Name: a semi-high-throughput imaging method and data visualization toolkit to analyze c. elegans embryonic development
Uploaded: 2019-10-29T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development at JoVE.com

S.D.O. fue apoyado por el Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales patrocinado por la Universidad de California San Diego Institucional De investigación y el Premio de Desarrollo Académico de Carrera (NIH/IRACDA K12 GM068524). A.D. y K.O. contaron con el apoyo del Instituto Ludwig para la Investigación del Cáncer, que también les proporcionó fondos de investigación utilizados para apoyar este trabajo. Estamos agradecidos a Andrew Chisholm por su consejo en las primeras fases de este proyecto, Ronald Biggs por las contribuciones a este proyecto después de la fase inicial de desarrollo del método, y Dave Jenkins y Andy Shiau por el apoyo y el acceso a la molécula de descubrimiento pequeño sistema de imágenes de alto contenido del grupo.

1. Preparación de C. elegans Embryos para imágenes de semi-alto rendimiento
NOTA: El objetivo de esta parte del protocolo es cargar una población de embriones C. elegans semi-sincronizados (etapa de 2 a 8 celdas), diseccionados de cepas marcadoras adecuadas(Figura 2),en una placa de 384 pocillos con fondo de vidrio para la toma de imágenes. Otros formatos de placas también podrían funcionar, pero se prefieren las 384 placas d...

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Este trabajo describe un conjunto de herramientas y métodos que se desarrollaron para permitir esfuerzos a mayor escala para perfilar la función de los genes en el desarrollo embrionario en C. elegans. Nuestro método de semi-alto rendimiento permite imágenes de lapso de tiempo 3D del desarrollo embrionario a una resolución de 20 minutos para 80-100 embriones en un solo experimento. Si bien este protocolo se puede adaptar para su uso con cualquier cepa de marcador deseada, este trabajo demuestra el potencial...

El embrión C. elegans es un importante sistema modelo para la biología celular mecanicista y el análisis de la especificación del destino celular y eventos morfogenéticos que impulsan el desarrollo embrionario1,2,3,4 ,5,6,7,8,9. Hasta la fecha, gran parte de la caracterización de eventos a nivel celular y especificación del destino celular en el embrión se ha logrado utilizando experimentos de imagen uno a uno de resolución temporal relativamente alta (es decir, adquisición cada 10–100 s) de embriones que expresan marcadores fluorescentes. Aunque es muy adecuado para eventos en el orden de segundos a decenas de minutos, este enfoque se convierte técnicamente en limitante para la caracterización de procesos más largos, en el orden de horas a días. El desarrollo embrionario desde el primer escote hasta el final del alargamiento toma alrededor de 10 h. En este tiempo, métodos de semi-alto rendimiento que permitirían imágenes simultáneas de menor resolución de tiempo (es decir, adquisición a intervalos de tiempo de 5-20 min) de cohortes más grandes de embriones, de diferentes condiciones, abrirían una nueva gama de experimentos; por ejemplo, permitir esfuerzos sistemáticos de cribado a gran escala y el análisis del número suficiente de embriones para comparar las consecuencias de las perturbaciones moleculares.
Aquí, describimos un método de semi-alto rendimiento para monitorear la embriogénesis de C. elegans que permite la toma simultánea de imágenes de lapso de tiempo 3D del desarrollo en 80-100 embriones, de hasta 14 condiciones diferentes, en una sola carrera nocturna. El protocolo es fácil de implementar y puede ser llevado a cabo por cualquier laboratorio con acceso a un microscopio con capacidades de visita puntual. Los pasos principales en este protocolo se describen en la Figura 1. En resumen, los embriones se diseccionan de adultos gravídes que expresan marcadores fluorescentes de interés y transfieren embriones jóvenes (etapa de 2-8 células) a pozos de una placa de 384 pocillos para la toma de imágenes. En este formato, el tamaño relativamente pequeño del pozo canaliza los embriones en un área estrecha, lo que facilita la identificación de campos que contienen múltiples embriones para la toma de imágenes de lapso de tiempo. Para mantener un desarrollo más o menos sincrónico en toda la cohorte de embriones, las disecciones se realizan en medios refrigerados y la placa se mantiene en hielo, lo que impide un desarrollo significativo durante la ventana de tiempo de disección de una hora. La placa se transfiere al microscopio y los embriones se filman en una habitación con temperatura controlada durante la noche, a intervalos de tiempo de 20 minutos, utilizando una lente de inmersión en aceite de 60x 1.35 NA, para recoger todo el rango z en pasos de 2 m. Cincuenta campos, cada uno con entre 1-5 embriones, se utilizan en una sola carrera nocturna. Dependiendo del experimento deseado, la resolución de tiempo podría aumentarse (por ejemplo, imágenes a intervalos de 5-10 min) disminuyendo proporcionalmente el número de campos con imágenes.
Con este protocolo, incluso una sola ejecución nocturna genera una cantidad significativa de datos (80-100 embriones repartidos en 50 campos) y experimentos más grandes pueden volverse rápidamente inmanejables con respecto al análisis de datos. Para facilitar el procesamiento, la visualización y el análisis simplificado de estos datos, se creó un programa para recortar y orientar embriones y realizar pasos de preprocesamiento (opcional), y una macro ImageJ que compila los datos para simplificar la visualización. Estos programas se pueden utilizar para procesar imágenes recopiladas utilizando enfoques convencionales, ya que son independientes del método de imagen, que requieren un solo plano de campo brillante. El primer programa toma en un campo 4D que contiene múltiples embriones (opción GUI o código fuente embryoCrop.py) o múltiples campos 4D que contienen múltiples embriones (screenCrop.py), refuerza estrechamente los embriones y los orienta en una configuración anterior-posterior. Estos programas también ofrecen a los usuarios la opción de realizar la resta en segundo plano, la corrección de deriva y la corrección de atenuación. Los archivos resultantes son pilas tiff preprocesadas y estrechamente recortadas para cada embrión que son modificables para el análisis automatizado de imágenes. Para facilitar la visualización de todos los embriones para cada condición, se escribió una macro ImageJ (OpenandCombine_embsV2.ijm), que ensambla todos los embriones de una condición dada en una sola pila tiff y matrices de imágenes de campo brillante y color de proyección de máxima intensidad ( RGB), en paralelo, para cada embrión. Los métodos fueron validados utilizándolos para caracterizar el desarrollo embrionario después de derribar 40 genes de desarrollo descritos anteriormente en un par de cepas personalizadas que expresan marcadores fluorescentes optimizados para visualizar aspectos clave de la capa germinal especificación y morfogénesis10,11. Juntos, el protocolo de imágenes embrionarias de rendimiento semi-alto y las herramientas de procesamiento de imágenes permitirán experimentos de mayor número de muestras y esfuerzos de cribado a gran escala destinados a comprender los procesos de desarrollo. Además, estas cepas también proporcionarán un medio eficaz para examinar los efectos de las perturbaciones moleculares en la embriogénesis.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:1088px;" width="1086">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Aspirator Tube Assembly</td>
			<td style="width:225px;">Drummond Scientific</td>
			<td style="width:491px;">2-000-000</td>
			<td style="width:85px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Calibrated Pipette (25mL)</td>
			<td>Drummond Scientific</td>
			<td>2-000-025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cell Voyager Software</td>
			<td>Yokogawa Electric Corp</td>
			<td>Included with CV1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Conical Tube (15 mL )</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1475-0501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">CV1000 Microscope</td>
			<td>Yokogawa Electric Corp</td>
			<td>CV1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Depression slide (3-well)</td>
			<td>Erie Scientific</td>
			<td>1520-006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissection Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Eppendorf Centrifuge 5810R</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>5811 07336</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ImageJ/FIJI</td>
			<td>Open Source</td>
			<td>https://imagej.net/Fiji</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">M9 Buffer</td>
			<td>Lab Prepared</td>
			<td>https://openwetware.org/wiki/M9_salts</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microcentrifuge Tube (1.5 mLl)</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1615-5500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microseal F-foil Seal</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>MSF1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NGM Plates</td>
			<td>Lab Prepared</td>
			<td>http://www.wormbook.org/chapters/www_strainmaintain/strainmaintain.html#d0e214</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Scalpel #15</td>
			<td>Bard Parker</td>
			<td>REF 371615</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sensoplate Plus, 384 Well, F-bottom, Glass Bottom</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>781855</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tetramisole Hydrochloride</td>
			<td>Sigma Aldirch</td>
			<td>T1512-10G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tweezers, Dumont #3</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>0109-3-PO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">U-PlanApo objective (10&#215; 0.4NA)</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>1-U2B823</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">U-PlanApo objective (60&#215; 1.35 NA)</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>1-U2B832</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a semi-high-throughput imaging method and data visualization toolkit to analyze c. elegans embryonic development

C. elegans es el sistema principal para el análisis sistemático de la especificación del destino celular y eventos morfogenéticos durante el desarrollo embrionario. Un desafío es que la embriogénesis se desarrolla dinámicamente durante un período de aproximadamente 13 h; esta escala temporal de medio día ha limitado el alcance de los experimentos limitando el número de embriones que se pueden crear imágenes. Aquí, describimos un protocolo de semi-alto rendimiento que permite la toma simultánea de imágenes de lapso de tiempo 3D del desarrollo en 80-100 embriones con resolución de tiempo moderada, de hasta 14 condiciones diferentes, en una sola carrera nocturna. El protocolo es sencillo y puede ser implementado por cualquier laboratorio con acceso a un microscopio con capacidad de visita puntual. La utilidad de este protocolo se demuestra utilizándolo para crear una imagen de dos cepas personalizadas que expresan marcadores fluorescentes optimizados para visualizar aspectos clave de la especificación de la capa germinal y la morfogénesis. Para analizar los datos, se construyó un programa personalizado que recorta embriones individuales de un campo de visión más amplio en todos los canales, pasos z y puntos de tiempo y guarda las secuencias de cada embrión en una pila tiff independiente. El programa, que incluye una interfaz gráfica de usuario (GUI) fácil de usar, agiliza el procesamiento de datos aislando, preprocesando y orientando uniformemente embriones individuales en preparación para la visualización o el análisis automatizado. También se suministra una macro ImageJ que compila datos de embriones individuales en un archivo multipanel que muestra la proyección de fluorescencia de máxima intensidad e imágenes de campo brillante para cada embrión en cada punto de tiempo. Los protocolos y herramientas descritos en este documento fueron validados utilizándolos para caracterizar el desarrollo embrionario tras el derribo de 40 genes de desarrollo descritos anteriormente; este análisis visualizó fenotipos de desarrollo previamente anotados y reveló otros nuevos. En resumen, este trabajo detalla un método de imagen de rendimiento semi-alto junto con un programa de recorte y una herramienta de visualización ImageJ que, cuando se combina con cepas que expresan marcadores fluorescentes informativos, acelera en gran medida los experimentos para analizar desarrollo embrionario.

Un desafío significativo en la caracterización del efecto de las perturbaciones moleculares en el desarrollo embrionario de C. elegans es que los embriones tardan alrededor de 10 horas en progresar desde la primera escisión hasta el final del alargamiento a 20o16. Un método de semi-alto rendimiento en el que se pueden tomar imágenes simultáneas de grandes cohortes de embriones es útil para eventos en este escala temporal porque permite la toma de imágenes de múltiples condiciones...

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A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

Este trabajo describe un protocolo de semi-alto rendimiento que permite imágenes simultáneas de lapso de tiempo 3D de embriogénesis en embriones de 80-100 C. elegans en una sola carrera nocturna. Además, se incluyen herramientas de visualización y procesamiento de imágenes para agilizar el análisis de datos. La combinación de estos métodos con cepas de reportero personalizadas permite un seguimiento detallado de la embriogénesis.

Un método de imágenes de semi-alto rendimiento y un kit de herramientas de visualización de datos para analizar el desarrollo embrionario de C. elegans

C. elegans is the premier system for the systematic analysis of cell fate specification and morphogenetic events during embryonic development. One ...

La embriogénesis de C.elegans toma alrededor de 13 horas, y generalmente se monitorea filmando un embrión a la vez. Nuestro protocolo, sin embargo, permite la toma simultánea de imágenes de lapso de tiempo 3D de 80 a 100 embriones. La capacidad de recopilar datos para un gran número de embriones C.elegans en desarrollo abre una nueva gama de experimentos, incluido el análisis cuantitativo de eventos de desarrollo y pantallas a gran escala.Este protocolo se puede adaptar fácilmente para capturar diferentes procesos de desarrollo o para imaginar embriones que expresan cualquier combinación de marcadores en tejidos de interés. Es difícil dispersar adecuadamente los embriones dentro de los pozos. Deben estar cerca para permitir la captura de múltiples embriones por campo sin aglutinar en diferentes planos Z.Recomendamos usar dos investigadores para la disección lado a lado, sobre hielo y bloquear los pozos no utilizados. También demostraremos algunos trucos útiles para configurar rápidamente una placa de 384 pozos bien escenificada. Comience sellando una placa de 384 bien con fondo de vidrio con lámina adhesiva PCR para enmascarar pozos no utilizados.Usa una maquinilla de afeitar o bisturí para cortar la lámina y exponer un subconjunto de los pozos para su uso. Agregue 70 microlitros de TMHC recién preparado en cada pozo y mantenga la placa sobre hielo. Excluya las dos filas exteriores de la placa para evitar efectos de borde.Para una rápida preparación de la muestra, se recomienda la disección en paralelo por dos investigadores. Cuando toda la solución haya sido chapada, utilice pinzas finas y un microscopio de disección para transferir alrededor de 10 adultos gravid a 150 microlitros de solución TMHC helada dentro de un portaobjetos de depresión por condición. Usando las pinzas y un bisturí, diseccione los gusanos para liberar los embriones y cargue una pipeta capilar tirada en un aspirador de boca.Utilice la pipeta bucal para transferir todos los embriones de dos a ocho células en los pozos individuales de la placa preparada y examine la placa para confirmar que no hay agregados dentro de ningún pozo. Cuando se hayan recogido todos los embriones, asiente los especímenes por centrifugación y utilice una toallita empapada de etanol para eliminar cualquier residuo del fondo de la placa. Coloque la placa en el soporte de placa de un microscopio confocal equipado con un entorno de temperatura controlada y utilice el objetivo 10X para realizar un pre-escaneo de cada pozo para identificar campos con embriones adecuados.Al final del escaneo, cambie al objetivo 60X, ajuste el plano focal en cada punto para crear una imagen de uno a cuatro campos por pozo y adquiera 18 secciones Z a intervalos de dos micrómetros cada 20 minutos durante 10 horas. Cuando se hayan adquirido todas las imágenes, realice una exploración de campo brillante baja y bien, aproximadamente de 20 a 24 horas después del inicio de la toma de imágenes durante la noche para evaluar la letalidad embrionaria. Para el recorte automatizado utilizando embryoCropUI ejecutable, primero descargue el programa de Zenodo y los archivos de prueba.zip para determinar si el programa funciona correctamente en la plataforma. Una vez descargado, descomprima y navegue para encontrar el archivo ejecutable embryoCropUI y haga doble clic para iniciar el programa. Seleccione Abrir para cargar el primer campo de visión 4D específico para recortar.Al recortar una serie TIFF con varias dimensiones, cargue solo la primera imagen de la serie dentro de la carpeta. Cuando se hayan cargado todas las imágenes, especifique los parámetros de imagen, seleccione la resta de fondo y la corrección de atenuación y establezca el orden de recopilación de imágenes y las micras por píxel. A continuación, seleccione ejecutar, se creará un nuevo recorte con etiqueta de subcarpeta en la misma ruta que la carpeta sin recortar y las versiones recortadas se guardarán en esta ubicación.Para la visualización, descargue el plugin MSV2 ImageJ abierto y combinado e instrucciones de interfaz de usuario gráfica Zenodorepov2. docx de Zenodo y abrir el plugin en IMageJ. Localice las líneas tres y cuatro e introduzca la ubicación en la que se almacenarán las carpetas de imagen después del recorte.Los nombres de carpeta de imagen de las condiciones que se van a procesar y el identificador alfanumérico único para cada experimento nocturno. Cuando se haya introducido toda la información, haga clic en Ejecutar. Aparecerá una ventana que iniciará un mensaje para navegar a la carpeta externa que contiene las carpetas de imágenes recortadas.Una vez seleccionado aparecerá otra ventana que permitirá la especificación de los parámetros de imagen. Haga clic en Aceptar. El archivo compuesto comenzará a ensamblar.Cuando se haya generado el compuesto, revise los archivos que se dejan abiertos. Cuando se capturan imágenes en conjunto cepas de reporteros personalizados proporcionan lecturas informativas para la mayoría de los eventos de desarrollo importantes. Incluyendo especificación de sulfato, intercalación dorsal, cerramiento epidérmico, elongación y neurogénesis.24 horas después de la inyección es un punto de tiempo óptimo para la toma de imágenes. A partir de este momento, el agotamiento de las proteínas maternas y la inhibición de la expresión génica cigoótica son eficaces, produciendo fenotipos de firma distintos y altamente reproducibles en un amplio espectro de genes implicados en la especificación del sulfato y la morfogénesis. Es importante ser paciente durante los pasos de disección y selección de embriones.Minimizar el aglomerado y seleccionar los planos focales adecuados también son esenciales para garantizar datos de alta calidad. Nuestro protocolo se puede realizar con una variedad de cepas de marcadores fluorescentes y en combinación con RNAi o mutantes. Nuestras herramientas de procesamiento permiten un análisis de datos simplificado, automatizado o manual.Usando las cepas, métodos y herramientas descritas aquí nuestro grupo realizó una pantalla de alto contenido basada en ARNi dirigida a aproximadamente 2.000 genes necesarios para el desarrollo embrionario. Los métodos de rendimiento semi-alto eran esenciales para este proyecto.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

A Semi-high-throughput Imaging Method and Data Visualization Toolkit to Analyze C. elegans Embryonic Development

Visualization of Chondrocyte Intercalation and Directional Proliferation via Zebrabow Clonal Cell Analysis in the Embryonic Meckel&#8217;s Cartilage

Visualization of Chondrocyte Intercalation and Directional Proliferation via Zebrabow Clonal Cell Analysis in the Embryonic MeckelÃƒÂ¢Ã¢â€šÂ¬Ã¢â€žÂ¢s Cartilage

Visualización de condrocitos Intercalación y direccional proliferación a través de análisis celular clonal Zebrabow en el cartílago de la embrionaria Meckel

Development of the vertebrate craniofacial structures requires precise coordination of cell migration, proliferation, adhesion and differentiation. ...

Investigación

Biología del Desarrollo

Transcriptome Profiling of In-Vivo Produced Bovine Pre-implantation Embryos Using Two-color Microarray Platform

Transcriptome Profiling of In-Vivo Produced Bovine Pre-implantation Embryos Using Two-color Microarray Platform

Transcriptoma de perfiles de<em&gt; In-Vivo</em&gt; Productos fabricados preimplantación de embriones bovinos mediante plataforma de microarrays de dos colores

Early embryonic loss is a large contributor to infertility in cattle. Moreover, bovine becomes an interesting model to study human preimplantation embryo ...

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

Un método de montaje versátil para largo plazo de imágenes de Desarrollo de pez cebra

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

A Simple Method to Identify Kinases That Regulate Embryonic Stem Cell Pluripotency by High-throughput Inhibitor Screening

Un método simple para identificar quinasas que regulan la pluripotencia de las células madre embrionarias mediante la detección de inhibidores de alto rendimiento

Embryonic stem cells (ESCs) can self-renew or differentiate into all cell types, a phenomenon known as pluripotency. Distinct pluripotent states have been ...

Visualization and Quantitative Analysis of Embryonic Angiogenesis in Xenopus tropicalis

Visualization and Quantitative Analysis of Embryonic Angiogenesis in Xenopus tropicalis

Visualización y análisis cuantitativo de la angiogénesis embrionaria<em&gt; Xenopus tropicalis</em

Blood vessels supply oxygen and nutrients throughout the body, and the formation of the vascular network is under tight developmental control. The ...

Multi-Photon Time Lapse Imaging to Visualize Development in Real-time: Visualization of Migrating Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

La proyección de imagen de lapso tiempo multi-Photon para visualizar el desarrollo en tiempo real: visualización de la migración de las células de cresta Neural en embriones de pez cebra

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to ...

Immobilization of Caenorhabditis elegans to Analyze Intracellular Transport in Neurons

Immobilization of Caenorhabditis elegans to Analyze Intracellular Transport in Neurons

Inmovilización de Caenorhabditis elegans para analizar el transporte intracelular en las neuronas

Axonal transport and intraflagellar transport (IFT) are essential for axon and cilia morphogenesis and function. Kinesin superfamily proteins and dynein ...

Organotypic Culture Method to Study the Development Of Embryonic Chicken Tissues

Cultura Organotypic método para estudiar el desarrollo de tejidos de embrión de pollo

The embryonic chicken is commonly used as a reliable model organism for vertebrate development. Its accessibility and short incubation period makes it ...

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

Análisis computacional de lo elegans de Caenorhabditis del Germline para estudiar la distribución de núcleos, proteínas y citoesqueleto

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

Isotropic Light-Sheet Microscopy and Automated Cell Lineage Analyses to Catalogue Caenorhabditis elegans Embryogenesis with Subcellular Resolution

Microscopía de lámina de luz isotrópica y análisis de linaje celular automatizado para catalogar Caenorhabditis elegans embriogénesis con resolución subcelular

Caenorhabditis elegans (C. elegans) stands out as the only organism in which the challenge of understanding the cellular origins of an entire nervous ...