Name: optocardiography and electrophysiology studies of ex vivo langendorff-perfused hearts
Uploaded: 2019-11-07T14:00:00
Duration: 9 min 52 s
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Die Autoren danken Dr. Matthew Kay für seine hilfreiche experimentelle Anleitung und Manelle Ramadan und Muhaymin Chowdhury für technische Hilfe. Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health (R01HL139472 bis NGP, R01 HL139712 to NI), Children es Research Institute, Children es National Heart Institute und Sheikh Zayed Institute for Pediatric Surgical Innovation unterstützt.

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Obwohl kardiovaskuläre Forschungsmodelle von zellulären bis hin zu In-vivo-Präparaten reichen, besteht ein inhärenter Kompromiss zwischen klinischer Relevanz und experimenteller Nützlichkeit. In diesem Spektrum bleibt das isolierte Langendorff-perfundierte Herz ein nützlicher Kompromiss für das Studium der Herzphysiologie48. Das gesamte Herzmodell stellt ein höheres Maß an funktioneller und struktureller Integration dar als Einzelzellen- oder Gewebemonolayer, vermeidet aber auch die verwirrenden Komplexitäten, die mit In-vivo-Modellen verbunden sind. Ein großer Vorteil bei zwei optischen Kartierungsexperimenten ist, dass die Epikardinatidiale Oberfläche des isolierten Herzens beobachtet werden kann und fluoreszenzbildgebungsbildende Transmembranpotential und Kalziumhandhabung zur Überwachung der Herzphysiologie34verwendet werden können.
Nagetiermodelle werden am häufigsten für isolierte Herzpräparate im Gegensatz zu größeren Tieren verwendet, was zum Teil auf die damit verbundenen Kosten für die Aufdimensionierung aller beteiligten Elemente zurückzuführen ist (z. B. Lösungsvolumen, Perfusionskreislauf, Farbmenge und mechanische Entkoppler). zusammen mit größerer Instabilität und Neigung für Arrhythmien bei größeren Tieren10,36,49. Ein Vorteil bei der Verwendung von Schweineherzen ist, dass sie dem menschlichen Herzen in Struktur, Größe und Kontraktionsrate sehr ähnlich sind, wodurch hämodynamische Parameter wie koronare Durchblutung und Herzleistung genauer modelliert werden. Ebenso haben Menschen und Schweine ähnliche Kalziumhandhabung, Elektrokardiogrammintervalle37und Aktionspotential Morphologie einschließlich der zugrunde liegenden Kanäle, dass es12,50,51, 52. Dieses Protokoll beschreibt detailliert die Schritte zur Erstellung eines reproduzierbaren großen Tiermodells, um die Myokardfunktion umfassend zu charakterisieren. Die gleichzeitige Bildgebung von Transmembranspannung (RH237) und intrazellulärem Kalzium (Rhod2), das in Verbindung mit etablierten elektrophysiologischen Protokollen verwendet wird, bietet die Möglichkeit, Mechanismen zu lokalisieren, die für veränderte Funktion. Die beschriebene Methodik kann für präklinische Sicherheitstests, toxikologische Seuchen und die Untersuchung genetischer oder anderer Krankheitspathologien verwendet werden. Darüber hinaus kann die beschriebene Methodik für den Einsatz mit anderen Herzmodellen (z.B. Wein, Mensch) je nach Forschungsschwerpunkt53,54,55modifiziert und angepasst werden.
Beim Übergang von einem kleineren Nagetiermodell zu einem größeren Schweinemodell für isolierte, ganzherzige Präparate sind einige wichtige Änderungen zu beachten. Während der Vorbereitung und Einrichtung empfehlen wir, albumin in die Perfusate aufzunehmen, um den Onkotischen Druck aufrechtzuerhalten und Ödeme (plus Antischaum, falls erforderlich)56,57,58,59zu reduzieren. Darüber hinaus kann Perfusate, das Albumin enthält, auch in Stoffwechselstudien helfen, die auch eine Fettsäure-Supplementierung zu den Medien erfordern60,61. Im Gegensatz zu Nagetierherzen muss das größere Schweineherz aufgrund seines geringeren Oberflächen-Volumen-Verhältnisses und des erhöhten Volumens erwärmter Medien, die durch die Herzkranzgefäße fließen, die Temperatur besser halten, nicht in warme Medien getaucht werden. Wie bereits erwähnt, platzierten wir Temperatursonden innerhalb des rechten Ventrikels und auf der Epikardialoberfläche sowohl der rechten als auch der linken Ventrikel, wodurch an allen drei Stellen der Studie nur geringe Temperaturschwankungen von 1 bis 2 °C beobachtet wurden. Wichtig ist, dass solche schnelleren Durchflussraten auch die Wahrscheinlichkeit von Blasen und einer potenziellen Embolie erhöhen können. Um dieses Problem zu umgehen, empfehlen wir die Verwendung einer Blasenfalle mit großen Bohrungsschläuchen, die direkt zur Aortenkanüle führen. In ähnlicher Weise fanden wir es am nützlichsten, zwei Personen zu haben, die zusammen arbeiten, um die Aorta auf einem größeren (und schwereren) Herzen zu kleben; eine Person, um die Aorta offen mit robusten Hämostaten zu halten und eine andere, um die Aorta an der Kanüle mit Nabelband zu sichern. In der beschriebenen Methodik fanden wir heraus, dass Perfusion mit Kardioplegie und Defibrillation für die Herzerholung von entscheidender Bedeutung sind, was im Gegensatz zu Nagetierherzpräparaten steht. Nach unserer Erfahrung nahmen nur wenige ausgeschnittene Herzen die normale Sinus-getriebene Aktivität ohne Kardioversion wieder auf.
Um optische bildgebende Endpunkte zu verbessern, schränkte ein hängendes Herzpräparat die Wirkung von Blendung ein, die bei einem untergetauchten Herzen auftreten kann. Darüber hinaus vermeidet das hängende Herz auch jede Kompression oder Gefährdung der Herzkranzgefäße auf dem hinteren Aspekt des Herzens, die auftreten können, wenn das Herz horizontal für vertikale Bildgebung nach unten gelegt wird. Wir fanden auch heraus, dass das Laden von Fluoreszenzfarbstoffen nach der Blasenfalle (in der Nähe der Aortenkanüle) die Gewebefärbung und optische Signale erheblich verbesserte. Um die Endpunkte der Herzelektrophysiologie zu verbessern, erleichterte die Verwendung einer größeren koaxialen Stimulationselektrode ein erfolgreiches Vorhoftempo. Obwohl wir die Verwendung von Elektrokardiogrammen beschreiben, um die Erfassung und den Verlust der Erfassung für verschiedene EP-Parameter zu identifizieren, können auch intrakardiale Katheter oder bipolare Aufzeichnungselektroden verwendet werden.
Unsere Studie konzentrierte sich auf die Entwicklung einer Methodik für die duale optische Kartierung und die elektrische Beurteilung von Herz in einem isolierten, intakten Schweineherzmodell. Aufgrund von Ähnlichkeiten mit dem jugendlichen menschlichen Herz bleibt das Schweineherz ein beliebtes Modell für Studien, die sich auf die pädiatrische Kardiologie oder angeborene Herzfehler konzentrieren. Wichtig ist, dass der beschriebene Ansatz an die Verwendung mit größeren Erwachsenenherzen und/oder verschiedenen Arten von Interesse angepasst werden kann. In der Tat können andere Laboratorien feststellen, dass die Verwendung von Hund oder menschlichen Herzen (entweder Spender oder erkrankt) für ihren spezifischen Forschungsschwerpunkt53,54,55besser anwendbar sind. Eine weitere mögliche Einschränkung dieser Studie ist die Verwendung eines mechanischen Entkopplers, um Bewegungsartefakt während der Bildgebung zu reduzieren. Blebbistatin ist aufgrund seiner minimalen Auswirkungen auf EKG-Parameter, Aktivierung und Feuerfestperioden41,62,63zum Entkoppler der Wahl in kardialen Bildgebungsanwendungen geworden. BDM ist eine kostengünstigere Wahl, die besonders wichtig in großen Tierstudien sein kann, die größere Mengen an Perfusaten und mechanischen Entkopplern erfordern, aber es ist bekannt, dass es einen größeren Einfluss auf Kalium- und Kalziumströme hat, die das Wirkungspotenzial verändern können. Morphologie64,65,66,67. Wenn BDM verwendet wird, beachten Sie, dass APD-Verkürzung erhöht die Herz-Anfälligkeit für schockinduzierte Arrythmias68. Umgekehrt ist die Hauptbeschränkung für die Verwendung von Blebbistatin seine Lichtempfindlichkeit und Phototoxizität, obwohl alternative Formulierungen, die diese Effekte reduziert haben69,70,71. Schließlich nutzt die beschriebene Methodik ein einziges Kamerasystem für duale optische Kartierungsexperimente, aber es ist wichtig zu beachten, dass Forschungsstudien, die sich auf Kammerflimmern und/oder die Verfolgung elektrischer Wellen über die Epikardinatäre konzentrieren. dieser Ansatz müsste geändert werden, um dreidimensionale Panorama-Bildgebung einzubeziehen, wie von anderen15,19,72,73,74,75 beschrieben .

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind weltweit eine der Hauptursachen für Krankheit und Tod. Daher liegt ein Primärforschungsschwerpunkt auf der Optimierung von Methoden, die verwendet werden können, um normale Herzphysiologie und zugrunde liegende Mechanismen zu untersuchen, die zur Morbidität und Mortalität beim Menschen beitragen können. Grundlegende kardiovaskuläre Forschung hat sich traditionell auf Kleintiermodelle, einschließlich Nagetiere und Kaninchen1,2,3, aufgrund der Verfügbarkeit von genetisch veränderten Arten4,5, kostengünstiger, geringerer experimenteller Stellfläche und höherer Durchsatz. Die Verwendung eines Schweinemodells hat jedoch das Potenzial, klinisch relevantere Daten zu liefern6. Tatsächlich haben frühere Studien Ähnlichkeiten in der Herzelektrophysiologie (EP) zwischen Mensch und Schwein dokumentiert, einschließlich ähnlicher Ionenströme7, Wirkungspotentialform8und Reaktionen auf pharmakologische Tests9. Darüber hinaus hat das Schweineherz Kontraktil- und Entspannungskinetik, die mit Menschen besser vergleichbar sind als Nagetiere oder Kaninchen10. Im Vergleich zu einem Canine-Modell ähnelt die Schweinekoronaranatomie eher einem menschlichen Herz11,12 und ist das Modell der Wahl für Studien, die sich auf Herzentwicklung, pädiatrische Kardiologie und/oder angeborene Herzfehler konzentrieren 13. Obwohl es Unterschiede zwischen dem Schwein und dem menschlichen Herzen8gibt, machen diese Ähnlichkeiten das Schweineherz zu einem wertvollen Modell für die kardiovaskuläre Forschung14.
Die retrograde Perfusion des Herzens ist seit der Gründung durch Oskar Langendorffzueinem Standardprotokoll für das Studium der Herzdynamik ex vivo15 geworden. Dementsprechend kann die Langendorff-Perfusion ohne autonome Einflüsse zur Unterstützung eines isolierten, intakten Herzens verwendet werden. Dieses Modell ist ein nützliches Werkzeug, um die Herzelektrophysiologie und Kontraktilität zwischen gesunden und nicht-gesunden Herzen direkt zu vergleichen. Da die Herzdynamik sowohl zeitlich als auch räumlich komplex ist, kann eine leichte Veränderung in einer Region die Fähigkeit des gesamten Herzens, als Syncytium zu arbeiten, dramatisch beeinträchtigen17. Daher ist eine hochräumlich-zeitliche Bildgebung von parameterempfindlichen Farbstoffen ein nützliches Werkzeug zur Überwachung der Herzfunktion über die Oberfläche des Herzens18,19. Die gleichzeitige Dual-Bildgebung von Spannungs- und Kalzium-empfindlichen Fluoreszenzsonden ermöglicht die Beurteilung der elektrischen Aktivität, der Kalziumhandhabung und der Anregungs-Kontraktionskopplung auf Gewebeebene20,21, 22,23,24,25,26,27,28. Langendorff-Perfusion und/oder optische Kartierungstechniken wurden bisher eingesetzt, um den Rückgang der Herzleistung aufgrund von Alterung oder genetischen Mutationen zu dokumentieren und die Sicherheit von pharmakologischen Wirkstoffen oder Umweltexpositionen zu bewerten29 ,30,31,32,33.
Im klinischen Umfeld wird häufig eine invasive kardiale Elektrophysiologie-Studie verwendet, um Herzrhythmusstörungen zu untersuchen, Pathologien zu identifizieren und mögliche Behandlungsmöglichkeiten zu lokalisieren. In ähnlicher Weise beschreiben wir ein EP-Protokoll, das verwendet werden kann, um die Sinusknotenfunktion zu bewerten, die atrioventrikuläre Leitung zu messen und die Refraktorität des Myokardgewebes zu identifizieren. Die beschriebene EP-Studie kann in Verbindung mit optischer Kartierung oder Optokardiographie34durchgeführt werden, um die Herzphysiologie in isolierten Herzen vollständig zu charakterisieren. Im beschriebenen Protokoll wurde eine Fluoreszenz-Bildgebung mit hoher Raumzeit mit einer Kombination von Spannungsfarbstoffen (RH237) und Calcium (Rhod-2AM) in einem Dual-Emissions-Setup durchgeführt. Zusätzlich wurden die Parameter der Herzelektrophysiologie sowohl im Sinusrhythmus als auch als Reaktion auf die programmierte elektrische Stimulation überwacht.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>(-)-Blebbistatin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B0560-5MG</td>
			<td>Mechanical Uncoupler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2,3-Butanedione monoxime (BDM)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>B0753-100G</td>
			<td>Mechanical Uncoupler</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Albumin</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>A9418</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Analog signal interface</td>
			<td>emka Technologies</td>
			<td>itf16USB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antifoam</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A5758-250ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antifoam Y-30 Emulsion</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>A5758</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aortic cannula, 5/16&#8221;</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>45509-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bubble trap</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS430641U-100EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Fisher Scientific, Fair Lawn, NJ</td>
			<td>C77-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Camera, sCMOS</td>
			<td>Andor Technology</td>
			<td>Zyla 4.2 PLUS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coaxial stimulation electrode (atria)</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>73-0219</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Defibrillator</td>
			<td>Zoll</td>
			<td>M Series</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dichroic mirror</td>
			<td>Chroma Technology</td>
			<td>T660lpxrxt-UF2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Differential amplifier</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>DP-304A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emission filter, calcium</td>
			<td>Chroma Technology</td>
			<td>ET585/40m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Emission filter, voltage</td>
			<td>Chroma Technology</td>
			<td>ET710lp</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EP stimulator (Bloom)</td>
			<td>Fisher Medical</td>
			<td>DTU-215B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excitation filter</td>
			<td>Chroma Technology</td>
			<td>CT510/60bp</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excitation lights</td>
			<td>Thorlabs</td>
			<td>SOLIS-525C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>8147K52</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter cartridge, polypropylene</td>
			<td>Pentair</td>
			<td>PD-5-934</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter housing</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>9979T21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow transducer</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>ME6PXN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>158968</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating coil</td>
			<td>Radnoti</td>
			<td>158821</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemofilter</td>
			<td>Hemocor</td>
			<td>HPH 400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic Forceps</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>501326</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Image Splitter</td>
			<td>Cairn Research</td>
			<td>OptoSplit II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>P3911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Scientific, Fair Lawn, NJ</td>
			<td>423-316</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Large-bore tubing, I.D. 3/8&#8221;</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-169-7H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lens 50 mm, 0.95 f-stop</td>
			<td>Navitar</td>
			<td>DO-5095</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metamorph</td>
			<td>Molecular Devices</td>
			<td></td>
			<td>Image Alignment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>M-7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mucasol detergent</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>Z637181-2L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>P2256</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO</td>
			<td>S-3014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Fisher Scientific, Fair Lawn, NJ</td>
			<td>S-233</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle Electrodes 29 gauge, 2 mm</td>
			<td>AD Instruments Inc.</td>
			<td>MLA1204</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Noise eliminator</td>
			<td>Quest Scientific</td>
			<td>Humbug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion pump</td>
			<td>PolyStan</td>
			<td>A/S 1481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure transducer</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>BLPR2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reservoir, 2 liter</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>UX-34541-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RH237</td>
			<td>AAT Bioquest Inc.</td>
			<td>21480</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rhod2-AM</td>
			<td>AAT Bioquest Inc.</td>
			<td>21062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stimulation electrode (ventricle)</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>73-0160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Suture</td>
			<td>McKesson Medical-Surgical</td>
			<td>890186</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transducer amplifier</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>TBM4M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing flow console</td>
			<td>Transonic</td>
			<td>TS410</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Umbilical tape</td>
			<td>Jorvet</td>
			<td>J0025UA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water bath/circulator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89400-970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Tools</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bandage shears</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8448</td>
			<td>Lister Bandage Scissors, Angled, Blunt/Blunt, 42.0mm blade length, 17.0 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrocautery</td>
			<td>Dalwha Corp. Ltd.</td>
			<td>BA2ALD001</td>
			<td>Model: 200 Basic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostat</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7476</td>
			<td>St Vincent Tube Occluding Forceps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostatic forceps</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8960</td>
			<td>Hartmann Hemostatic Forceps, Curved, Serrated 2.2 mm tip width, 9.5 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemostats</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8985</td>
			<td>Halstead-Mosquito Hemostatic Forceps Curved, Serrated, 2mm tip 14cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayo scissors</td>
			<td>WPI</td>
			<td>501749</td>
			<td>14.5 cm, Straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum scissors</td>
			<td>WPI</td>
			<td>501747</td>
			<td>11.5 cm, Straight</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mosquito forceps</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8980</td>
			<td>Halstead-Mosquito Hemostatic Forceps Straight, Smooth, 2mm tip width 12cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8828</td>
			<td>Webster Needle Holders, Straight, Smooth,13.0 cm overall length</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pediatric cross clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-7660</td>
			<td>Cooley-Derra Clamp 6.25&#34; 5mm Calibrations</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Right angle forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>501240</td>
			<td>Baby Mixter Hemostatic Forceps, 14cm, Right Angle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Ted Pella</td>
			<td>549-4</td>
			<td>Scalpel Handle No. 4, 13.7cm Stainless Steel and 10 No. 22 Blades</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8380</td>
			<td>Operating Scissors, Straight, Blunt/Blunt, 42mm blade,12cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Serrated forceps</td>
			<td>WPI</td>
			<td>500363</td>
			<td>Dressing Forceps 15.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Towel clamp</td>
			<td>WPI</td>
			<td>501700</td>
			<td>Backhaus Towel Clamp, 13cm, Curved, Locking handle, SS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weitlaner retractor</td>
			<td>WPI</td>
			<td>501314</td>
			<td>Weitlaner Retractor, Self-Retaining, 10.2cm, 2x3 Sharp Prongs</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disposables</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 prolene suture</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vessel loop</td>
			<td>Aspen surgical</td>
			<td>011001PBX</td>
			<td>Sterion&#174; Vessel Loop, 0.8 x 406mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardioplegia (Plegisol)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>00409-7969-05</td>
			<td>Plegisol; St Thomas crystalloid cardioplegia solution 20ml/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td>300 U/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe and Needle</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td>Various vendors</td>
			<td>60mL &#38; 18G respectively</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Umbilical tape</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>U12T</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optocardiography and electrophysiology studies of ex vivo langendorff-perfused hearts

Kleintiermodelle werden in der kardiovaskulären Forschung am häufigsten verwendet, da genetisch veränderte Arten verfügbar sind und im Vergleich zu größeren Tieren niedrigere Kosten entstehen. Größere Säugetiere eignen sich jedoch besser für translationale Forschungsfragen im Zusammenhang mit normaler Herzphysiologie, Pathophysiologie und präklinischen Tests von therapeutischen Wirkstoffen. Um die technischen Barrieren zu überwinden, die mit dem Einsatz eines größeren Tiermodells in der Herzforschung verbunden sind, beschreiben wir einen Ansatz zur Messung physiologischer Parameter in einem isolierten, von Langendorff durchsetzten Ferkelherz. Dieser Ansatz kombiniert zwei leistungsstarke experimentelle Werkzeuge zur Beurteilung des Zustands des Herzens: die Studie zur Elektrophysiologie (EP) und die gleichzeitige optische Kartierung von Transmembranspannung und intrazellulärem Kalzium unter Verwendung von parameterempfindlichen Farbstoffen (RH237, Rhod2-AM). Die beschriebenen Methoden eignen sich gut für translationale Studien zur Untersuchung des Herzleitsystems, Veränderungen in der Wirkungspotentialmorphologie, Kalziumhandhabung, Anregungs-Kontraktionskopplung und die Inzidenz von Herzalternanen oder Arrhythmien.

Abbildung 1A zeigt ein Diagramm des isolierten Herzperfusionssystems, das den Schlauchkreislauf, die Pumpe, den Filter, den Sauerstoffator, die Reservoirs und Diebeselemente umfasst. Die Platzierung der EKG-Elektroden (Lead-II-Konfiguration) und der Tempoelektroden ist in Abbildung 1Bdargestellt, und die Bildgebung s.i.z. ist in Abbildung 1Cdargestellt. Ein Schaltplan der optischen Komponenten und Lichtpfade ist in Abbildung 1Ddargestellt.
Experimentelle Studien wurden an intakten, ganzen Herzen durchgeführt, die von junggebliebenen Yorkshire-Schweinen isoliert wurden (14 bis 42 Tage, n = 18), die von 2,5 bis 10,5 kg Körpergewicht und 18 bis 137 g Herzgewicht reichten(Abbildung 2A). Nach der Übertragung des isolierten Herzens auf ein Langendorff-System (37 °C) stabilisierte sich die Herzfrequenz innerhalb von 10 min Defibrillation auf 70 x 4,5 bpm (mittelwert) und blieb während der gesamten Studiendauer konstant (Abbildung 2B). Es wurde ein durchschnittlicher Durchfluss von 184 x 17 ml/min (mittelwert ig SEM) gemessen, der sich auf 70 x 7,5 ml/min verlangsamte, nachdem er mit erwärmten Medien, die einen mechanischen Entkoppler enthielt, durchdrung war (Abbildung 2C).
Blei-II-EKGs wurden während der gesamten Dauer der Studie während des Sinusrhythmus (Abbildung 3A) oder als Reaktion auf externes Tempo (Abbildung 3B-E) zur Quantifizierung elektrophysiologischer Parameteraufgezeichnet. Für die EP-Bewertung wurde das dynamische Tempo (S1-S1) auf das rechte Atrium angewendet, um die WBCL und SNRT (Wiederherstellungszeit nach Beginn von S1-S1, Abbildung 3C) zu bestimmen, wobei WBCL als die kürzeste PCL bezeichnet wurde, die eine Probe zur ventrikulären Leitung einleitete. Ein S1-S2-Schrittprotokoll wurde mit einer bipolaren Stimuluselektrode am linken Ventrikel implementiert, um das kürzeste Kopplungsintervall zu identifizieren, das eine ventrikuläre Depolarisation initiierte, wodurch VERP ermittelt wurde (Abbildung 3D). Alternativ wird ein S1-S2-Trial-Tempoprotokoll angewendet, um AVNERP (S1-S2) zu lokalisieren, wie in Abbildung 3Edargestellt. Repräsentative Beispiele für die Parameter der Schweineherzelektrophysiologie stimmen eng mit den zuvor veröffentlichten37überein.
Optische Kartierungsexperimente wurden während des Sinusrhythmus, des spontanen Kammerflimmerns(Abbildung 4) oder während des dynamischen Tempos (S1-S1) des linken Ventrikels (LV) durchgeführt, um elektrische und Kalzium-Restitutionskurven zu erzeugen, die in Abbildung 5. Repräsentative Bilder eines mit Farbstoffen belasteten Ferkelherzens sind in Abbildung 4 mit entsprechenden optischen Wirkungspotentialen (Vm) und Calcium (Ca)-Transienten dargestellt, die aus zwei Interessenbereichen auf der Epikardenoberfläche (rechte Herzkammer [RV] = blau, LV = rot) gesammelt wurden. . Unverarbeitete Signale werden während des Sinusrhythmus und beim Kammerflimmern angezeigt. Wie bereits erwähnt, wurde dynamisches Epikardial-Pacing (S1-S1) auch bei optischen Kartierungsexperimenten verwendet, um einen geringfügigen Unterschied in der intrinsischen Herzfrequenz zu normalisieren (Abbildung 5A-E). Es werden Rohe Signale (RV = blau, LV = rot) angezeigt, die verwendet wurden, um das Aktionspotential darzustellen — Kalziumtransiente Kopplungszeit (Abbildung 5C), Aktivierung und Dauer (Abbildung 5D), elektrische und Kalziumrestitution (Abbildung 5E). Für dicke myokardische Präparate eignet sich die räumliche Filterung mit einer Kerngröße von 3 mm x 3 mm für epikardiale Wirkungspotentiale oder Kalziumtransientenanalyse19,47. Dementsprechend werden Bilder mit hoher räumlicher Auflösung (in den beschriebenen Setup1240 x 1024 insgesamt oder 620 x 512 pro Kanal, 6,5 m Pixelgröße) oft räumlich während oder nach der Erfassung(Abbildung 5C)abgetrennt. Die Bildverarbeitung kann durchgeführt werden, um Aktivierungs- und Repolarisationskarten mit benutzerdefinierten Algorithmen23,33,43,45 ( Abbildung3D) zu generieren. Jedes Pixel auf dem Herzen wurde als die maximale Ableitung des Aktionspotentials oder des kalziumtransienten Aufschlags definiert.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60472/60472fig01.jpg"> Abbildung 1: Versuchsaufbau. (A) Diagramm des isolierten Herzperfusionssystems; Pfeile bezeichnen die Strömungsrichtung. (B) Ein kanüliertes Herz wird mit Elektrodenplatzierung angezeigt. RA = rechte Vorhöfin, RV = rechter Ventrikel, LV = linker Ventrikel, EKG = Blei-II-Elektrokardiogramm. (C) Die bildgebende Plattform in unmittelbarer Nähe zum Herzgewebe. (D) Die Emission jeder komplementären Sonde (Spannung, Kalzium) wird durch Wellenlänge durch eine Bildspaltungsvorrichtung mit geeigneten Emissionsfiltern und dichroitischem Spiegel getrennt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60472/60472fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60472/60472fig02.jpg"> Abbildung 2: Herzgewichts-, Raten- und Durchflussmessungen. (A) Verhältnis von Herzgewicht zu Körpergewicht für jedes in der Studie verwendete Ferkel (n = 18). (B) Herzfrequenz gemessen 10 min nach Defibrillation und wieder am Ende der Studie (ca. 1 h). (C) Der koronare Fluss sinkt nach perfusion mit einem mechanischen Entkoppler (+BDM) aufgrund des reduzierten Sauerstoffbedarfs steil ab. Maßstabsleisten stehen für den Mittelwert SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60472/60472fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60472/60472fig03.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative Beispiele für Blei-II-Elektrokardiogrammaufnahmen, die während des Sinusrhythmus oder als Reaktion auf externes Tempo gesammelt wurden. (A) Normaler Sinusrhythmus. (B) Beispiel für epikardiale Pacing bei einer Zykluslänge von 400 ms (S1-S1), das für bildgebende Experimente verwendet wurde. (C) Oben: Vorhofschritt zur Identifizierung von WBCL; eine erfolgreiche Erfassung wird bei S1 = 250 ms beobachtet, wobei eine vorgerichtliche bis ventrikuläre Leitung beobachtet wird. Beachten Sie, dass Vorhof-Tempo verwendet werden kann, um SNRT zu bestimmen (Zeit bis zur Sinusknotenentladung, nach Beginn des externen Tempos). Unten: Da die S1-Zykluslänge auf 205 ms verringert wird, schlägt die Leitung zum Ventrikel fehl. (D) Oben: Epikardiale Schrittdieses (S1-S2) zur Identifizierung von VERP; Eine erfolgreiche Erfassung wird bei S1 = 450 ms beobachtet, S2 = 300 ms. Unten: Da die S2-Zykluslänge auf 250 ms verringert wird, kann das ventrikuläre Gewebe nicht erfassen. (E) Vorhof-Tempo (S1-S2) zur Identifizierung von AVNERP. Oben: Erfolgreiche Erfassung wird bei S1 = 450 ms beobachtet, S2 = 200 ms. Unten: Da die S2-Zykluslänge auf 199 ms verringert wird, schlägt die Leitung zum Ventrikel fehl. Blaue Pfeile bezeichnen Tempospitzen, rote Pfeile bezeichnen die Erfassung ('C') oder keine Erfassung ('NC'). S1-S1 = dynamisches Tempo, S1-S2 = Extrastimulus-Tempo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60472/60472fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60472/60472fig04.jpg"> Abbildung 4: Optische Daten während des Sinusrhythmus und des Kammerflimmerns. Links: Repräsentative Bilder eines mit Farbstoffen beladenen Schweineherzens (Vm = Spannung, RH237; Ca = Calcium, Rhod2), vordere Ansicht. Räumlich gefilterte Transmembranspannung und intrazelluläre Calciumfluoreszenzsignale eines Schweineherzens während des Sinusrhythmus (Mitte). Spannungs- und Kalziumsignale beim Kammerflimmern (rechts). Die Größe des Signalbereichs (15 x 15 Pixel = 2,4 x 2,4 mm2, 30 x 30 = 4,8 x 4,8 mm2 Kernelgröße) wird als rote und blaue Quadrate dargestellt. Einheiten = F/F. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60472/60472fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60472/60472fig05.jpg"> Abbildung 5: Optische Daten von Langendorff-durchfundierten Schweineherzen. Unverarbeitete, räumlich gefilterte (A) Transmembranspannung und (B) intrazelluläre Calciumfluoreszenzsignale von den rechten und linken Ventrikeln während des elektrischen Tempos an der Spitze. Ungefilterte, räumlich gemittelte Signale zeigen optische Aktionspotentiale und Kalziumtransienten aus Interessengebieten (Signaleinheiten sind F/F). (C) Eine Überlagerung normalisierter Transienten veranschaulicht die Wirkungspotential-Calcium-Transienten-Kopplungszeit (Tiefpass gefiltert bei 75 Hz). (D) Verarbeitung von Signalen über die Epikardinle, um isochronale Karten von zeitlichen Parametern zu erzeugen, einschließlich Aktivierungszeit(t-Akt) und 80% Repolarisationszeit. (E) Elektrische und kalziumtransiente Restitutionskurven, die bei mehreren Frequenzen (links) mit statistischer Analyse (rechts) erzeugt werden, um längere Repolarisationszeiten bei langsameren Taktzykluslängen zu veranschaulichen. Skalenbalken = Mittelwert - SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60472/60472fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Chemische</td>
			<td>Formel</td>
			<td>Molekülmasse</td>
			<td>g/L</td>
		</tr>
<tr>
<td>Natriumchlorid</td>
			<td>Nacl</td>
			<td>58.44</td>
			<td>5.26</td>
		</tr>
<tr>
<td>Natriumglukonat</td>
			<td>C6H11NaO7
</td>
			<td>218.14</td>
			<td>5.02</td>
		</tr>
<tr>
<td>Natriumacetat-Trihydrat</td>
			<td>C2H3NaO2•3H2O</td>
			<td>136.08</td>
			<td>3.68</td>
		</tr>
<tr>
<td>Kaliumchlorid</td>
			<td>Kcl</td>
			<td>74.55</td>
			<td>0.63</td>
		</tr>
<tr>
<td>Magnesiumchlorid (wasserfrei)</td>
			<td>MgCl2
</td>
			<td>95.21</td>
			<td>0.1405</td>
		</tr>
<tr>
<td>8,4% Natriumbicarbonat</td>
			<td>NaHCO3
</td>
			<td>84.01</td>
			<td>13</td>
		</tr>
<tr>
<td>Mannitol</td>
			<td>C6H14O6
</td>
			<td>182.17</td>
			<td>16.3</td>
		</tr>
<tr>
<td>Magnesiumsulfat</td>
			<td>MgSO4
</td>
			<td>120.37</td>
			<td>4</td>
		</tr>
<tr>
<td>Ph</td>
			<td>7.4</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Osmolarität (mOsmol/L)</td>
			<td>294</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Geändertes cardioplegia-Rezept von del Nido.

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Optocardiography and Electrophysiology Studies of Ex Vivo Langendorff-perfused Hearts

Ziel dieser Studie war es, eine Methode zur Untersuchung der Herzdynamik anhand eines translationalen Tiermodells zu etablieren. Der beschriebene experimentelle Ansatz beinhaltet eine duale Emissions-Optokardiographie in Verbindung mit einer elektrophysiologischen Studie zur Beurteilung der elektrischen Aktivität in einem isolierten, intakten Schweineherzmodell.

Optokardiographie und Elektrophysiologie Studien an Ex Vivo Langendorff-perfundierten Herzen

Small animal models are most commonly used in cardiovascular research due to the availability of genetically modified species and lower cost compared to ...

Herz-Kreislauf-Störungen sind weltweit die häufigste Todesursache. Das isolierte Herzmodell, das wir hier präsentieren, kann als experimentelles Fenster in die menschliche Herzdynamik dienen. Dieser Ansatz kombiniert eine klassische elektrophysiologische Studie mit der gleichzeitigen optischen Kartierung von Transmembranspannung und interzellulärem Kalzium, um den Zustand des Herzens zu bewerten.Diese Methode kann auf Krankheitsmodellierung, Pharmakologie und toxikologische Studien angewendet werden. Einer unserer Schwerpunkte ist beispielsweise die Charakterisierung der Auswirkungen von Glassizern auf die Herzelektrophysiologie. Obwohl diese Methode technisch anspruchsvoller ist als ein Protokoll, das ein kleineres Tiermodell verwendet, ist das Protokoll insgesamt relativ einfach, sobald alle Teile vorhanden sind.Es ist schwierig, alle Komponenten eines Bildgebungs- und Perfusionssystems durch Text zu beschreiben, daher hilft die visuelle Demonstration dieses Prozesses bei der Reproduktion einer erfolgreichen Vorbereitung. Nachdem Sie das Herz mit der aufsteigenden Aorta intakt isoliert haben, tauchen Sie das ausgeschnittene Organ in eiskalte Kardioplegie und greifen sie mit einem Paar Hämostaten an die Wand der Aorta. Schieben Sie das Gefäß auf eine gerippte Kanüle, die an Schläuchen befestigt ist, die mit einem Liter eiskaltem Cardioplegiemedium verbunden sind, das etwa 95 Zentimeter über dem Herzen schwebt.Lassen Sie die Flüssigkeit die Aorta füllen, bis das Gefäß überläuft, um zu verhindern, dass Blasen in die Vaskulatur eindringen, und verwenden Sie Nabelband, um die Aorta an der Kanüle zu sichern. Binden Sie die Hämostate, um das Gewicht des Herzens zu tragen, wie es von der Kanüle hängt, um das Gewebe weiter zu sichern und das kalte Medium zu retrograd das Herz bei einem konstanten Druck von 70 Millimeter Quecksilber durch die Schwerkraft durchdringen lassen. Übertragen Sie das Hören auf das 37 Grad Celsius Langendorff-System, ohne Luft in die Kanüle zu bringen.Und lassen Sie den normalen Sinus-Rhythmus die Vaskulatur des verbleibenden Blutes und Der Kardioplegie spülen. Im Falle von stoßbaren Arrhythmien, platzieren Sie externe Paddel an der Spitze und Basis des Herzens, um die Orgel zu schwächen, liefert einen einzigen Schock bei fünf Joule und erhöht sich in fünf Joule-Schritten, bis 50 Joule, Kardioversion oder unschockable Rhythmus erreicht wird. Dann spülen Sie das Herz mit mindestens einem Liter modifiziertem Krebs-Henseleit-Medium ohne Rezirkulation, um Restblut und Kardioplegie zu entfernen.Wenn das Medium klar durch das Herz läuft, schließen Sie die Zirkulusschleife, um die Perfusate zu rezirkulieren. Um eine Standard-Leitung zu EKG während des gesamten Studiums aufzuzeichnen, befestigen Sie eine 29-Spur-Nadelelektrode an das ventrikuläre Epikardie in der Nähe der Spitze und befestigen Sie eine weitere Elektrode im rechten Atrium. Schließen Sie die positiven und negativen Eingänge eines Differential-Bioverstärkers an den Scheitelpunkt bzw. das rechte Atrium an und befestigen Sie eine bipolare Stimuluselektrode am rechten Atrium und eine zweite bipolare Stimuluselektrode zum Tempoieren an den seitlichen linken Ventrikel.Beschleunigen Sie das Herz mit einem elektrophysiologischen Stimulator, wobei der Anfangsstrom auf das Doppelte der diastolischen Schwelle und eine Pulsbreite von einer Millisekunde eingestellt ist. Um den Temposchwellenwert zu identifizieren, wenden Sie eine Reihe von Ein- bis Zwei-Milliamp-Impulsimpulsen mit einer Pulsbreite von einer Millisekunde bei definierten Tempozykluslängen an, um eine konsistente Stimulusreaktion zu gewährleisten. Führen Sie zusätzlicheStimulus-Schrittmitmitfahren mit einem Schrittzug S1, S1 oder S1, S2 durch.Verringern Sie die S2-Schrittzykluslänge schrittweise um 10 Millisekunden, bis das Tempo nicht erfasst werden kann. Treten Sie dann auf die vorletzte Schrittzykluslänge auf und verringern Sie die Zykluslängen in Intervallen von einer Millisekunde, um die genaueste Schrittzykluslänge vor dem Verlust der Erfassung zu bestimmen. Um die ventrikuläre effektive Feuerfestperiode zu bestimmen, verwenden Sie die Reizelektrode auf dem seitlichen linken Ventrikel, um das kürzeste S1-, S2-Intervall zu identifizieren, bei dem der vorzeitige S2-Beat eine ventrikuläre Depolarisation initiiert.Um die Wenckebach-Zykluslänge zu definieren, verwenden Sie die Reizelektrode auf dem rechten Atrium, um das kürzeste S1-S1-Intervall zu finden, bei dem sich eine eins-zu-eins-atrioventrikuläre Leitung über den normalen Leitungsweg ausbreitet. Um die Sinusknoten-Wiederherstellungszeit zu definieren, verwenden Sie die Stimuluselektrode auf dem rechten Atrium, um einen S1, S1-Schrittzug anzuwenden und die Zeitverzögerung zwischen dem letzten Impuls im Schrittzug und der Wiederherstellung spontaner sinoatrialer Knoten-vermittelte Aktivität zu messen. Um die atrioventrikuläre Knoten effektive Feuerfestperiode zu etablieren, verwenden Sie die Reizelektrode auf dem rechten Atrium.Finden Sie das kürzeste S1- s2-Kopplungsintervall, bei dem auf die vorzeitige Vorhofstimulation ein Hisbundle-Potenzial folgt, das einen QRS-Komplex auslöst, was eine ventrikuläre Depolarisation bedeutet. Für die optische Kartierung der Transmembranspannung und des intrazellulären Kalziums werden zunächst langsam bis zu fünf Milliliter frisch präparierter Spannungsfarbstoff proximal zur Aortenkanüle addiert, gefolgt von der langsamen Zugabe von frisch zubereitetem Calciumfarbstoff. Positionieren Sie als Nächstes die Bildverarbeitungshardware, um sich auf ein geeignetes Sichtfeld zu konzentrieren, und schließen Sie die Kamera an eine Arbeitsstation an.Erfassen Sie Bilder mit der ausgewählten Software mit einer Belichtungszeit von 5 bis zwei Millisekunden. Und führen Sie eine Bildausrichtung mit Hilfe von Software, die die gewünschten Bereiche teilen und überlagern und eine Graustufensubtraktion oder Pseudo-Farbaddition zu allen Hervorhebungsfehlern anzeigen kann. Wenn die Umgebungsbeleuchtung minimiert ist, testen Sie die LED-Leuchten, um eine gleichmäßige und maximale Epikardialebeleuchtung zu gewährleisten, wie durch die Brunnentiefe des Sensors bestimmt wird.Dann bilde das Myokard während des Sinusrhythmus, des Kammerflimmerns oder des dynamischen Tempos mit der Stimulationselektrode, die auf dem linken Ventrikel positioniert ist, beginnend mit einer Schrittzykluslänge von 350 Millisekunden und einer Verringerung um 10 bis 50 Millisekunden, um Restitutionskurven zu erzeugen. Um den Erwerb eines optischen Qualitätssignals während des gesamten Experiments zu bestätigen, öffnen Sie eine Videodatei, wählen Sie einen Interessenbereich aus, und zeichnen Sie die mittlere Fluoreszenz im Laufe der Zeit. Am Ende des Experiments, entfernen Sie das Herz aus dem System und entleeren Sie die Perfusate.Dann spülen Sie die Systemschläuche und Kammern mit gereinigtem Wasser. Für die routinemäßige Wartung spülen Sie das System bei Bedarf regelmäßig mit Waschmittellösung ab. In diesen repräsentativen Studien wurde das Verfahren an intakten Modellen durchgeführt, wie gezeigt, die in der Größe von 2,5 bis 10,5 Kilogramm Körpergewicht und 18 bis 137 Gramm Herzgewicht reichten.Nach der Übertragung des isolierten Herzens auf ein Langendorff-System stabilisiert sich die Herzfrequenz innerhalb von ca. 10 Minuten Defibrillation auf etwa 70 Schläge pro Minute und bleibt während der gesamten Studiendauer konstant. In der Regel wird ein durchschnittlicher Durchfluss von ca. 184 Milliliter pro Minute gemessen. Es verlangsamt sich auf 70 Milliliter pro Minute, nachdem es mit einem erwärmten Medium, das einen mechanischen Entkoppler enthält, durchdringend wird.Blei zwei EKGs können während der gesamten Dauer der Studie während des Sinusrhythmus oder als Reaktion auf externes Tempo aufgezeichnet werden, um die elektrophysiologischen Parameter zu quantifizieren. Optische Kartierungsexperimente können auch während des Sinusrhythmus und des spontanen Kammerflimmerns durchgeführt werden. Repräsentative Bilder eines mit Farbstoff belasteten Herzens können mit den entsprechenden optischen Wirkungspotentialen erhalten werden.Und Kalziumtransienten können aus zwei Regionen von Interesse auf der Epikardenoberfläche gesammelt werden. Darüber hinaus kann während der optischen Kartierungsexperimente dynamisches Epikardial-Pacing verwendet werden, um geringfügige Unterschiede in den intrinsischen Herzfrequenzen zu normalisieren. Die Rohsignale können verwendet werden, um das Aktionspotential der transienten Kopplungszeit Calcium, die Aktivierungs- und Dauerzeit sowie die elektrische und Kalziumrestitution darzustellen.Es ist wichtig zu vermeiden, dass Blasen in die Aorta gelangen, die Zeit des Transfers vom Tier zum System zu minimieren und das größere Herz zu unterstützen. Elektrophysiologie und optische Signaldaten können nach der Erfassung analysiert werden. Zusätzlich kann das Herz nach der Studie für Histologie, Immunostainierung oder Genexpressionsanalyse erhalten bleiben.Wir verwenden diese Technik, um die entwicklung der jugendlichen Herzkardina zu charakterisieren und die Auswirkungen von Umweltbelastungen auf die Herzphysiologie zu untersuchen. Die mechanischen Entkoppler, die zur Minimierung von Bewegungen verwendet werden, und die Antischaumchemikalien, die verwendet werden, um Albumin-Schaum zu adressieren, sind beide giftig, daher ist die Verwendung der entsprechenden persönlichen Schutzausrüstung absolut notwendig.

Research

JoVE Journal

Medicine

Ex Vivo Culture of Patient Tissue &amp; Examination of Gene Delivery

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Ex vivo-Kultur der Patient Tissue &amp; Prüfung von Gentransfer

This video describes the use of patient tissue as an ex vivo model for the study of gene delivery.  Fresh patient tissue obtained at the time of surgery ...

Forschung

Medizin

Ex Vivo Infection of Live Tissue with Oncolytic Viruses

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Ex-vivo-Infektion von lebendem Gewebe mit onkolytischen Viren

Oncolytic Viruses (OVs) are novel therapeutics that selectively replicate in and kill tumor cells1. Several clinical trials evaluating the effectiveness ...

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

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Verfahren für Menschen V. saphena<em&gt; Ex-vivo-</em&gt; Perfusion und Außen Verstärkung

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

Validation of Nanobody and Antibody Based In Vivo Tumor Xenograft NIRF-imaging Experiments in Mice Using Ex Vivo Flow Cytometry and Microscopy

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Validierung der Nanobody und Antikörper-basierte<em&gt; In-vivo-</em&gt; Tumorxenotransplantat NIRF-Bildgebung Experimente bei Mäusen verwenden<em&gt; Ex vivo</em&gt; Durchflusszytometrie und Mikroskopie

This protocol outlines the steps required to perform ex vivo validation of in vivo near-infrared fluorescence (NIRF) xenograft imaging experiments in mice ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

Induktion und Beurteilung der Ischämie-Reperfusion Injury in Langendorff-perfundierten Rattenherzen

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

Ex vivo Live Imaging of Lung Metastasis and Their Microenvironment

Ex-vivo-Live-Imaging von Lungenmetastasen und deren Mikromilieu

Metastasis is a major cause for cancer-related morbidity and mortality. Metastasis is a multistep process and due to its complexity, the exact cellular ...

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

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Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Impact of Intracardiac Neurons on Cardiac Electrophysiology and Arrhythmogenesis in an Ex Vivo Langendorff System

Impact of Intracardiac Neurons on Cardiac Electrophysiology and Arrhythmogenesis in an Ex Vivo Langendorff System

Auswirkungen der intrakardialen Neuronen auf kardiale Elektrophysiologie und Arrhythmogenesis in einem Ex-Vivo -Langendorff-System

Since its invention in the late 19th century, the Langendorff ex vivo heart perfusion system continues to be a relevant tool for studying a broad spectrum ...

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Ex Vivo Wundheilung Hornhaut Orgel Kulturmodells für Studien

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

Slicing and Culturing Pig Hearts under Physiological Conditions

Schneiden und Culieren von Schweineherzen unter physiologischen Bedingungen

Many novel drugs fail in clinical studies due to cardiotoxic side effects as the currently available in vitro assays and in vivo animal models poorly ...