piega vocale. Se è presente, questo significa che il nervo è effettivamente attivato dal bracciale, ma c'è un problema con il piombo EMG. In questo caso, gli utenti devono esaminare ulteriormente l'elemento di stimolo EMG. Se l'elemento EMG è assente, è probabile che vi sia una discontinuità nell'input EMG per il preamplificatore. Sarà presente anche un rumore a sessanta cicli e grande ampiezza. Se il manufatto è di grandi dimensioni, lo smistamento da un perno di stimolo al perno di registrazione può essere responsabile della saturazione del preamplificatore di canale e dell'anittinare la risposta EMG. Se l'artefatto è normale, il piombo EMG è probabilmente dislocato dal muscolo e non è in grado di rilevare la sua attività. D'altra parte, se il movimento di piegatura vocale è assente, il nervo non viene attivato. Se il manufatto è assente, ci può essere una discontinuità nel circuito di stimolazione, impedendo l'attivazione del nervo. Se l'artefatto sembra normale, il nervo potrebbe essere stato ferito durante l'intervento chirurgico all'impianto o il bracciale potrebbe essere migrato dal nervo. Una strategia simile può essere applicata per risolvere la causa dei segnali EMG assenti durante la stimolazione SLN.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td>Nervo stimolato</td>
			<td>Muscolo/i bersaglio</td>
			<td>Movimento di piegatura vocale ipsilaterale</td>
			<td>Artefatto di stimolo</td>
			<td>Cause</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">Numero di proprietà del sistema</td>
			<td rowspan="5">PCA e/o TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Sì</td>
			<td>Assente (rumore a 60 cicli presenti)</td>
			<td>Discontinuità nell'ingresso EMG al preamplificatore (ad es. piombo, perno, cavo);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Cross-talk tra stim e perni di registrazione al recipiente</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normale</td>
			<td>Dislocazione dell'elettrodo EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">No</td>
			<td>Assente</td>
			<td>Discontinuità nel circuito di stimolazione</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normale</td>
			<td>1. lesione RLN; 2. Dislocazione del bracciale</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="5">SLN (SLN)</td>
			<td rowspan="5">TA-LCA</td>
			<td rowspan="3">Sì</td>
			<td>Assente (rumore a 60 cicli presenti)</td>
			<td>Discontinuità nell'ingresso EMG al preamplificatore (ad es. piombo, perno, cavo);</td>
		</tr>
<tr>
<td>Grande</td>
			<td>Cross-talk tra stim e perni di registrazione al recipiente</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normale</td>
			<td>Dislocazione dell'elettrodo EMG</td>
		</tr>
<tr>
<td rowspan="2">No</td>
			<td>Assente</td>
			<td>Discontinuità nel circuito di stimolazione</td>
		</tr>
<tr>
<td>Normale</td>
			<td>1. Lesioni SLN o RLN; 2. Dislocazione del bracciale</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1: Guida alla risoluzione dei problemi.
Va ricordato che ci sono due limitazioni minori nell'attuale applicazione di questa tecnologia. In primo luogo, la flessione improvvisa del perno femminile durante l'inserimento nel recipiente si è verificata in diversi casi. Fortunatamente, i perni possono essere raddrizzati e inseriti con successo nei loro fori. Se il danno del perno è irreparabile, il piombo e l'intero componente devono essere sostituiti. Pertanto, i componenti di backup devono essere prontamente disponibili prima dell'intervento chirurgico. In secondo luogo, il tempo necessario per completare l'impianto chirurgico è lungo (10 h). La lunga durata riflette parzialmente il gran numero di componenti di stimolazione e ricodifica necessari per questo studio: quattro nervi, quattro muscoli, un recipiente e un IPG. Se si richiede un minor numero di componenti utilizzando questa tecnologia, il tempo di impianto dovrebbe essere significativamente ridotto (ad esempio, il modello di lingua del ratto28).
Questo approccio tecnologico introduce diverse funzionalità che hanno un vantaggio rispetto ai metodi esistenti. L'accologgiamento dei fili di piombo è la caratteristica più nuova e importante di questo sistema. I cavi in bobina non sono comunemente disponibili per la sperimentazione animale non commerciale, nonostante i numerosi vantaggi che forniscono. Un piombo a bobina può essere espanso alla lunghezza desiderata durante l'impianto. Inoltre, si allungherà nel risveglio, spostando l'animale per prevenire la dislocazione della punta dell'elettrodo o la rottura del filo dopo l'impianto. Questa caratteristica garantisce la longevità dell'impianto e la stimolazione nervosa stabile e la registrazione muscolare a lungo termine. Inoltre, l'aggiunta di una gonna compatibile con il tessuto intorno al recipiente previene l'esposizione della ferita a questo corpo estraneo e promuove la fibrosi normale e la guarigione della ferita in assenza di infezione. Studi precedenti senza questa gonna hanno provocato un'infezione precoce e terminazioni premature dell'esperimento. Infine, questo sistema di impianto è compatto e multicanale, consentendo un'efficace acquisizione dei dati da numerose strutture neuromuscolari in modelli animali di varie dimensioni.
Questo approccio tecnico è stato adattato e tradotto con successo in un modello di ratto. Questo studio è stato progettato per studiare l'effetto del condizionamento elettrico nella prevenzione dell'atrofia muscolare della lingua e della disfunzione nel ratto di invecchiamento. I nervi ipoglossali sono stati impiantati con gli elettrodi del polsino per il condizionamento e la lingua impiantata con gli elettrodi di registrazione EMG28. Questa tecnologia può essere utilizzata anche in altre applicazioni di ricerca. Come estensione dell'attuale protocollo nella laricenx canina, gli effetti dell'elettrico condizionamento sulla promozione della reinnervazione selettiva sono attualmente allo studio nei muscoli facciali del coniglio. Questo studio può fornire una base per la prevenzione della sinersi facciale in pazienti con paralisi di Bell, una condizione medica comune e debilitante. Un potenziale uso finale di questa tecnologia è quello di stimolare e registrare da svegli, animali liberamente in movimento. Attualmente, tali dati sono stati ottenuti tramite cavo esterno da ratti svegli e sfrenati28. In futuro, questo sistema economico può anche essere combinato con la tecnologia di stimolazione della registrazione remota (ad esempio, telemetria) per attivare o sondare i sistemi neuromuscolari in modalità wireless.

La registrazione EMG è una tecnica utile per misurare l'attività elettrica prodotta da un muscolo scheletrico quando attivata dalla stimolazione elettrica del suo nervo o dalla cottura spontanea delle sue unità motorie. Il monitoraggio dei segnali EMG può essere utilizzato per la valutazione della trasmissione neuromuscolare e della biomeccanica muscolare1. La registrazione EMG svolge anche un ruolo importante nel caratterizzare la qualità e la grandezza della reinnervazione muscolare dopo lesioni nervose2,3,4,5.5 Tuttavia, più registrazioni EMG durante l'intero periodo di reinnervation non possono essere raggiunte con un approccio invasivo. Pertanto, i dispositivi impiantabili sono stati progettati e sviluppati per la stimolazione e la registrazione cronica ripetute e croniche nei sistemineuromuscolari 6,7,8,9,10,11,12,13. Lo scopo di questo documento è descrivere un protocollo per la produzione e l'impianto di un sistema stabile per ottenere dati EMG cronologici affidabili dalla larynx.
Questo sistema viene applicato qui allo studio della reinnervazione muscolare lassongeale. Viene fornita una breve panoramica della larynx per l'orientamento (Figura 1). Una coordinazione precisa tra componenti sensoriali e motori è essenziale per un corretto movimento muscolare durante la respirazione, la voce e la protezione delle vie aeree. Il muscolo PCA, situato nella laricenben, è l'unico adduttore della piega vocale. Questo muscolo viene attivato spontaneamente durante l'ispirazione per aumentare l'area glottale per l'inalazione. Il complesso TA-LCA è il principale adduttore della piega vocale. L'attivazione di questo complesso muscolare insieme a un altro adduttore (cioè il muscolo interarytenoide) medializza la piega per la produzione di vibrazioni e suoni e chiude la piega per la protezione delle vie aeree durante la deglutizione.
Inoltre, le fibre del motoneurone innervano sia i muscoli del rapitore che dell'adduttore nella RLN. I muscoli del rapitore e dell'adduttore possono essere distinti in base alla composizione dell'unità motoria14,15. Il muscolo PCA mostra un aumento della cottura durante le condizioni ipercapniche e/o ipossiche16 a causa della presenza di unità motorie ispiratrici. Al contrario, le unità motorie di chiusura glottica riflesso (RGC), che chiudono la glottide in modo riflessivo attraverso l'attivazione di recettori sensoriali all'interno della mucosa lacrimale, sono presenti nel complesso muscolare TA-LCA. Il ramo interno del nervo larifica superiore (SLN) trasporta le fibre afferenti dei recettori sensoriali nella larynx17. Anche se la voce è principalmente una funzione adduttrice, sia le unità motorie dell'adduttore che dell'adduttore sono coinvolte in questo comportamento lacrimale altamente evoluto.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig1.jpg"> Figura 1: Anatomia della lassocia. Vengono visualizzati anche i componenti di questo sistema impiantabile. SLN - nervo lastare superiore; RLN - nervo laryngeale ricorrente; PCA - muscolo cricoarytenoide TA-LCA - complesso muscolare cricoarytenoideo-laterale della tiroarytenoia; DBS - stimolazione cerebrale profonda. Questa cifra è stata riprodotta con il permesso di Wiley27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig1large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Lesioni alla RLN possono provocare paralisi di piega vocale (VFP), che compromette sia le funzioni di rapimento e addducting a causa di denervazione muscolare largrefica14,18,19. Successivamente, si verifica comunemente la rigenerazione delle fibre nervose RLN e la reinnervazione dei muscoli. Tuttavia, la riinnervazione è un processo casuale e si traduce in un'inappropriata riconnessione muscolare errata nella maggior parte dei casi. Questo è indicato come sicinesi, in cui l'attivazione spontanea di adduttori e antagonisti adduttori è difettosa e produce movimento inefficace o addirittura paradossale delle pieghe vocali14,19,20,21. Con la sicinesi, la funzione critica che si perde è il rapimento di piegatura vocale, con conseguente ventilazione inadeguata. Anche se ci sono tentativi in corso di trattare la silecinesi laringea da 1) bloccando la chiusura galitica con Botox22,23 o 2) stimolando elettricamente l'apertura glottica con un pacemaker impiantabile24,25, non vi è alcun intervento clinico che previene in modo affidabile la sinosi26. Tuttavia, ci sono prove che l'elettricità condizionata del muscolo PCA durante la reinnervazione a bassa frequenza promuove un'adeguata riconnessione neuromuscolare e riduce al minimo la sinosi sinossi. Attualmente sono in corso studi per chiarire i meccanismi sottostanti2.
L'obiettivo di questo documento è descrivere un sistema impiantabile semplice e poco costoso per la stimolazione nervosa cronica e la registrazione EMG. Questo sistema può essere utilizzato per studiare gli effetti del condizionamento elettrico a bassa frequenza del muscolo PCA sulla specificità della sua successiva reinnervation. I segnali EMG ottenuti da questo sistema possono riflettere la qualità e la quantità di reinnervazione muscolare laringea nel tempo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1269px;" width="1269">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:432px;">20 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td style="width:296px;">BD</td>
			<td style="width:175px;">305175</td>
			<td style="width:367px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">23 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">25 G x 1&#34; Gauge hypodermic needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>305125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 absorbable sutures, COATED VICRYL</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J219H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8684G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8871H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">6-0 monofilament, nonabsorbable taper needle suture, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8805</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">7-0 monofilament, nonabsorbable sutures, Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>M8735</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Adhesive silicone solvent-Hexamethydisiloxane 98%</td>
			<td>ACROS</td>
			<td>code 194790100</td>
			<td>for dilution of modical adhesive silicone</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bone cement</td>
			<td>Zimmer</td>
			<td>1102-16</td>
			<td>20g powder 10ml liquid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (Buprenex, ampules of 1ml)</td>
			<td>Reckitt Benckiser Healthcare (UK) Ltd</td>
			<td>12496-0757-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CCD video camera attached to the endoscope</td>
			<td>Sony</td>
			<td>MCC500MD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefpodoxime (Simplicef 100mg tablets)</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>5228</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data acquisition device , PowerLab 16/35</td>
			<td>ADInstruments, Inc</td>
			<td>5761-E</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Deep-brain stimulation (DBS) electrodes</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6172ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Digital oscilloscope</td>
			<td>Tektronix</td>
			<td>DPO71304SX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Implantable pulse generator (IPG), Infinity</td>
			<td>Abbott</td>
			<td>6660ANS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Knitted polyester graft</td>
			<td>Meadox Medical Inc</td>
			<td>92220</td>
			<td>20mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Medical Grade Polyethylene Micro Tubing</td>
			<td>Amazon.com</td>
			<td>BB31695-PE/13-10</td>
			<td>OD 0.156&#34;, ID 0.094&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal female pin</td>
			<td>Allied Electronics &#38; Automation</td>
			<td>220-S02-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Metal male pin</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>220-p02-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prefabricated coiled leads</td>
			<td>Medical innovations Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Laboratory Tubing</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>2415569</td>
			<td>OD 0.125&#34;, ID 0.062&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Silastic Medical Adhesive Silicone</td>
			<td>Dow corning</td>
			<td>Type A, 2 oz</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Stainless steel monofilament wire</td>
			<td>The Harris Products Group</td>
			<td>type 316</td>
			<td>0.008&#34; (coated), 0.005&#34; (bare)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile Disposable Biopsy Punch (4mm)</td>
			<td>Sklar Instruments</td>
			<td>96-1146</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Strip connector</td>
			<td>CDM electronics</td>
			<td>2.6 x 11.6 x 101.5 mm</td>
			<td>single row, round, through hole</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Teflon-coated multi-filament stainless steel wire</td>
			<td>Medwire</td>
			<td>Part 316, ss7/44T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tiletamine and Zolazepam combination, Telazol - 5mL</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>004866</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue-compatible antiseptic solution, Nolvasan - 1 Gal.</td>
			<td>Zoetis</td>
			<td>540561</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zero-degree rigid endoscope</td>
			<td>Karl Storz</td>
			<td>8712AA</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an implantable system for chronic in vivo electromyography

L'elettromiografia (EMG) misura la risposta muscolare alla stimolazione elettrica o all'attività spontanea delle unità motorie e svolge un ruolo importante nella valutazione della funzione neuromuscolare. La registrazione cronica dell'attività EMG che riflette lo stato di reinnervazione di un muscolo dopo lesioni nervose è stata limitata, a causa della natura invasiva delle tecniche di registrazione EMG tradizionali. A questo proposito, un sistema impiantabile è progettato per la registrazione EMG a lungo termine in vivo e la stimolazione nervosa. È stato applicato e testato in uno studio sulla reinnervazione dei muscoli larngei. Questo sistema è costituito da 1) due polsini nervosi elettrodi bipolari e porta per stimolare ciascuno dei due nervi: il nervo lacrimale ricorrente (RLN) e il ramo interno del nervo lacrimale superiore (SLN); 2) due elettrodi di registrazione EMG e cavi per ciascuno dei due muscoli lacrimali: muscolo cricoarytenoide posteriore (PCA) e cricoarytenoide tiroaryiteico-laterale (TA-LCA) complesso muscolare; e 3) un recipiente cutaneo che interfaccia tutti i terminali di piombo impiantati a un preamplificatore di registrazione esterno e stimolatore utilizzando un cavo di connessione. I cavi metallici sono rivestiti in teflon, multifilamento, tipo 316 acciaio inossidabile. Essi sono bobine e possono allungarsi durante il movimento del corpo dell'animale sveglio per prevenire la rottura di piombo e la migrazione degli elettrodi. Questo sistema viene impiantato durante un intervento chirurgico asettico. Successivamente, le registrazioni EMG di base vengono eseguite prima che il RLN venga transected nel secondo intervento chirurgico per studiare la reinnervazione muscolare. Durante lo studio, vengono condotte più sessioni fisiologiche nell'animale anestesizzato per ottenere un'attività EMG evocata e spontanea che riflette lo stato di reinnervazione dei muscoli lagrassi. Il sistema è compatto, privo di infezioni nel corso dello studio e altamente durevole. Questo sistema impiantabile può fornire una piattaforma affidabile per la ricerca in cui è necessaria la registrazione a lungo termine o la stimolazione nervosa in un animale anestesizzato o liberamente in movimento.

Esempi dei componenti sono illustrati nella Figura 2. Da sinistra a destra nella Figura 2A sono rispettivamente il bracciale per lo stimolo nervoso, l'elettrodo di registrazione TA-LCA, l'elettrodo di registrazione PCA e il recipiente dell'interfaccia cutanea. La dimensione relativa di questi componenti può essere apprezzata. Il recipiente cutaneo (Figura 2B) ha due file di fori in cui vengono inseriti i perni femminili alla fine di ogni filo a catena (Figura 2D). Essi sono inseriti di fronte alla piastra facciale (freccia) durante l'intervento di impianto. Il recipiente ha una gonna in poliestere (Figura 2C) attaccata alle sue pareti laterali del connettore. Questa gonna è progettata per ancorare il recipiente in posizione da infiltrazioni di tessuto connettivo. Ogni piombo EMG in acciaio inossidabile rivestito in Teflon (Figura 2E) viene deinisolateed (5 mm) sulla punta per formare un elettrodo a forma di gancio per la registrazione muscolare. Il bracciale di stimolazione ha due elettrodi filettati contro la parete interna del polsino. Essi sono separati da una distanza di 2 mm (Figura 2F) e formano una forma "V" (Figura 2G) per garantire la consegna corrente attraverso il nervo.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig2.jpg"> Figura 2: Componenti del sistema implantare. (A) Da sinistra a destra si registrano rispettivamente il bracciale per lo stimolo nervoso, l'elettrodo di registrazione TA-LCA, l'elettrodo di registrazione PCA e il recipiente dell'interfaccia cutanea. (B) Il recipiente cutaneo che mostra due file di fori. (C) Il recipiente che mostra una gonna in poliestere attaccato alle sue pareti laterali del connettore. (D) Il filo coilizzato contenente perni femminili da inserire in B. (E) Il piombo EMG in acciaio inossidabile rivestito in teflon è deinisolateed (5 mm) sulla punta per formare un elettrodo a forma di gancio per la registrazione muscolare. (F) Il bracciale di stimolazione ha due elettrodi filettati contro la parete interna del polsino, separati da 2 mm.  (G) forma "V" della formazione di elettrodi per garantire la consegna corrente attraverso il nervo. Questa cifra è stata modificata con il permesso27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig2large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
La figura 3 mostra il recipiente cutaneo impiantato e come il cavo proveniente da apparecchiature esterne è interfacciato ai recipienti. Va notato che i perni maschili fittizi (non mostrati) vengono inseriti nei perni femminili del recipiente per tenerli liberi da detriti tra le sessioni di registrazione.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig3.jpg"> Figura 3: Recipiente cutaneo e cavo di interfaccia. (A) Viene mostrato il recipiente della pelle impiantato sul collo anteriore senza perni maschili fittizi. (B) L'immagine mostra come i pin di stimolo e la spina di registrazione EMG (freccia) del cavo da apparecchiature esterne si interfacciano al recipiente durante una sessione di registrazione EMG di stimolazione nervosa. Questa cifra è stata modificata con il permesso27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig3large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
Figura 4 Mostra una registrazione EMG da una delle sessioni di base con le RLN intatte.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60345/60345fig4.jpg"> Figura 4: Registrazioni EMG da muscoli laici con innervazione normale. (A) Esempio di registrazione dal muscolo PCA in cui la stimolazione RLN produce un artefatto di stimolo (freccia) seguito da un grande potenziale EMG evocato. (B) Esempio di registrazione del complesso muscolare TA-LCA, in cui la stimolazione SLN produce un artefatto di stimolo (freccia). Qui è rappresentato (un) una risposta muscolare monossinaptica a bassa latenza e (b) una risposta RGC polissinaptica a latenza più lunga. (C) Esplosioni (frecce) di attività EMG spontanea registrata dal muscolo PCA durante le normali ispirazioni. (D) Aumento dell'attività eMG inspiratoria nel corso della consegna di CO2. Questa cifra è stata modificata con il permesso27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60345/60345fig4large.jpg" target="_blank">Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
In una registrazione dal muscolo PCA (Figura 4A), la stimolazione RLN produce un artefatto di stimolo (freccia) seguito da un grande potenziale EMG evocato. Le risposte massime evocate da RLN forniscono un buon indice della grandezza complessiva dell'innervazione normale e del livello di reinnervazione dopo la successiva neurorrhaphy, indipendentemente dal tipo di unità motoria. Questo è vero perché il RLN contiene fibre nervose di unità motorie di chiusura glottica riflessiva e riflessa (RGC). La stimolazione RLN recluta entrambi i tipi di unità. L'attività evocata dell'unità motoria EMG viene rettificata e integrata in un periodo di tempo di 20 ms per ottenere una misura quantitativa dell'innervazione muscolare.
In una registrazione dal complesso muscolare TA-LCA (Figura 4B), la stimolazione SLN produce un artefatto di stimolo (freccia). Questo artefatto è seguito da una risposta muscolare monossinaptica a breve latenza (a) e risposta RGC polissinaptica a latenza più lunga (b). Il potenziale (a) è una risposta diretta dal muscolo cricotiroide, perché questo muscolo è innervato dal ramo esterno vicino del SLN. L'attivazione randagio di questo ramo si verifica comunemente durante la stimolazione del bracciale nervoso del ramo interno per attivare la risposta RGC. Il potenziale cricotiroide è registrato dall'elettrodo TA-LCA, in quanto questo muscolo si trova vicino al complesso. Studi precedenti hanno dimostrato che il potenziale cricotiroide evocato dalla stimolazione interna del ramo può essere abolito selettivamente sezionando il ramo esterno del SLN (Osservazioni inedite). Le risposte EMG massime evocate da SLN riflettono la grandezza dell'innervazione naturale del complesso TA-LCA attraverso il suo percorso sensoriale-motorio RGC. Prima di RLN neurorrhaphy, non c'è nessun innervazione RGC del muscolo PCA, quindi nessun potenziale SLN dovrebbe essere rilevato da questo muscolo. A seguito della transezione e riparazione del nervo, i potenziali evocati da SLN riflettono la quantità di corretta reinnervazione RGC del complesso TA-LCA e la reinnervazione errata di RGC del muscolo PCA. L'attività RGC è quantificata dalla rettifica e dall'integrazione in un periodo di tempo di 20 ms per catturare l'intera forma d'onda RGC.
In (Figura 4C), le esplosioni (frecce) di attività EMG spontanea vengono registrate dal muscolo PCA durante le normali ispirazioni. Questa attività EMG inspiratoria aumenta nel corso della consegna di CO2, come mostrato nellaFigura 4D) a una velocità di sweep più lenta. L'attività spontanea di PCA EMG fornisce una buona stima della grandezza della normale innervazione di questo muscolo dai suoi motoneuroni inspiratori originali. Non c'è annotatore il complesso TA-LCA, quindi non devono essere rilevati potenziali inspiratori da questi muscoli. Questo perché solo le unità motorie ispiratrici sono coinvolte nel rapimento della piega vocale al massimo sforzo inspiratorio nell'animale anestesizzato. A seguito della transezione e riparazione del nervo, i potenziali inspiratori spontanei riflettono la grandezza della corretta reinnervazione del muscolo PCA e la grandezza di una reinnervazione errata del complesso TA-LCA. Le registrazioni dell'attività EMG inspiratoria vengono amplificate, rettificate e integrate in un periodo di tempo di 8 s.

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An Implantable System For Chronic In Vivo Electromyography

Presentato qui è un protocollo per la produzione di un sistema impiantabile per la registrazione cronologica in vivo di potenziali elettromiografici evocati e spontanei. Il sistema viene applicato allo studio della reinnervazione dei muscoli lariangici in seguito a lesioni nervose.

Un sistema impiantabile per l'elettromiografia cronica in vivo

Electromyography (EMG) measures the muscle response to electrical stimulation or spontaneous activity of motor units and plays an important role in ...

Questo sistema può essere utilizzato per produrre un sistema semplice, economico e impiantabile per la registrazione a lungo termine di potenziali elettromiografici evocati o spontanei. Il vantaggio principale di questo sistema rispetto ai sistemi di registrazione EMG cronici convenzionali è che i fili di piombo sono arrotolati e sono resistenti alla rottura o all'interruzione dell'animale in movimento sveglio. L'applicazione principale di questa tecnica è studiare la specificità della ristrutturazione dei muscoli laringei in presenza di terapia di condizionamento elettrico per evitare la sintasi.Questa tecnologia può essere applicata anche ad altri sistemi neuromuscolari per i quali è necessaria la stimolazione nervosa cronica e / o la registrazione EMG negli animali in movimento sveglio. A introdurre la procedura sarà Shan Huang, un assistente di ricerca professore di otorinolaringoiatria nel mio laboratorio. Prima di preparare un polsino per elettrodi di stimolo RLN, tagliare la lunghezza di 170 centimetri del filo multi-filamento 316 rivestito in Teflon per ogni polsino e utilizzare un dispositivo di avvolgimento per avvolgere i fili in molle lunghe 12 centimetri.Se necessario, allungare la molla per aumentarne la lunghezza per ogni sito implantare. Lasciare tre millimetri di un'estremità e 10 millimetri dell'altra estremità di ogni piombo arrotolato dritto e de-isolare ogni estremità. Quindi saldare un perno femmina di rame placcato in oro nell'estremità di tre millimetri di ogni piombo arrotolato.Per preparare il polsino nervino, tagliare un segmento di cinque millimetri di tubo di silicio da un rotolo di tubi. Al microscopio operativo, utilizzare un ago ipodermico calibro 25 per perforare la parete del tubo a 1,5 millimetri dall'estremità e fuori dal centro vicino alla parete interna. Riempire di nuovo l'estremità di 10 millimetri di un piombo nella punta dell'ago e ritirare l'ago per depositare la porzione deilochiata nel tubo.Piegare indietro l'estremità del filo nudo all'esterno del tubo e ruotare il filo sul piombo nel punto di ingresso nel tubo per ancorare il piombo al tubo. Per inserire il secondo piombo a 1,5 millimetri dall'estremità opposta del tubo, allineare il punto di ingresso a quello del primo piombo. Utilizzare l'ago per perforare la parete e far scorrere il suo albero vicino alla parete interna opposta al primo piombo.Riempire l'ago con l'estremità dei isolati di 10 millimetri e rimuovere l'ago. I due elettrodi di stimolo dovrebbero formare una forma a V di 45 gradi che si trova a cavallo del nervo per garantire l'erogazione di corrente attraverso il nervo dall'anodo al catodo. Utilizzare un paio di forbici curve per creare una fessura a forma di S nella parete del tubo di fronte ai punti di ingresso dell'elettrodo e utilizzare un ago microchirurgico curvo per inserire una lunghezza di 6-0 sutura monofilamento non assorbibile nella parete del polsino ad ogni estremità.Combina un blob di gel siliconico di tipo medico A con il suo solvente in un tubo Eppendorf e mescola su un miscelatore a vortice. Applicare la preparazione del gel utilizzando una siringa per insulina da 30 unità per isolare di nuovo tutto il filo nudo esposto all'esterno del polsino. Per preparare un polsino per elettrodi di stimolo SLN, assemblare il bracciale come appena dimostrato utilizzando un tubo di diametro inferiore.Per preparare un elettrodo di registrazione PCA EMG, assemblare un piombo arrotolato per l'elettrodo muscolare PCA e saldare un perno femmina su tre millimetri di estremità del piombo, come dimostrato. Utilizzare un ago calibro 25 per inserire l'estremità di 10 millimetri del piombo muscolare PCA nella punta di un elettrodo di stimolazione cerebrale profonda e piegare l'estremità del piombo per formare un gancio. Quindi ritagliare il piombo per fornire un totale di cinque millimetri di lunghezza di registrazione.Per preparare un contenitore cutaneo per interfacciare le connessioni tra gli elettrodi e l'apparecchiatura esterna, tagliare due pezzi da 17,5 millimetri ciascuno contenenti otto fori di spillo da un connettore a strisce perno femmina a singola fila e utilizzare carta vetrata per irrompere le superfici esterne di ciascun pezzo. Utilizzare il fenolo per incollare i pezzi levigati insieme in una cappa aspirante e posizionare il connettore a doppia fila risultante in un contenitore di acqua di 60-80 gradi nella cappa dei fumi per 30 minuti. Mentre la colla si indurisce, tagliare una piastra frontale di 25,6 millimetri dalla striscia.Praticare un foro al centro della piastra frontale. Ingrandire il foro con una pressa da trapano e bisturi per fare un foro rettangolare di 5,4 per 17,4 millimetri centrato al centro della piastra frontale. Finire e quadrare gli angoli del foro con un file.Quando la colla si è asciugata, inserire il bordo del connettore a doppia fila con i fori di diametro maggiore all'interno del foro rettangolare della piastra frontale fino a quando non viene lavato con la superficie della piastra frontale. Utilizzare il fenolo per aderire al connettore alla piastra frontale e posizionare l'assieme in acqua di 60-90 gradi. Quando il fenolo si è indurito, praticare un foro di 1,3 millimetri in ogni angolo della piastra frontale e su ciascun lato della piastra a metà strada da ogni estremità.Tagliare un tubo di 15 millimetri di innesto di poliestere lavorato a maglia e utilizzare un ago ipodermico per infilare fili di acciaio inossidabile attraverso la parete in tre posizioni distanti 3,8 millimetri lungo la lunghezza dell'innesto per fissare il tubo all'assemblaggio. Posizionare tacche equamente distanziate in ogni angolo del connettore per ancorare i fili alla superficie di assieme e utilizzare pinze per ruotare le estremità di ciascun filo per stringere il tubo all'assieme. Quindi fare un segno permanente sul cerotto di poliestere ad un'estremità del contenitore.Fai un'incisione del collo della linea mediana dalla tacca tiroidea al manubrio. Dopo aver esposto il bordo inferiore della cartilagine cricoide in un canino anestetizzato, posizionare il polsino di stimolo su ciascuno degli SLN e delle LRN bilaterali e utilizzare le suture chiuse per chiudere le labbra di ogni polsino. Utilizzare un punzone di biopsia per creare una finestra della cartilagine di quattro millimetri su ciascun lato della superficie anteriore della cartilagine tiroidea ed esporre gli aspetti laterali di entrambi i complessi muscolari cricoarytenoidi laterali tireoarinoidi.Inserire la spina di ogni elettrodo di registrazione EMG nel complesso TA LCA utilizzando un ago calibro 23 e suturare il cerotto in poliestere sulla cartilagine cricoide in ciascuno dei quattro angoli. Posizionare l'elettrodo di stimolazione cerebrale profonda con il suo elettrodo di registrazione EMG filo gancio compagno sotto il muscolo PCA su ciascun lato e utilizzare un endoscopio per confermare che la stimolazione produce un rapimento di piega vocale per ogni canale. Utilizzare 4-0 suture non assorbibili per ancorare gli elettrodi di stimolazione cerebrale profonda alla cartilagine cricoide usando un'ancora che si blocca sul piombo.Inserire tutti i cavi del filo degli elettrodi di registrazione EMG di stimolazione nervosa nel contenitore tramite i loro perni femminili utilizzando uno strumento di inserimento modellato da un emostato. Utilizzare cemento osseo per sigillare la superficie inferiore del recipiente per isolare le giunzioni del perno di piombo. Quando il cemento si è indurito, posizionare il recipiente all'estremità rostrale dell'incisione della linea mediana e suturare il recipiente ai tessuti sottocutanei attraverso la gonna in poliestere.Quindi passare le suture attraverso i fori della piastra facciale per attaccare il bordo della pelle al contenitore. Qui viene visualizzata una registrazione EMG rappresentativa da una delle sessioni di base con le LRN intatte. In una registrazione dal muscolo PCA, la stimolazione RLN produce un artefatto di stimolo seguito da un grande potenziale EMG evocato.In una registrazione dal complesso muscolare cricoarytenoide laterale tireoarytenoide, la stimolazione SLN produce un artefatto di stimolo che è seguito da una risposta muscolare monosinaptica a breve latenza e una risposta di chiusura glottica riflessica polisinaptica a latenza più lunga. In questa registrazione, raffiche di attività spontanea di EMG possono essere registrate dal muscolo PCA durante le normali ispirazioni. Questa attività inspiratoria di EMG aumenta nel corso dell'erogazione di anidride carbonica a una velocità di sweep più lenta.Non c'è innervazione inspiratoria del complesso muscolare cricoarytenoide laterale tireoaritenoide, quindi non dovrebbero essere rilevati potenziali inspiratori da questi muscoli. Questa tecnologia è stata adattata per indagare gli impatti del condizionamento elettrico sulla specificità della re-innervazione dei muscoli facciali del coniglio e anche l'atrofia dei muscoli della lingua del ratto invecchiati.

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The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneo<em&gt; Ex vivo</em&gt; Test funzionale di due retine per<em&gt; In vivo</em&gt; Sistema Elettroretinogramma

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Interfacciamento 3D Engineered neuronali Culture a Micro-Electrode Array: Un innovativo<em&gt; In Vitro</em&gt; Modello sperimentale

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Metodo elettrofisiologiche per la registrazione intracellulare di tensione Risposte di<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori e Interneuroni a luce stimoli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Laterale cronica cranica finestra Preparazione Attiva<em&gt; In Vivo</em&gt; Condizioni seguito distale Medio occlusione dell&#39;arteria cerebrale nei topi

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

Impianto di silicio cronica sonde e registrazione delle cellule ippocampali posto in un apparato di tapis roulant arricchito

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...