Name: wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish at JoVE.com

Nous sommes reconnaissants à Nachum Ulanovsky et aux membres du laboratoire Oulanovsky pour toute leur aide. De plus, nous sommes reconnaissants à Tal Novoplansky-Tzur pour son assistance technique utile. Nous remercions le soutien financier de THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST Program (grant no 281/15), et du Helmsley Charitable Trust par l'intermédiaire de l'Initiative de robotique agricole, biologique et cognitive de l'Université Ben-Gourion du Néguev.

Toutes les interventions chirurgicales doivent être approuvées par les comités d'éthique locaux sur le bien-être animal (p. ex., l'IACUC).
1. Construction du microdrive Housing
<ol><li>Pour construire le boîtier, couper une plaque en laiton de 1 mm de large dans une plaque de 19 mm x 29 mm x 1 mm à l'aide d'une scie. Couper deux fentes de 5,5 mm sur chacun des longs côtés perpendiculaires au bord, de sorte que chaque fente est de 6,5 mm des côtés étroits (Fig...

<ol>
	<li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish.">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li><li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish.">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476 (2015).</li><li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish.">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li><li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture.">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li><li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish.">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li><li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+behavior:+opportunities+and+challenges.">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li><li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish.">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li><li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish.">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568 (2012).</li><li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives.">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li><li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black.">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5 (2010).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li><li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+IEEE+802.11+underwater+networks+operating+at+700+MHz,+2.4+GHz+and+5+GHz.">Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz.</a> Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks &amp; Systems. , (2015).</li><li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz.">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li><li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band.">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li><li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording.">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li><li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings.">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165 (2016).</li></ol>

Ce protocole détaille les étapes impliquées dans l'implantation d'un tableau de tétrodes dans le téencéphale du poisson rouge nageant librement. Cette technique met en œuvre un enregistreur neuronal qui amplifie et enregistre les signaux acquis à partir de jusqu'à 16 canaux avec un microdrive qui peut ajuster la position du tétrode dans le cerveau. Le micropropulsion permet d'ajuster la position dans le cerveau pour optimiser l'enregistrement.
Ce protocole peut facilement être modif...

Les poissons sont le groupe de vertébrés le plus grand et le plus diversifié, et comme les autres vertébrés, ils présentent des capacités cognitives complexes telles que la navigation, la socialisation, le sommeil, la chasse, etc. Néanmoins, les mécanismes neuronaux régissant le comportement des poissons restent pour la plupart inconnus.
Au cours des dernières décennies, les enregistrements extracellulaires de poissons immobilisés ont principalement été mis en œuvre pour étudier différents aspects de la base neuronale du comportement1,2. Bien que cette technique soit appropriée pour certains systèmes sensoriels, l'étude du spectre complet de la base neuronale du comportement est difficile, voire impossible chez les animaux immobilisés. Les premières avancées ont consisté à enregistrer à partir des cellules Mauthner des poissons nageurs attachés3,4. Cependant, les cellules Mauthner sont disproportionnellement grandes et les amplitudes potentielles d'action enregistrées, qui peuvent aller aussi haut que quelques mV, facilitent l'enregistrement. Plus tard, Canfield et coll. ont décrit une preuve de concept lors de l'utilisation d'un animal attaché pour enregistrer à partir du téencéphale du poisson5. Une autre technique récente pour enregistrer l'activité neuronale des poissons est l'imagerie calcique (voir les commentaires de Orger et de Polavieja6, et Vanwalleghem et al.,7). Cette technique a été développée pour une utilisation avec des larves de poissons zèbres parce que la peau et le crâne sont transparents pendant le stade larvaire. Cependant, cette technique ne peut pas être utilisée pour étudier des comportements complexes dans les stades ultérieurs du développement.
Ici, nous présentons une nouvelle technique pour enregistrer l'activité neuronale extracellulaire du cerveau des poissons nageant librement. Il s'agit d'une version modifiée du protocole décrit dans Vinepinsky et al.8. La principale innovation est l'ajout d'un microdrive qui permet de contrôler la position des électrodes après la chirurgie. La technique est conçue pour l'enregistrement à partir du ténencéphale de poissons rouges à l'aide d'un ensemble de tétrodes qui sont connectés à un enregistreur de données neuronales via un microdrive. L'ensemble de la configuration est sans fil et ancré au crâne du poisson. Le poids spécifique du système est égalisé au poids spécifique à l'eau en ajoutant un petit flotteur qui permet aux poissons de nager librement.
La technique est basée sur l'utilisation d'un enregistreur de données neuronales qui amplifie, numérise et stocke le signal dans un dispositif de mémoire embarqué. Le système de télémétrie des enregistreurs est utilisé pour démarrer et arrêter les enregistrements, et pour la synchronisation avec la caméra vidéo. Dans ce protocole, un enregistreur neuronal de 16 canaux est utilisé, intégré dans une boîte imperméable à l'eau avec le microdrive.
L'assemblage de micropropulsion est fabriqué à partir de deux composants principaux : le microdrive lui-même et le boîtier de micropropulsion (Figure 1A,B). Le boîtier contient le microdrive et les tétrodes, et agit également comme l'ancre entre le crâne et la boîte de bûcherons (Figure 1C). La boîte d'enregistreur en PVC est fabriquée à l'aide d'un procédé machine et est scellée à l'aide d'un anneau O(figure 1E-G, voir aussi La figure supplémentaire 1, la figure 2 supplémentaireet la figure 3 supplémentaire pour un diagramme tridimensionnel [3D]). À une extrémité, un morceau de mousse de polystyrène est fixé à la boîte d'enregistreur pour compenser le poids de l'implant et fournir au poisson un implant neutre en flottabilité. La construction du microdrive décrit dans le protocole suit la procédure présentée par Vandecasteele et al.9 avec une modification pour attacher le microdrive au boîtier (Figure 1A). Toutes les étapes majeures sont présentées.
La procédure décrite dans le protocole pour préparer le crâne de poisson est semblable à celle présentée dans Vinepinsky et autres8 et est décrite brièvement dans le protocole. Un jour après la chirurgie, les poissons sont normalement complètement récupérés des effets de l'anesthésie et sont prêts pour les expériences comportementales. Notez que l'emplacement du tétrode peut être ajusté en tournant la vis microdrive. La vis a un espacement de 300 m par rotation complète et un avancement de 75 m est recommandé jusqu'à ce que l'emplacement du cerveau cible soit atteint. Un atlas cérébral approprié devrait être consulté pour cibler la région spécifique du cerveau d'intérêt. Il est conseillé de tester l'entrave à l'électrode chaque fois que le poisson est anesthésié pour le remplacement de la batterie ou de la carte mémoire.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.7 mm round drill bits</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Compatible with the drill.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15-blade Scalpel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16 channel PCB board</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>EIB-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips round head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 cm X 19 cm X 1 mm brass plate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>See Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2X6M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3140 RTV coating</td>
			<td>Dow Crowning</td>
			<td>2767996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75 &#181;m Silver wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass machine screws #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass plates 7.5mm X 2.5mm X 0.6mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 25&#181;m</td>
			<td>California Fine Wire Company</td>
			<td>5000160</td>
			<td>Depending on the appication the tetrodes can be fabricated from any type of wire. Popular wires are nicrome wires that can be found with lower diameters (eg. A-M systems, 762000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 50&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>795500</td>
			<td>Can be replaced with any other wire with low impedance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrilic glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Burnisher</td>
			<td>ComDent UK</td>
			<td></td>
			<td>Any small sterille stainless-still tool will do.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement - GCFujiPLUS</td>
			<td>GC</td>
			<td>431011</td>
			<td>Other dental cements would probably will work as well although we have never tried any other.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental drill or nail polish drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dental drills are expensive, a nail polish drill can be a cheap replacement.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit #65</td>
			<td></td>
			<td>947-65</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast curing epoxy</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any 5 minutes curing epoxy can be used here.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Logger box with O-ring sealing</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1-3. The box should be machine fabricated (do not use 3D printers). Use transperant material, to be able to see the indicator LEDs on the logger.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized turning device</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom made as described in &#34;open ephys&#34; website. Can also be purchusaed from neurolynx (&#34;Tetrode Spinner 2.0&#34;) or bulit by other means.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouselog-16 Neural logger</td>
			<td>Deuteron Technologies Ltd</td>
			<td></td>
			<td>There are several neural loggers available on the market, including: SpikeGadget (UH32 32channels) and Neurologger 2/2A/2B of Alexei Vyssotski. It should be noted that weight is not a major contraint since it can be counterbalanced with floating Styrofoam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td>Ethtl 3-aminobenzoate methanesulfonate 98%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nano-Z plating</td>
			<td>White Matter LLC</td>
			<td></td>
			<td>The nano-Z can be bought from several supllieres. Any impedance meter can be used, e.g. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB pins</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>Neuralynx EIB Pins</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymide tubing 250&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>822000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rechargable battery</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.7 Lipo battery, 370 mAh. Holds about 6 hours of recording. Smaller or larger battries can be used to reduce the weight or extend recording time.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing 0.64 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>806100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel 1.5 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>846000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sudium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S9625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any type of soft petroleum skin protectant can be used here.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish

Les mécanismes neuronaux régissant le comportement des poissons restent pour la plupart inconnus, bien que les poissons constituent la majorité de tous les vertébrés. La capacité d'enregistrer l'activité cérébrale des poissons en mouvement libre ferait avancer la recherche sur la base neuronale du comportement des poissons considérablement. En outre, le contrôle précis de l'emplacement d'enregistrement dans le cerveau est essentiel à l'étude de l'activité neuronale coordonnée à travers les régions dans le cerveau des poissons. Ici, nous présentons une technique qui enregistre sans fil à partir du cerveau des poissons nageant librement tout en contrôlant la profondeur de l'emplacement d'enregistrement. Le système est basé sur un enregistreur neuronal associé à un nouvel implant compatible avec l'eau qui peut ajuster l'emplacement de l'enregistrement par des tétrodes contrôlées par micropropulsion. Les capacités du système sont illustrées par des enregistrements du ténencéphale du poisson rouge.

Au cours d'une session d'enregistrement, le poisson rouge nageait librement dans un réservoir d'eau carré tandis que l'activité neuronale dans son telencephalon était enregistrée. Le but de ces expériences était d'étudier comment l'activité neuronale des cellules individuelles détermine le comportement du poisson. Pour ce faire, l'activité de pointe devait être identifiée dans les données enregistrées. L'activité cérébrale, pendant qu'elle était enregistrée, a été nu...

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Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Une nouvelle technique sans fil pour enregistrer les signaux neuronaux extracellulaires du cerveau des poissons rouges nageant librement est présentée. Le dispositif d'enregistrement est composé de deux tétrodes, un microdrive, un enregistreur de données neuronales et un boîtier étanche. Toutes les pièces sont faites sur mesure, sauf pour l'enregistreur de données et son connecteur.

Enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Nous avons développé une nouvelle méthode pour enregistrer le signal neuronal extracellulaire à partir du cerveau des poissons nageant librement. Cela ouvre la porte à l’étude des mécanismes neuronaux à la fin de la journée le comportement des poissons. Cette méthode est valide et étanche et permet donc l’enregistrement pendant que les poissons nagent librement dans le réservoir d’eau.En outre, l’emplacement d’enregistrement peut être contrôlé par le lecteur micro intégré. Tal Zoor-Novoplansky, notre technicien de laboratoire, m’aidera à démontrer cette procédure. Pour construire le boîtier, utilisez une plaque en laiton avec des dimensions de 19 millimètres par 29 millimètres par millimètres par millimètre.Avec deux fentes de 5,5 millimètres sur les côtés longs, perpendiculairement au bord. Les fentes doivent être à 6,5 millimètres du côté étroit. À l’aide de pinces, plier la zone entre les fentes sur les longs côtés vers l’intérieur.Pliez ensuite la partie inférieure vers l’intérieur et le côté supérieur vers l’extérieur pour obtenir le logement. Ensuite, utilisez un morceau d’aneth de trois millimètres pour faire des trous dans le boîtier micro drive pour les vis et souder les côtés du boîtier. Utilisez un fichier circulaire fin pour créer une petite fente semi-circulaire au bas du boîtier qui a un rayon de 1,5 millimètre.À l’aide d’un foret d’un millimètre, faire un trou à l’arrière du boîtier pour les tétrodes. Tout d’abord, utilisez un coupeur pour détacher un morceau de trois broches à partir d’une bande d’en-tête mâle à simple rangée. À l’aide de pinces sortir la goupille du milieu.Ensuite, utilisez un coupeur pour couper les broches restantes à 10 millimètres de longueur. Utilisez un foret numéro 65 pour percer un trou à travers le trou de goupille du milieu et utilisez un double zéro 99 robinet pour percer un fil. Assembler le micro entraînement et les plaques de laiton.Insérez une vis à travers la première plaque de laiton, à travers le fil d’en-tête de broche, puis à travers la deuxième plaque de laiton. Enfin, placez un écrou sur la vis et serrez doucement le micro disque assemblé. Souder les broches avec les plaques de laiton et souder l’écrou avec le bout de la vis.Après cela, soudeur le lecteur micro dans le boîtier micro drive à quatre points sur les côtés des plaques de cuivre micro lecteur. À l’aide de colle époxy, un tube en acier inoxydable de six millimètres de long à la petite fente semi-circulaire au bas du boîtier du micro entraînement. Collez un tube en acier inoxydable de trois millimètres de long à la tête de broche de sorte qu’il soit aligné avec le tube de six millimètres de long sur le boîtier.Insérez les tubes de silicone et de polyimide préparés dans les deux tubes en acier inoxydable et utilisez de la colle cyanoacrylate pour les coller au tube de vol inoxydable fixé à l’en-tête de broche. Ensuite, vissez le lecteur micro tout le chemin vers le haut et couper l’excès de tuyaux à partir du haut et le bas des deux tubes en acier. Ensuite, coupez deux fils d’argent nu d’un diamètre de 75 micromètres sur une longueur de 12 centimètres et soudez-les à la fois à la connexion au sol dans le tableau d’interface électrode et à tous les canaux inutilisés.Poussez l’un des fils de tungstène préparés dans l’un des trous d’un tableau d’interface d’électrode de 16 canaux. Placez une épingle dans le trou et appuyez dessus avec une paire de pinces. Mesurez la résistance entre la goupille et le côté non codé du fil pour vérifier la connectivité.Répétez ce processus pour tous les fils préparés, y compris un fil de 50 micromètres pour l’électrode de référence. Ensuite, regroupez les fils d’électrode en deux groupes de quatre fils chacun et collez-les ensemble à l’aide de ruban adhésif à l’extrémité de chaque fil laissant le fil de référence seul. Maintenez le tableau d’interface de l’électrode au-dessus d’un dispositif de rotation motorisé et placez l’extrémité du ruban adhésif d’un groupe de quatre fils sur l’appareil.Appliquer 130 tours dans le sens des aiguilles d’une montre suivis de 20 rotations dans le sens inverse des aiguilles d’une montre. Ensuite, appliquez de la colle cyanoacrylate pour couvrir la tétrode. Une fois la colle durcie, couper la tétrode près du ruban adhésif.Répétez ce processus de rotation, de collage et de coupe à l’autre tétrode. Tout d’abord, fixez le boîtier micro drive à la logger avec deux vis millimétriques. Enfilez les tétrodes et l’électrode de référence à travers le trou à l’arrière du boîtier micro drive.Enfiler les tétrodes à travers les deux tubes de silicone et enfiler le fil de tungstène de 50 micromètres à travers le tube de polyimide. Vissez la micro plongée tout le chemin vers le bas et appliquer de la colle cyanoacrylate sur le dessus des tubes pour coller les tétrodes et les fils à leurs tubes et de s’assurer que le mouvement est compatible avec le lecteur micro. Vissez le lecteur micro tout le chemin vers le haut.Appliquez du pétrole souple sur les tétrode et les fils exposés à l’intérieur du boîtier du micro entraînement pour éviter le mouvement. Fixez une fenêtre inférieure de boîte de Pétri précoupée à l’avant du boîtier de lecteur micro avec l’époxy tout en s’assurant de garder les fils de sol à l’extérieur de la fenêtre. Ensuite, appliquez le revêtement vulcanisant à température ambiante sur les tétrodes et les fils exposés entre le couvercle de la boîte de bûcheron et le boîtier en micropropulsion.Utilisez des ciseaux pointus pour couper les tétrodes et le fil de référence à la longueur désirée. Après cela attacher la marque, mousse de polystyrène exsudée à la boîte. Ajustez sa taille de façon à ce que sa flottabilité soit équilibrée lorsqu’elle est immergée dans le bain d’eau.Après avoir anesthésié le poisson, sortez le poisson de l’eau et placez-le dans le support. Utilisez une spatule stérile pour appliquer une pâte de lidocaïne à cinq pour cent sur la peau au-dessus du site de chirurgie désigné pendant 10 minutes. Retirez ensuite la lidocaïne.Utilisez un scalpel stérile à lame numéro 15 pour enlever la peau au-dessus du crâne dans la région désignée pour l’implant. Ensuite, utilisez une perceuse dentaire avec des foreuses de 0,7 millimètre pour percer quatre trous dans le crâne. Appliquez de la colle cyanoacrylate sur l’un des trous et insérez immédiatement une vis d’un millimètre.Répétez ce processus pour les trous de forage restants. Après cela, utilisez un brûleur dentaire pour appliquer du ciment dentaire sur les vis et à la périphérie du crâne exposé. À l’aide de la perceuse dentaire faire un trou qui est de cinq millimètres de diamètre au-dessus de la région du cerveau d’intérêt.Utilisez des pinces fines et du papier de soie molle pour enlever les tissus adipeux entre le crâne et le cerveau et exposer la cible de la région du cerveau en prenant soin de ne pas endommager les gros vaisseaux sanguins sous le crâne. Tout d’abord, abaissez l’implant de telle sorte que les électrodes sont insérées dans le cerveau tandis que la partie inférieure du boîtier micro drive est près du crâne. Commencez à attacher l’implant au crâne en appliquant une petite quantité de ciment dentaire entre le boîtier et la vis crânne la plus proche.Après la première partie du ciment dentaire est guéri appliquer du ciment dentaire addition et fermer le trou au-dessus du crâne et l’ensemble du crâne exposé. Après avoir rincé les branchies du poisson avec de l’eau douce pour le réveiller, retirez le poisson du support et placez-le dans son réservoir d’origine. Assurez-vous que le poisson est capable de nager librement avec l’implant.Le but de ces expériences est d’étudier comment l’activité neuronale des cellules individuelles code le comportement du poisson. Pour ce faire, un réseau de tétrode est implanté dans le télencéphale du poisson rouge nageant librement, ce qui permet d’enregistrer l’activité neuronale. L’activité cérébrale enregistrée est numérisée à 31 250 Hertz et la passe haute filtrée à 300 Hertz par l’enregistreur de données.Ensuite, hors ligne, un filtre de passage d’interdiction est appliqué aux signaux et les données brutes présortées sont séparées dans le canal de chaque tetrode et le canal de référence. Les algorithmes de tri des pointes suivant sont utilisés pour caractériser l’activité d’une seule cellule. Tout d’abord, chaque canal est filtré manuellement par le seuil minimal d’amplitude des pointes.Les pointes apparues dans plus d’un tetrode ou dans le canal de référence sont également filtrées. Les pointes détectées sont ensuite regroupées manuellement et filtrées par la forme, la longueur, l’intervalle inter-pointes et l’analyse des composants principaux. Il est important de vérifier l’intégrité de l’implant avant la chirurgie.La tétrode peut être cochée à l’aide d’un compteur d’impédance standard et la boîte doit être vérifiée pour les fuites sous l’eau. Cette méthode peut être modifiée pour fonctionner avec de nombreux animaux aquatiques tant qu’ils sont assez grands pour contenir le système. Cela permet d’étudier le mécanisme neuronal qui sous-tend leur comportement.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

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A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Recherche

Neurosciences

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

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