Name: measurement of microtubule dynamics by spinning disk microscopy in monopolar mitotic spindles
Uploaded: 2019-11-15T12:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles at JoVE.com

Wir danken den Mitgliedern der Lichtmikroskopieanlage, dem Max-Planck-Institut für Experimentelle Medizin, für die fachkundige Beratung und Unterstützung.

1. Aussaat von HeLa-Zellen
<ol><li>Bereiten Sie 2 ml mit 5 g/ml Fibronectin-Lösung in Phosphatgepufferter Saline (PBS) vor und fügen Sie 450 l davon in jeden Brunnen eines 4 gut gekammerten Deckellips (#1.5) ein. Inkubieren Sie den Schlitten 15 min bei 37 °C und 5%CO2.</li>
	<li>Asynchron wachsende HeLa-Zellen mit Dulbeccos Phosphatgepufferte Saline (DPBS) abspülen und mit Trypsin-EDTA (0,05%: 0,02%; w:v) 5 min bei 37 °C inkubieren. Stoppen Sie die enzymatische Reaktion durch die Zugabe von Roswell Park...

Hier beschreiben wir eine Modifikation einer Methode, die zuerst von Ertych et al.44etabliert wurde. Zusammen mit einigen anderen Modifikationen kombinieren wir diese Technik der MT-Dynamikanalyse mit der konfokalen Bildgebung der Doppelspinnscheibe. Die Verwendung der Doppelspinnscheibe verbessert die Auflösung wachsender MTs und reduziert gleichzeitig die Phototoxizität36. Wir reduzieren die Photobleaching- und Laserlichtschäden der Zellen weiter, indem wir zu einem fl...

Mikrotubuli (MTs) sind hochdynamische Strukturen, die in praktisch allen eukaryotischen Zellen und in einigen Bakterien gefunden werden1. Zusammen mit Aktin und Zwischenfilamenten formen sie das Zytoskelett2,3. Zellteilung4, Molekültransport5, Flagellar schlagen6, das Gefühl der Umgebung durch primärecilium7, Hören (Kinocilium)8,9, Embryogenese10,11,12, Invasion und Metastasierung13,14, und sogar Gedächtnisbildung15,16,17,18, und viele andere Prozesse verlassen sich in erster Linie auf MTs. Die Teilnahme von MTs an all diesen Ereignissen wäre ohne ihre bemerkenswerte Fähigkeit, schnell zwischen Wachstum (Polymerisation) und Schrumpfung (Depolymerisation) zu wechseln, nicht möglich. Diese Eigenschaft wird als dynamische Instabilität19beschrieben. MT-Dynamik wird unter vielen pathologischen Bedingungen verändert20,21,22. Daher kann die Bestimmung der Art dieser Eigenschaft helfen, Krankheitsmechanismen und anschließend ihre Behandlung zu verstehen.
Für die MT-Dynamikanalyse wurde eine lange Liste von Methoden entwickelt, von denen die meisten auf bildgebenden Verfahren basieren23. Ursprünglich wurden Weitfeldlichtmikroskope zur Beobachtung der Bildung von Tubulinpolymeren in vitro24eingesetzt. Die Entdeckung von Endbindungsproteinen (EB)-Proteinen, die sich an MT-Plus-Ends sammeln, und die Entwicklung von Methoden zur fluoreszierenden Kennzeichnung von Proteinen ermöglichten es, das Verhalten von MTs direkt in lebenden Zellen mit Weitfeld- und konfokalen Fluoreszenzmikroskopen25,26,27zu beobachten. Ein EB-Protein ist endbindendes Protein 3 (EB3)28; durch Überexpression und Verfolgung von EB3, das zu einem fluoreszierenden Protein verschmolzen wird, können MT-Plus-End-Montageraten bestimmt werden29,30.
Die konfokale Laserscanning-Fluoreszenzmikroskopie (CLSM) wird häufig verwendet, um der MT-Dynamik zu folgen. Diese bildgebende Technik stellt jedoch ein hohes Risiko für Phototoxizität und Photobleaching, zwei unerwünschte Prozesse für lebende Zellen und dim Probenbildgebung31. Um ein besseres Signal-Rausch-Verhältnis zu erreichen, sollten die Laserleistung und die Belichtungsdauer hoch genug sein, ohne die Proben zu beschädigen, und dies erfordert eine Aufblätung der Auflösung im Austausch für Geschwindigkeit. Eine geeignete Alternative zu CLSM ist die Spinnscheibenmikroskopie32. Diese bildgebende Modalität basiert auf der Verwendung einer Nipkow-Scheibe33, die aus einer beweglichen Scheibe besteht, die eine Reihe von Lochlöchern trägt, und arbeitet äquivalent zu vielen CLS-Mikroskopen, die die gleiche Probe gleichzeitig darstellen34. Daher leuchtet das Licht des Lasers mehrere Bereiche in der Probe gleichzeitig, behält aber die konfokale Natur bei. Die Nipkow-Festplatte ermöglicht es daher, Bilder zu erhalten, die CLSM ähneln, aber schneller und mit weniger Laserleistung. Die Nipkow-Scheibe wurde von Yokogawa Electric weiter verbessert, die eine zweite Scheibe mit einer Reihe von Mikrolinsen auf sie einführte, die einzeln Licht in ein entsprechendes Loch leiten, wodurch Phototoxizität und Photobleichung weiter reduziert werden35. So wurde die Spinnscheiben-Laserscanmikroskopie zu einer Methode der Wahl für die Live-Zell-Bildgebung, und es ermöglicht, Bilder mit einem hohen Signal-Rausch-Verhältnis bei einer hohen Geschwindigkeitvon 31,36zu erhalten, was für das Auflösen von Signalen wie denen von den schnell wachsenden MT-Enden entscheidend ist.
Mt-Dynamik unterscheidet sich vorübergehend. Beispielsweise sind die mitotischen MTs dynamischer als die Interphase-MTs37,38. In ähnlicher Weise wurden Unterschiede in der Wachstumsrate und Schrumpfung sogar innerhalb derselben Zellzyklusphase beobachtet, wie Mitose39,40. Um eine falsche Datenerfassung zu vermeiden, sollte die Messung der MT-Dynamik daher während des Zellzyklus auf ein enges Zeitfenster beschränkt werden. Zum Beispiel kann die Messung der MT-Dynamik in der Prometaphase durch die Behandlung der Zellen mit Dimethylenastron (DME) erreicht werden, einem monastrolen Analogon, das die Motorkinus eg541 hemmt und die Bildung der bipolaren Mitotischen Spindel42verhindert. Die Hemmung von Zellen in der Prometaphase mit Eg5-Hemmer DME und anderen monastrolen Derivaten hat keinen Einfluss auf die MT-Dynamik43,44,45, was DME zu einem nützlichen Werkzeug für die Untersuchung der MT-Dynamik sowohl in festen als auch in lebenden Zellen macht44.
Hier kombinieren wir die von Ertych etal. 44 beschriebene Methode der MT-Dynamikanalyse in Prometaphasenzellen mit dualspinnierender Scheibenbildgebung. Diese Methode ermöglicht die Messung der MT-Dynamik in Prometaphasenzellen, die von einer einzigen Fokalebene mit einer höheren Bildrate, jedoch ohne Photobleichung und minimale Phototoxizität gesammelt wurden. Darüber hinaus verwenden wir als fluoreszierender Reporter Tandem-Dimer Tomato fluorescent protein (tdTomato), das die Helligkeit und Photostabilität im Vergleich zum grünen Fluoreszenzprotein (EGFP) verbessert hat und mit weniger Energielicht46angeregt wird. Daher benötigt tdTomato weniger Laserleistung für die Anregung und ist weniger fototoxisch. Insgesamt verbessern wir die Methode weiter, indem wir die Phototoxizität reduzieren und die Auflösung und Nachbearbeitung verbessern, die für die MT-Dynamikanalyse erforderlich sind. Darüber hinaus schaffen wir eine Grundlage für zukünftige Änderungen der Methode, indem wir sie mit anderen Synchronisationstechniken kombinieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:849px;" width="849">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">Dimethylenastron</td>
			<td style="width:123px;">Merck</td>
			<td style="width:344px;">324622</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">DMEM w/o phenol red</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31053-28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">DPBS</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Fetal bovine serum</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>S0415</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Fibronectin Bovine Plasma</td>
			<td>Merck</td>
			<td>F4759</td>
			<td>Sterile powder</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">GlutaMAX</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>35050-038</td>
			<td>Stable glutamine substitutive</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">jetPRIME</td>
			<td>Polyplus</td>
			<td>114-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">EB3-TdTomato</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>plasmid #50708</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">RPMI 1640</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>61870-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Trypan Blue</td>
			<td>Merck</td>
			<td>T8154-20ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Trypsin/EDTA solution</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>L2143</td>
			<td>0.05% / o.02 % w/o calcium and magnesium</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">&#181;-slide</td>
			<td>Ibidi</td>
			<td>80426</td>
			<td>4-well slide with #1.5 coverslip</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Eclipse Ti Inverted microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Objective</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>MRD01991</td>
			<td>CFI Apo TIRF 100XC Oil</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">ACAL Laser Excahnger</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Laser box. 405, 458, 488, 514, 561 and 647nm</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Spinning disk module</td>
			<td>Andor</td>
			<td>CSU-W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon Ultra 888</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Environmental Chamber</td>
			<td>Okolab</td>
			<td></td>
			<td>Dark chamber equipped with CO2 supply, tmeperature control and humidifier</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">HeLa Cells</td>
			<td>DSMZ</td>
			<td>ACC-57</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:216px;">NIS Elements v4</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>Spinning disk microscope. Acquisition Software</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">MATLAB</td>
			<td>Mathworks</td>
			<td></td>
			<td>Computing environment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prism 8</td>
			<td>GraphPad</td>
			<td></td>
			<td>Statistical analysis and display software</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measurement of microtubule dynamics by spinning disk microscopy in monopolar mitotic spindles

Wir beschreiben eine Modifikation einer etablierten Methode zur Bestimmung der Mikrotubuli-Dynamik in lebenden Zellen. Das Protokoll basiert auf der Expression eines genetisch kodierten Markers für die positiven Enden von Mikrotubuli (EB3 mit tdTomato fluoreszierendem Protein) und hochgeschwindigkeits-, hochauflösender Live-Zell-Bildgebung mittels konokaler Spinnenvon-Mikroskopie. Die Zellzyklussynchronisierung und die erhöhte Dichte von Mikrotubuli werden durch Hemmung der zentrosomalen Trennung in mitotischen Zellen erreicht, und die Analyse des Wachstums wird mit Open-Source-U-Track-Software durchgeführt. Die Verwendung eines hellen und rot verschiebbaren fluoreszierenden Proteins in Kombination mit der geringeren Laserleistung und der reduzierten Belichtungszeit, die für die Spinnendere benötigt wird, reduziert die Phototoxizität und die Wahrscheinlichkeit lichtinduzierter Artefakte. Dies ermöglicht die Abbildung einer größeren Anzahl von Zellen in der gleichen Zubereitung unter Beibehaltung der Zellen in einem Wachstumsmedium unter Standardkulturbedingungen. Da die Analyse in einer überwachten automatischen Weise durchgeführt wird, sind die Ergebnisse statistisch robust und reproduzierbar.

Nach dem in Abbildung 1Abeschriebenen Protokoll wurde das pEB3-tdTomato-Plasmid vorübergehend in asynchron wachsenden HeLa-Zellen exprimiert. Die Zellen wurden 48 h nach der Transfektion bei Prometaphase durch DME-Behandlung synchronisiert (Abbildung 1B). Dieser Schritt sorgte dafür, dass die Messung der MT-Dynamik immer in der gleichen Phase des Zellzyklus durchgeführt wurde. Die Zeitrafferfilme wurden mit U-Track v2.2.0, wie in der Ergänzenden Dokumentatio...

Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles at JoVE.com

Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles

Hier stellen wir eine robuste und detaillierte Methode der Mikrotubuli-Dynamikanalyse in Zellen vor, die in der Prometaphase mit Live-Zell-Spinnscheibe konfokaler Mikroskopie und MATLAB-basierter Bildverarbeitung synchronisiert werden.

Messung der Mikrotubuli-Dynamik durch Spinnen der Disk-Mikroskopie in Monopolar-Mitotischen Spindeln

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a ...

Was wir hier präsentieren, ist eine robuste und einfache Methode zur Analyse der Mikrotubuli-Dynamik mit Live-Zell-Spinnscheibe konfokale Bildgebung in Zellen, die in Prometaphase synchronisiert sind, und Bilder werden anschließend auf einer MATLAB-basierten Plattform analysiert. Die Verwendung von rot verschiebbarem fluoreszierendem Protein in Kombination mit der Spinnscheibenmikroskopie reduziert die Phototoxizität. Daher kann eine größere Anzahl von Zellen innerhalb derselben Zubereitung abgebildet werden.Die Mikrotubuli-Dynamik wird in einer Vielzahl pathologischer Bedingungen verändert. Daher kann das Verständnis der Regulierung und des Verhaltens der Mikrotubuli-Dynamik in diesen Prozessen uns helfen, den Mechanismus der Krankheit zu verstehen und schließlich Therapien zu entwickeln, um sie zu kompensieren. Und die Methode ist auch hochskalierbar, so dass es möglicherweise in einer Drogenentdeckung Bemühungen angewendet werden könnte.Die Methode kann geändert werden, indem das Fluoreszenzdesynchronisationsprotokoll geändert und Zellen aus verschiedenen Phasen des Zellzyklus erhalten werden. Dies kann nützlich sein, wenn Medikamente gegen Mikrotubuli screening und Fehler bei teilenden und nicht teilenden Zellen identifiziert werden. Es ist notwendig, das Transfektionsprotokoll und die Saatdichte für jeden Zelltyp zu optimieren.Der Expressionspegel von EB3 sollte niedrig sein, um einzelne wachsende Mikrotubuli zu erkennen. Beginnen Sie mit dem asynchron wachsenden HeLa-Zellen in DPBS, dann inkubieren Sie sie mit Trypsin-EDTA für fünf Minuten, bei 37 Grad Celsius. Stoppen Sie die Trypsinisierung durch Hinzufügen von RPMI-1640 Medium ergänzt mit 10%Wärme inaktivierten FCS in einem Verhältnis von drei zu eins, die hinzugefügttrypsin-EDTA.Berechnen Sie die Konzentration der Zellen nach Manuskriptrichtungen und säen Sie 50.000 Zellen in jeden Brunnen eines vorbereiteten, kammerigen Deckels. Bringen Sie den Deckelrutsch in den Inkubator zurück und wachsen Sie Zellen 24 Stunden lang bei 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid. Am nächsten Tag entfernen Sie die Zellen aus dem Inkubator, und tropfenweise fügen Sie 100 Mikroliter Transfektionsmischung in jedem Brunnen.Geben Sie die Zellen in den Inkubator zurück und ergänzen Sie die Zellen nach vier Stunden Inkubation mit frischem Medium und brüten sie zusätzlich für 20 Stunden. Bereiten Sie eine 2,5 Mikromolar-Lösung von Dimethylenastron, oder DME, in phenolrot freiem DMEM, ergänzt mit 10%FCS und zwei Millimolar L-Glutamin. Ersetzen Sie das Wachstumsmedium im kammerierten Coverslip durch das DME-Wachstumsmedium, und geben Sie die Zellen an den Inkubator zurück.Nach 3,5 Stunden Inkubation, übertragen Sie die Zellen auf das Mikroskop durch Montage der kammerierten Abdeckungslip in eine Umweltkammer auf 37 Grad Celsius und 5% Kohlendioxid eingestellt, mit dunklen Platten für die Bildgebung. Dann setzen Sie die Inkubation für insgesamt vier Stunden fort. Führen Sie die Zeitraffer-Bildgebung auf einem invertierten Mikroskop mit einer 100X, 1,49 numerischen Blende, Öl-Immersion-Objektiv, einem Dual-Disk-Konfokalsystem und einem zuverlässigen Autofokus-System durch.Definieren Sie die Bildparameter, wie im Textmanuskript beschrieben. Finden Sie eine Zelle in prophase, und fokussieren Sie sich in der Z-Ebene, die dem Zentrum der monopolaren mitotischen Spindel entspricht. Dann erfassen Sie Bilder alle 5 Sekunden, über insgesamt eine Minute, ohne Binning und ohne Beleuchtung zwischen belichtungen.Laden Sie zunächst die numerische Analysesoftware und fügen Sie den Ordner u-track V2.2.0 aus dem Befehlsfenster in den Softwaresuchpfad, die so genannte Filmauswahl-GUI, ein. Importieren Sie dann die von der Bildaufnahmesoftware generierten Rohdateien. Geben Sie manuell die numerische Blende des Objektivs und das Zeitintervall ein, das für die Bildgebung verwendet wird.Sobald alle Bilder geladen sind, speichern Sie die eingegebene Zeitrafferserie als Film, indem Sie speichern als Filmliste und die U-Spur-Option auf der rechten Seite des Dialogfensters auswählen. Wählen Sie microtubule plus-ends aus dem Popup-Menü aus, und klicken Sie auf OKAY, das ein neues Dialogfenster öffnet, um die Parameter der drei Schritte der Analyse zu bestimmen. Klicken Sie für Schritt 1 auf Einstellungen, und wählen Sie die Kometenerkennung aus dem Dropdown-Menü aus.Definieren Sie die Parameter für die Differenz des Gaußschen Filters und die Einzugsgebietssegmentierung, wie im Manuskript beschrieben. Wählen Sie dann Einstellungen auf alle Filme anwenden aus, und klicken Sie auf Anwenden. Wählen Sie für Schritt 2 die Microtubule-Plus-End-Dynamik aus, und verwenden Sie die Einstellungsoptionen, um die Werte für Verknüpfung, Lückenschließen, Zusammenführen und Aufteilen sowie Kalman-Filterfunktionen entsprechend dem Textmanuskript zu definieren.Bei Problemen mit der Dimensionalität wählen Sie zwei aus dem Dropdown-Menü aus, und verwenden Sie fünf Frames für den maximalen Abstand zum Schließen und drei Frames für die minimale Länge der Spursegmente vom ersten Schritt an. Wählen Sie wie bisher Einstellungen auf alle Filme anwenden aus, und klicken Sie auf Anwenden. Wählen Sie für Schritt 3 die Klassifizierung der Mikrotubuli-Dynamik als Trackanalysemethode aus, und definieren Sie die Parameter über die Einstellungsschaltfläche.Wählen Sie die Felder zum Entfernen von Spuren am Anfang und Am ende des Films aus, und erstellen Sie Statistik-Histogramme. Wählen Sie in der Dropdown-Liste zwei bis drei Frames vor der Vorwärtsspalt- und 95. Perzentil der Vorwärtsspalt-Geschwindigkeitsverteilung für die Vorwärts- bzw. Rückwärts-Reklassifizierung aus. Sobald alle Parameter definiert sind, wählen Sie Check/Uncheck auf alle Filme anwenden aus, und führen Sie alle Filmfelder aus dem U-Track-Fenster der Steuerbereiche aus, und drücken Sie dann die Ausführungtaste.Eine Meldung wird angezeigt, sobald die Filmverarbeitung abgeschlossen ist. Das pEB3-tdTomato Plasmid wurde vorübergehend in HeLa-Zellen exprimiert. Die Zellen wurden mit der DME-Behandlung synchronisiert.Zeitrafferfilme des Mikrotubuli-Wachstums wurden analysiert und die daraus resultierende Wachstumsgeschwindigkeit und Dynamik gezeichnet. Die beschriebenen Parameter, die sich auf die Analyse auswirken, z. B. maximale Spaltlänge und maximaler Schrumpfungsfaktor, wurden für denselben Satz von Zeitrafferfilmen geändert. Die entsprechenden Werte für Wachstumsgeschwindigkeit und Dynamik wurden berechnet.Während die resultierende Wachstumsgeschwindigkeit nicht signifikant beeinflusst wurde, war die Dynamik anders, als die maximale Spaltlänge geändert wurde. In allen drei Fällen war der Nachweis von Mikrotubuli-Subtracks ähnlich, aber die Rekonstruktion der gesamten MT-Trajektorien wurde hauptsächlich beeinflusst, als die maximale Spaltlänge auf 15 festgelegt wurde. Um zu beurteilen, ob bildgebende Bedingungen das Mikrotubuli-Verhalten beeinträchtigten, wurden die erste und zweite Hälfte der Zeitrafferreihe separat analysiert und die entsprechende Wachstumsgeschwindigkeit und Dynamik verglichen.Wie erwartet wurden keine signifikanten Unterschiede festgestellt. Es ist wichtig zu bedenken, dass, da die Zellen in Prometaphase synchronisiert sind, die Dichte der Mikrotubuli sehr hoch ist. Daher muss man die Parameter der Analyse sehr sorgfältig einstellen, um verschiedene Mikrotubuli nicht falsch zu identifizieren.Die Messung der Mikrotubuli-Dynamik mit dieser Methode kann mit Studien anderer biologischer Targets direkt, indirekt, regulierend Mikrotubuli verglichen werden.

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Micro-circulation Measurement in Skeletal Muscle by Intra-vital Microscopy

In-vivo-Mikro-Zirkulation Measurement im Skelettmuskel von Intra-vital-Mikroskopie

BACKGROUND: Regulatory factors and detailed physiology of in vivo microcirculation have remained not fully clarified after many different modalities of ...

Forschung

Biologie

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

Studying Mitotic Checkpoint by Illustrating Dynamic Kinetochore Protein Behavior and Chromosome Motion in Living Drosophila Syncytial Embryos

Studieren mitotischen Checkpoint durch Veranschaulichung Dynamische Kinetochor Protein Verhalten und Chromosome Motion in Lebens-<em&gt; Drosophila</em&gt; Syncytial Embryonen

The spindle assembly checkpoint (SAC) mechanism is an active signal, which monitors the interaction between chromosome kinetochores and spindle ...

Live Cell Imaging of Primary Rat Neonatal Cardiomyocytes Following Adenoviral and Lentiviral Transduction Using Confocal Spinning Disk Microscopy

Live Cell Imaging von primären Ratten-Kardiomyozyten Neonatal Nach Adenovirale und Lentivirale Transduktion mittels konfokaler Mikroskopie Spinning-Disk-

Primary rat neonatal cardiomyocytes are useful in basic in vitro cardiovascular research because they can be easily isolated in large numbers in a single ...

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

In-vivo-4-Dimensional-Tracking von hämatopoetischen Stamm-und Vorläuferzellen im erwachsenen Maus Schädeldachknochenmark

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

Verwendung plusTipTracker Software zum Messen in die Dynamik der Mikrotubuli<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; Wachstumskegel

Microtubule (MT) plus-end-tracking proteins (+TIPs) localize to the growing plus-ends of MTs and regulate MT dynamics1,2. One of the most well-known and ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

Hochauflösende Zeitraffer-Imaging und automatische Analyse von Dynamik der Mikrotubuli in lebenden menschlichen Endothelzellen aus der Nabelvene

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

Reconstitution of Basic Mitotic Spindles in Spherical Emulsion Droplets

Rekonstitution von Grund Mitosespindeln in Sphärische Emulsionströpfchen

Mitotic spindle assembly, positioning and orientation depend on the combined forces generated by microtubule dynamics, microtubule motor proteins and ...

Simultaneous Measurement of Mitochondrial Calcium and Mitochondrial Membrane Potential in Live Cells by Fluorescent Microscopy

Simultane Messung von Mitochondriale Calcium und mitochondrialen Membranpotentials in lebenden Zellen durch Fluoreszenzmikroskopie

Apart from their essential role in generating ATP, mitochondria also act as local calcium (Ca2+) buffers to tightly regulate intracellular Ca2+ ...

High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

Hochauflösende Bildgebung und Analyse einzelner Astral Dynamik der Mikrotubuli in Bäckerhefe

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Untersuchung der Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics durch Fluoreszenz-Livezellmikroskopie

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...