Name: wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish at JoVE.com

Wir danken Nachum Ulanovsky und den Mitgliedern des Ulanovsky-Labors für ihre Hilfe. Darüber hinaus sind wir Tal Novoplansky-Tzur für die hilfreiche technische Unterstützung dankbar. Wir danken Ihnen für die finanzielle Unterstützung durch THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST Program (Grant-Nr. 281/15) und den Helmsley Charitable Trust durch die Initiative für landwirtschaftliche, biologische und kognitive Robotik der Ben-Gurion Universität des Negev.

Alle chirurgischen Verfahren müssen von den örtlichen Ethikkommissionen für den Tierschutz (z. B. IACUC) genehmigt werden.
1. Bau des Microdrive-Gehäuses
<ol><li>Um das Gehäuse zu konstruieren, schneiden Sie eine 1 mm breite Messingplatte mit einer Säge in eine 19 mm x 29 mm x 1 mm Platte. Schneiden Sie zwei 5,5 mm Schlitze auf jeder der langen Seiten senkrecht zur Kante, so dass jeder Schlitz 6,5 mm von den schmalen Seiten entfernt ist (Abbildung 2<strong...

<ol>
	<li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish.">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li><li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish.">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476 (2015).</li><li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish.">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li><li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture.">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li><li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish.">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li><li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+behavior:+opportunities+and+challenges.">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li><li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish.">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li><li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish.">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568 (2012).</li><li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives.">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li><li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black.">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5 (2010).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li><li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+IEEE+802.11+underwater+networks+operating+at+700+MHz,+2.4+GHz+and+5+GHz.">Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz.</a> Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks &amp; Systems. , (2015).</li><li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz.">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li><li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band.">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li><li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording.">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li><li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings.">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165 (2016).</li></ol>

In diesem Protokoll werden die Schritte beschrieben, die bei der Implantation eines Tetrode-Arrays in das Telencephalon frei schwimmender Goldfische erforderlich sind. Diese Technik implementiert einen neuronalen Logger, der die signale aus bis zu 16 Kanälen zusammen mit einem Mikroantrieb verstärkt und aufzeichnet, der die Tetrode-Position im Gehirn anpassen kann. Der Microdrive ermöglicht es, die Position im Gehirn anzupassen, um die Aufnahme zu optimieren.
Dieses Protokoll kann leicht f?...

Fische sind die größte und vielfältigste Gruppe von Wirbeltieren, und wie andere Wirbeltiere zeigen sie komplexe kognitive Fähigkeiten wie Navigieren, Geselligkeit, Schlafen, Jagen, etc. Dennoch bleiben die neuronalen Mechanismen, die das Fischverhalten regeln, größtenteils unbekannt.
In den letzten Jahrzehnten wurden vor allem extrazelluläre Aufnahmen von immobilisierten Fischen implementiert, um verschiedene Aspekte der neuronalen Basis des Verhaltens1,2zu untersuchen. Obwohl diese Technik für einige sensorische Systeme geeignet ist, ist die Untersuchung des gesamten Spektrums der neuronalen Verhaltensgrundlage bei immobilisierten Tieren schwierig, wenn nicht gar unmöglich. Die ersten Fortschritte betrafen die Aufnahme von gefesselten Schwimmfischen aus den Mauthner-Zellen3,4. Mauthner-Zellen sind jedoch überproportional groß und die aufgezeichneten Wirkungspotentialamplituden, die bis zu wenige mV erreichen können, erleichtern die Aufnahme. Später beschrieben Canfield et al. einen Proof of Concept, wenn er ein gefesseltes Tier benutzte, um aus dem Telencephalon von Fischen5aufzunehmen. Eine weitere neuere Technik zur Aufzeichnung der neuronalen Aktivität von Fischen ist die Kalzium-Bildgebung (siehe Rezensionen von Orger und de Polavieja6und Vanwalleghem et al.7). Diese Technik wurde für den Einsatz mit Zebrafischlarven entwickelt, da Haut und Schädel während der Larvenphase transparent sind. Diese Technik kann jedoch nicht verwendet werden, um komplexe Verhaltensweisen in späteren Entwicklungsstadien zu untersuchen.
Hier präsentieren wir eine neuartige Technik zur Erfassung extrazellulärer neuronaler Aktivität aus dem Gehirn frei schwimmender Fische. Dies ist eine modifizierte Version des Protokolls, das in Vinepinsky et al.8beschrieben wird. Die wichtigste Innovation ist die Zugabe eines Mikroantriebs, der es ermöglicht, die Position der Elektroden nach der Operation zu steuern. Die Technik wurde für die Aufzeichnung aus dem Telencephalon von Goldfischen mit einer Reihe von Tetroden entwickelt, die über einen Microdrive mit einem neuronalen Datenlogger verbunden sind. Das gesamte Setup ist kabellos und am Schädel des Fisches verankert. Das spezifische Gewicht des Systems wird dem wasserspezifischen Gewicht durch Zugabe eines kleinen Schwimmers ausgeglichen, der es den Fischen ermöglicht, frei zu schwimmen.
Die Technik basiert auf der Verwendung eines neuronalen Datenloggers, der das Signal in einem onboard-Speichergerät verstärkt, digitalisiert und speichert. Das Logger-Telemetriesystem wird verwendet, um die Aufnahmen zu starten und zu stoppen und für die Synchronisation mit der Videokamera. In diesem Protokoll wird ein 16-Kanal-Neural-Logger verwendet, eingebettet in eine wasserdichte Box zusammen mit dem Microdrive.
Die Microdrive-Baugruppe besteht aus zwei Hauptkomponenten: dem Microdrive selbst und dem Microdrive-Gehäuse (Abbildung 1A,B). Das Gehäuse hält den Microdrive und die Tetrodes und fungiert auch als Anker zwischen dem Schädel und der Logger-Box (Abbildung 1C). Die PVC-Loggerbox wird mit einem Maschinenverfahren hergestellt und mit einem O-Ring versiegelt(Abbildung 1E-G, siehe auch Ergänzende Abbildung 1, Ergänzende Abbildung 2und Ergänzende Abbildung 3 für ein dreidimensionales [3D]-Diagramm). An einem Ende wird ein Stück Polystyrolschaum an der Loggerbox befestigt, um das Gewicht des Implantats zu kompensieren und den Fischen ein auftriebsneutrales Implantat zu geben. Die Konstruktion des im Protokoll beschriebenen Mikroantriebs folgt dem von Vandecasteele et al.9 vorgestellten Verfahren mit einer Modifikation, um den Mikroantrieb am Gehäuse zu befestigen (Abbildung 1A). Alle wichtigen Schritte werden vorgestellt.
Das im Protokoll zur Herstellung des Fischschädels beschriebene Verfahren ähnelt dem in Vinepinsky et al.8 vorgestellten verfahren und wird kurz im Protokoll beschrieben. Einen Tag nach der Operation werden die Fische in der Regel vollständig von den Auswirkungen der Anästhesie erholt und sind bereit für die Verhaltensexperimente. Beachten Sie, dass die Tetrode-Position durch Drehen der Microdrive-Schraube eingestellt werden kann. Die Schraube hat einen Abstand von 300 m pro Volldrehung und es wird eine Weiterentwicklung von 75 m empfohlen, bis die Ziel-Gehirnposition erreicht ist. Ein geeigneter Hirnatlas sollte konsultiert werden, um die spezifische Hirnregion von Interesse anzusprechen. Es ist ratsam, die Elektrodenimpedanz jedes Mal zu testen, wenn der Fisch für batterie- oder Speicherkartenersatz beäpftiert wird.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.7 mm round drill bits</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Compatible with the drill.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15-blade Scalpel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16 channel PCB board</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>EIB-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips round head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 cm X 19 cm X 1 mm brass plate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>See Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2X6M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3140 RTV coating</td>
			<td>Dow Crowning</td>
			<td>2767996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75 &#181;m Silver wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass machine screws #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass plates 7.5mm X 2.5mm X 0.6mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 25&#181;m</td>
			<td>California Fine Wire Company</td>
			<td>5000160</td>
			<td>Depending on the appication the tetrodes can be fabricated from any type of wire. Popular wires are nicrome wires that can be found with lower diameters (eg. A-M systems, 762000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 50&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>795500</td>
			<td>Can be replaced with any other wire with low impedance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrilic glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Burnisher</td>
			<td>ComDent UK</td>
			<td></td>
			<td>Any small sterille stainless-still tool will do.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement - GCFujiPLUS</td>
			<td>GC</td>
			<td>431011</td>
			<td>Other dental cements would probably will work as well although we have never tried any other.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental drill or nail polish drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dental drills are expensive, a nail polish drill can be a cheap replacement.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit #65</td>
			<td></td>
			<td>947-65</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast curing epoxy</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any 5 minutes curing epoxy can be used here.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Logger box with O-ring sealing</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1-3. The box should be machine fabricated (do not use 3D printers). Use transperant material, to be able to see the indicator LEDs on the logger.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized turning device</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom made as described in &#34;open ephys&#34; website. Can also be purchusaed from neurolynx (&#34;Tetrode Spinner 2.0&#34;) or bulit by other means.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouselog-16 Neural logger</td>
			<td>Deuteron Technologies Ltd</td>
			<td></td>
			<td>There are several neural loggers available on the market, including: SpikeGadget (UH32 32channels) and Neurologger 2/2A/2B of Alexei Vyssotski. It should be noted that weight is not a major contraint since it can be counterbalanced with floating Styrofoam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td>Ethtl 3-aminobenzoate methanesulfonate 98%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nano-Z plating</td>
			<td>White Matter LLC</td>
			<td></td>
			<td>The nano-Z can be bought from several supllieres. Any impedance meter can be used, e.g. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB pins</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>Neuralynx EIB Pins</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymide tubing 250&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>822000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rechargable battery</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.7 Lipo battery, 370 mAh. Holds about 6 hours of recording. Smaller or larger battries can be used to reduce the weight or extend recording time.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing 0.64 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>806100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel 1.5 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>846000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sudium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S9625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any type of soft petroleum skin protectant can be used here.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish

Die neuronalen Mechanismen, die das Fischverhalten regeln, bleiben weitgehend unbekannt, obwohl Fische die Mehrheit aller Wirbeltiere ausmachen. Die Fähigkeit, die Gehirnaktivität von frei beweglichen Fischen aufzuzeichnen, würde die Forschung auf der neuronalen Basis des Fischverhaltens erheblich voranbringen. Darüber hinaus ist eine präzise Kontrolle der Aufnahmeposition im Gehirn entscheidend für die Untersuchung koordinierter neuronaler Aktivität über Regionen im Fischhirn hinweg. Hier präsentieren wir eine Technik, die drahtlos aus dem Gehirn frei schwimmender Fische aufzeichnet und gleichzeitig die Tiefe des Aufnahmeortes steuert. Das System basiert auf einem neuronalen Logger, der mit einem neuartigen wasserkompatiblen Implantat verbunden ist, das die Aufnahmeposition durch mikroantriebsgesteuerte Tetrodes einstellen kann. Die Fähigkeiten des Systems werden durch Aufnahmen aus dem Telencephalon von Goldfischen veranschaulicht.

Während einer Aufnahmesitzung schwamm der Goldfisch frei in einem quadratischen Wassertank, während die neuronale Aktivität in seinem Telencephalon aufgezeichnet wurde. Das Ziel dieser Experimente war es zu untersuchen, wie die neuronale Aktivität einzelner Zellen das Verhalten des Fisches bestimmt. Um dies zu tun, musste die Spiking-Aktivität in den aufgezeichneten Daten identifiziert werden. Die Gehirnaktivität wurde bei 31.250 Hz digitalisiert und mit 300 Hz durch den Datenlogger...

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Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Eine neuartige drahtlose Technik zur Aufzeichnung extrazellulärer neuronaler Signale aus dem Gehirn frei schwimmender Goldfische wird vorgestellt. Das Aufnahmegerät besteht aus zwei Tetrodes, einem Microdrive, einem neuronalen Datenlogger und einem wasserdichten Gehäuse. Alle Teile sind mit Ausnahme des Datenloggers und seines Anschlusses maßgeschneidert.

Drahtlose elektrophysiologische Aufzeichnung von Neuronen durch bewegliche Tetrodes in frei schwimmenden Fischen

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Wir entwickelten eine neuartige Methode zur Aufzeichnung extrazellulärer neuronaler Signale aus dem Gehirn frei schwimmender Fische. Dies öffnet die Tür, um die Neuronen-Mechanismen am Ende des Tages Fischverhalten zu studieren. Diese Methode ist gültig und wasserdicht und ermöglicht daher die Aufnahme, während die Fische frei im Wassertank schwimmen.Darüber hinaus kann der Aufnahmeort über das eingebaute Mikrolaufwerk gesteuert werden. Tal Zoor-Novoplansky, unser Labortechniker, wird mir helfen, dieses Verfahren zu demonstrieren. Verwenden Sie zum Bau des Gehäuses eine Messingplatte mit Abmessungen von 19 Millimetern mal 29 Millimetern mal einem Millimeter.Mit zwei 5,5-Millimeter-Schlitzen an den langen Seiten, senkrecht zur Kante. Die Schlitze sollten 6,5 Millimeter von der schmalen Seite entfernt sein. Falten Sie mit einer Zange den Bereich zwischen den Schlitzen auf den langen Seiten nach innen.Dann falten Sie den unteren Teil nach innen und die obere Seite nach außen, um das Gehäuse zu erhalten. Als nächstes verwenden Sie ein drei Millimeter Dillbit, um Löcher im Mikroantriebsgehäuse für die Schrauben zu machen und die Seiten des Gehäuses zu löten. Verwenden Sie eine feine kreisförmige Datei, um einen kleinen halbkreisförmigen Schlitz an der Unterseite des Gehäuses zu erstellen, der einen Radius von 1,5 Millimetern hat.Mit einem 1-Millimeter-Bohrer machen Sie ein Loch in der Rückseite des Gehäuses für die Tetrodes. Verwenden Sie zunächst einen Fräser, um ein Drei-Pol-Stück von einem einreihigen männlichen Stift-Header-Streifen abzubrechen. Mit zange ziehen Sie den mittleren Stift heraus.Als Nächstes schneiden Sie die verbleibenden Stifte mit einem Fräser auf 10 Millimeter Länge. Verwenden Sie einen Bohrer mit der Nummer 65, um ein Loch durch die mittlere Stiftbohrung zu bohren, und verwenden Sie einen doppelten Null-99-Hahn, um ein Gewinde zu bohren. Montieren Sie den Mikroantrieb und die Messingplatten.Legen Sie eine Schraube durch die erste Messingplatte, durch das Stiftkopfgewinde und dann durch die zweite Messingplatte. Schließlich legen Sie eine Mutter auf die Schraube und ziehen Sie den montierten Mikroantrieb vorsichtig fest. Löten Sie die Stifte zusammen mit den Messingplatten und löten Sie die Mutter zusammen mit der Spitze der Schraube.Danach löten Sie den Mikroantrieb an vier Stellen an den Seiten der Mikroantriebs-Messingplatten in das Mikroantriebsgehäuse. Mit Epoxidkleber ein sechs Millimeter langes Edelstahlrohr auf den kleinen halbkreisförmigen Schlitz an der Unterseite des Mikroantriebsgehäuses. Kleben Sie ein drei Millimeter langes Edelstahlrohr an den Stiftkopf, so dass es mit dem sechs Millimeter langen Rohr am Gehäuse aufgereiht ist.Legen Sie die vorbereiteten Silikon- und Polyimidrohre in die beiden Edelstahlrohre ein und kleben Sie sie mit Cyanoacrylatkleber an das am Stiftkopf befestigte Edelstahlrohr. Dann schrauben Sie den Mikroantrieb ganz nach oben und schneiden Sie die überschüssigen Schläuche von oben und unten der beiden Stahlrohre ab. Als nächstes schneiden Sie zwei blanke Silberdrähte mit einem Durchmesser von 75 Mikrometern auf eine Länge von 12 Zentimetern und löten sie sowohl an die Masseverbindung in der Elektrodenschnittstellenplatine als auch an alle ungenutzten Kanäle.Schieben Sie einen der vorbereiteten Wolframdrähte in eines der Löcher einer 16-Kanal-Elektroden-Schnittstellenplatine. Legen Sie einen Stift in das Loch und drücken Sie ihn mit einer Zange. Messen Sie den Widerstand zwischen dem Stift und der nicht codierten Seite des Drahtes, um die Konnektivität zu überprüfen.Wiederholen Sie diesen Vorgang für alle vorbereiteten Drähte, einschließlich eines 50-Mikrometer-Drahtes für Referenzelektrode. Gruppieren Sie dann die Elektrodendrähte in zwei Gruppen von jeweils vier Drähten und verkleben Sie sie mit Klebeband am Ende jedes Drahtes, wobei der Referenzdraht in Ruhe gelassen wird. Halten Sie die Elektrodenschnittstellenplatine über eine motorisierte Drehvorrichtung und legen Sie das Kanalbandende aus einer Gruppe von vier Drähten auf das Gerät.Tragen Sie 130 Runden im Uhrzeigersinn auf, gefolgt von 20 Drehungen gegen den Uhrzeigersinn. Dann Cyanoacrylatkleber auftragen, um die Tetrode zu bedecken. Nachdem der Kleber ausgehärtet ist, schneiden Sie die Tetrode in der Nähe des Klebebandes.Wiederholen Sie diesen Dreh-, Klebe- und Schneidprozess auf die andere Tetrode. Befestigen Sie zunächst das Mikroantriebsgehäuse mit zwei Millimeterschrauben an der Loggerbox. Gewinden Sie die Tetroden und die Referenzelektrode durch das Loch an der Rückseite des Mikroantriebsgehäuses.Fädeln Sie die Tetroden durch die beiden Silikonrohre und fädeln Sie den 50 Mikrometer Wolframdraht durch das Polyimidrohr. Schrauben Sie den Mikro-Tauchgang den ganzen Weg nach unten und tragen Sie Cyanoacrylatkleber auf die Oberseite der Rohre auf, um die Tetrodes und Drähte an ihre Rohre zu kleben und sicherzustellen, dass die Bewegung mit dem Mikroantrieb übereinstimmt. Schrauben Sie den Mikroantrieb bis ganz nach oben.Tragen Sie weiches Erdöl auf die freiliegende Tetrode und Drähte im Mikroantriebsgehäuse auf, um Bewegung zu verhindern. Befestigen Sie ein vorgeschnittenes Petrischalen-Bodenfenster an der Vorderseite des Mikroantriebsgehäuses mit Epoxid, während Sie sicherstellen, dass die Erddrähte außerhalb des Fensters bleiben. Als Nächstes wenden Sie die Raumtemperatur-Vulkanisationaufstriche auf die freiliegenden Tetrodes und Drähte zwischen der Logger-Box-Abdeckung und dem Microdrive-Gehäuse an.Verwenden Sie scharfe Schere, um die Tetrodes und Referenzdraht auf die gewünschte Länge zu schneiden. Danach den markierten, ausgestrahlten Polystyrolschaum an der Schachtel befestigen. Passen Sie seine Größe so an, dass sein Auftrieb ausgeglichen ist, wenn er im Wasserbad untergetaucht ist.Nach der Anästhesisierung der Fische, nehmen Sie die Fische aus dem Wasser und legen Sie es in den Halter. Verwenden Sie einen sterilen Spachtel, um fünf Prozent Lidocainpaste auf die Haut oberhalb der vorgesehenen Operationsstelle für 10 Minuten aufzutragen. Entfernen Sie dann das Lidocain.Verwenden Sie ein steriles Blattskalpell mit der Nummer 15, um die Haut über dem Schädel in der für das Implantat bestimmten Region zu entfernen. Dann verwenden Sie einen Zahnbohrer mit 0,7-Millimeter-Bohrern, um vier Löcher in den Schädel zu bohren. Cyanoacrylatkleber auf eine der Löcher auftragen und sofort eine Ein-Millimeter-Schraube einsetzen.Wiederholen Sie diesen Vorgang für die verbleibenden Bohrungen. Danach verwenden Sie einen Zahnbrand, um Zahnzement auf die Schrauben und an der Peripherie des freiliegenden Schädels aufzutragen. Mit dem Zahnbohrer machen Sie ein Loch, das fünf Millimeter im Durchmesser über dem Hirnbereich von Interesse ist.Verwenden Sie feine Pinzette und Weichteilpapier, um Fettgewebe zwischen Schädel und Gehirn zu entfernen und das Ziel der Hirnregion zu bedecken, da es darauf achtet, die großen Blutgefäße unter dem Schädel nicht zu beschädigen. Senken Sie zunächst das Implantat so ab, dass die Elektroden in das Gehirn eingeführt werden, während sich der untere Teil des Mikroantriebsgehäuses in der Nähe des Schädels befindet. Beginnen Sie mit der Befestigung des Implantats am Schädel, indem Sie eine kleine Menge Zahnzement zwischen dem Gehäuse und der nächsten Schädelschraube auftragen.Nach dem ersten Teil des Zahnzementes ist geheilt aufaddition Zahnzement und schließen Sie das Loch über dem Schädel und den gesamten exponierten Schädel. Nachdem Sie die Kiemen des Fisches mit frischem Wasser gespült haben, um ihn zu wecken, entfernen Sie den Fisch aus dem Halter und legen Sie ihn wieder in seinen heimischen Tank. Stellen Sie sicher, dass der Fisch mit dem Implantat frei schwimmen kann.Das Ziel dieser Experimente ist es zu untersuchen, wie die neuronale Aktivität einzelner Zellen das Verhalten der Fische kodiert. Um dies zu erreichen, wird ein Tetrode-Array in das Telencephalon frei schwimmender Goldfische implantiert, wodurch die neuronale Aktivität aufgezeichnet werden kann. Die Hirnaktivität während der Aufnahme wird bei 31, 250 Hertz digitalisiert und Hochpass mit 300 Hertz durch den Datenlogger gefiltert.Dann wird offline ein Bannpassfilter auf die Signale angewendet und die vorsortierten Rohdaten werden in den Kanal und den Referenzkanal jedes Tetroden getrennt. Die nächsten gängigen Spike-Sortieralgorithmen werden verwendet, um die Einzelzellaktivität zu charakterisieren. Zunächst wird jeder Kanal manuell nach dem minimalen Spike-Amplitudenschwellenwert gefiltert.Spikes, die in mehr als einer Tetrode oder im Referenzkanal erschienen sind, werden ebenfalls gefiltert. Die erkannten Spitzen werden dann manuell gruppiert und nach Form, Länge, Interspike-Intervall und Prinzipkomponentenanalyse gefiltert. Es ist wichtig, die Integrität des Implantats vor der Operation zu überprüfen.Die Tetrode kann mit einem Standard-Impedanzmesser überprüft werden und die Box sollte auf Leckage unter Wasser überprüft werden. Diese Methode kann geändert werden, um mit vielen Wassertieren zu arbeiten, solange sie groß genug sind, um das System zu halten. Dies ermöglicht es, den neuronalen Mechanismus zu studieren, die ihrem Verhalten zugrunde liegen.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Großflächige Aufnahme von Neuronen durch Movable Silicon Probes in Behaving Nagetiere

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Forschung

Neurowissenschaften

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Vorderhirn Elektrophysiologische Aufzeichnung im Larven Zebrafisch

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Aufzeichnung der elektrischen Aktivität von identifizierten Neuronen im intakten Gehirn von transgenen Fischen

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Langfristige Verhaltens Verfolgung von Frei Schwimmen Schwach elektrische Fische

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Elektrophysiologische Aufnahme im Gehirn von erwachsenen Zebrafisch Intact

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Aufnahme von Aktionspotentialen einzelner Neuronen &quot;sich frei zu bewegen Tauben auf drei Stages of Learning

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Extrazelluläre Draht Tetrode Aufnahme im Gehirn frei zu gehen Insekten

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...