Name: wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish at JoVE.com

Estamos agradecidos a Nachum Ulanovsky y a los miembros del laboratorio de Ulanovsky por toda su ayuda. Además, estamos agradecidos a Tal Novoplansky-Tzur por la asistencia técnica útil. Agradecemos el apoyo financiero de THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST Program (subvención no 281/15), y el Helmsley Charitable Trust a través de la Iniciativa de Robótica Agrícola, Biológica y Cognitiva de la Universidad Ben-Gurion del Negev.

Todos los procedimientos de cirugía deben ser aprobados por los comités de ética local sobre bienestar animal (por ejemplo, IACUC).
1. Construcción de la carcasa Microdrive
<ol><li>Para construir la carcasa, corte una placa de latón de 1 mm de ancho en una placa de 19 mm x 29 mm x 1 mm utilizando una sierra. Corte dos aberturas de 5,5 mm en cada uno de los lados largos perpendiculares al borde, de modo que cada abertura esté a 6,5 mm de distancia de los lados estrechos<strong class="xf...

<ol>
	<li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish.">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li><li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish.">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476 (2015).</li><li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish.">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li><li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture.">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li><li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish.">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li><li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+behavior:+opportunities+and+challenges.">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li><li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish.">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li><li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish.">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li><li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents.">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568 (2012).</li><li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives.">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li><li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black.">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5 (2010).</li><li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+methods+for+spike+sorting:+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials.">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li><li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+IEEE+802.11+underwater+networks+operating+at+700+MHz,+2.4+GHz+and+5+GHz.">Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz.</a> Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks &amp; Systems. , (2015).</li><li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz.">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li><li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band.">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li><li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording.">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li><li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings.">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165 (2016).</li></ol>

Este protocolo detalla los pasos involucrados en la implantación de una matriz de tetrodes en el telencéfalo de nadar libremente peces dorados. Esta técnica implementa un registrador neural que amplifica y registra las señales adquiridas de hasta 16 canales junto con una microunidad que puede ajustar la posición del tetrode en el cerebro. La microunidad permite ajustar la posición en el cerebro para optimizar la grabación.
Este protocolo se puede modificar fácilmente para la grabación...

Los peces son el grupo más grande y diverso de vertebrados, y al igual que otros vertebrados exhiben habilidades cognitivas complejas como navegar, socializar, dormir, cazar, etc. Sin embargo, los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces permanecen en su mayor parte desconocidos.
En las últimas décadas, las grabaciones extracelulares de peces inmovilizados se han implementado principalmente para investigar diferentes aspectos de la base neuronal del comportamiento1,2. Aunque esta técnica es apropiada para algunos sistemas sensoriales, la investigación de todo el espectro de la base neuronal del comportamiento es difícil, si no imposible, en animales inmovilizados. Los primeros avances implicaron la grabación de las células Mauthner de peces nadadores atados3,4. Sin embargo, las células Mauthner son desproporcionadamente grandes y las amplitudes potenciales de acción registradas, que pueden ir tan alto como unos pocos mV, facilitan la grabación. Más tarde, Canfield y otros describieron una prueba de concepto cuando se utiliza un animal atado para registrar el telencéfalo de los peces5. Otra técnica reciente para registrar la actividad neuronal de los peces es la toma de imágenes de calcio (ver comentarios de Orger y de Polavieja6, y Vanwalleghem et al.7). Esta técnica fue desarrollada para su uso con larvas de pez cebra porque la piel y el cráneo son transparentes durante la etapa larval. Sin embargo, esta técnica no se puede utilizar para estudiar comportamientos complejos en etapas posteriores de desarrollo.
Aquí, presentamos una técnica novedosa para registrar la actividad neuronal extracelular desde el cerebro de los peces que nadan libremente. Esta es una versión modificada del protocolo descrito en Vinepinsky et al.8. La principal innovación es la adición de un microdrive que permite controlar la posición de los electrodos después de la cirugía. La técnica está diseñada para grabar desde el telencéfalo de peces dorados utilizando un conjunto de tetrodes que están conectados a un registrador de datos neuronales a través de un micromotor. Toda la configuración es inalámbrica y anclada al cráneo del pez. El peso específico del sistema se iguala al peso específico del agua mediante la adición de un pequeño flotador que permite a los peces nadar libremente.
La técnica se basa en el uso de un registrador de datos neuronales que amplifica, digitaliza y almacena la señal en un dispositivo de memoria integrado. El sistema de telemetría del registrador se utiliza para iniciar y detener las grabaciones, y para la sincronización con la cámara de vídeo. En este protocolo, se utiliza un registrador neural de 16 canales, integrado en una caja impermeable junto con el micromotor.
El conjunto de microunidades se fabrica a partir de dos componentes principales: el propio micromotor y la carcasa de microunidad(Figura 1A,B). La carcasa sostiene el micromotor y los tetrodes, y también actúa como el ancla entre el cráneo y la caja del registrador(Figura 1C). La caja registradora de PVC se fabrica mediante un proceso de máquina y se sella mediante una red tórica(Figura 1E-G,véase también Figura suplementaria 1, Figura suplementaria 2y Figura suplementaria 3 para un diagrama tridimensional [3D]). En un extremo, un pedazo de espuma de poliestireno se une a la caja del registrador para compensar el peso del implante y proporcionar al pez un implante neutro de flotabilidad. La construcción del micromotor descrito en el protocolo sigue el procedimiento presentado por Vandecasteele et al.9 con una modificación para conectar el micromotor a la carcasa(Figura 1A). Se presentan todos los pasos principales.
El procedimiento descrito en el protocolo para preparar el cráneo de pescado es similar al que se presenta en Vinepinsky et al.8 y se describe brevemente en el protocolo. Un día después de la cirugía, los peces normalmente se recuperan completamente de los efectos de la anestesia y están listos para los experimentos conductuales. Tenga en cuenta que la ubicación del tetrode se puede ajustar girando el tornillo de micromotor. El tornillo tiene un espaciado de 300 m por rotación completa y se recomienda un avance de 75 m hasta que se alcance la ubicación del cerebro objetivo. Se debe consultar un atlas cerebral adecuado para apuntar a la región cerebral específica de interés. Es aconsejable probar la impedancia del electrodo cada vez que el pez es anestesiado para el reemplazo de la batería o la tarjeta de memoria.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.7 mm round drill bits</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Compatible with the drill.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15-blade Scalpel</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>16 channel PCB board</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>EIB-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X3M phillips round head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>27 cm X 19 cm X 1 mm brass plate</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>See Figure 2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2X6M phillips flat head screws</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Stainless steel. Any type.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3140 RTV coating</td>
			<td>Dow Crowning</td>
			<td>2767996</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>75 &#181;m Silver wire</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass machine screws #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass plates 7.5mm X 2.5mm X 0.6mm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 25&#181;m</td>
			<td>California Fine Wire Company</td>
			<td>5000160</td>
			<td>Depending on the appication the tetrodes can be fabricated from any type of wire. Popular wires are nicrome wires that can be found with lower diameters (eg. A-M systems, 762000)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coated Tungsten wire 50&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>795500</td>
			<td>Can be replaced with any other wire with low impedance</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrilic glue</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Burnisher</td>
			<td>ComDent UK</td>
			<td></td>
			<td>Any small sterille stainless-still tool will do.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement - GCFujiPLUS</td>
			<td>GC</td>
			<td>431011</td>
			<td>Other dental cements would probably will work as well although we have never tried any other.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental drill or nail polish drill</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dental drills are expensive, a nail polish drill can be a cheap replacement.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drill bit #65</td>
			<td></td>
			<td>947-65</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast curing epoxy</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any 5 minutes curing epoxy can be used here.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Logger box with O-ring sealing</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>A 3D drawing is provided. See supplementary 1-3. The box should be machine fabricated (do not use 3D printers). Use transperant material, to be able to see the indicator LEDs on the logger.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Motorized turning device</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom made as described in &#34;open ephys&#34; website. Can also be purchusaed from neurolynx (&#34;Tetrode Spinner 2.0&#34;) or bulit by other means.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouselog-16 Neural logger</td>
			<td>Deuteron Technologies Ltd</td>
			<td></td>
			<td>There are several neural loggers available on the market, including: SpikeGadget (UH32 32channels) and Neurologger 2/2A/2B of Alexei Vyssotski. It should be noted that weight is not a major contraint since it can be counterbalanced with floating Styrofoam</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td>Ethtl 3-aminobenzoate methanesulfonate 98%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nano-Z plating</td>
			<td>White Matter LLC</td>
			<td></td>
			<td>The nano-Z can be bought from several supllieres. Any impedance meter can be used, e.g. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCB pins</td>
			<td>Neurlynx</td>
			<td>Neuralynx EIB Pins</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polymide tubing 250&#181;m</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>822000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rechargable battery</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.7 Lipo battery, 370 mAh. Holds about 6 hours of recording. Smaller or larger battries can be used to reduce the weight or extend recording time.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone tubing 0.64 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>806100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless steel 1.5 mm</td>
			<td>A-M Systems</td>
			<td>846000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sudium Bicarbonate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>S9625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tap #00-90</td>
			<td></td>
			<td>947-1301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vaseline</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any type of soft petroleum skin protectant can be used here.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

wireless electrophysiological recording of neurons by movable tetrodes in freely swimming fish

Los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces siguen siendo en su mayoría desconocidos, aunque los peces constituyen la mayoría de todos los vertebrados. La capacidad de registrar la actividad cerebral de los peces que se mueven libremente avanzaría considerablemente la investigación sobre la base neuronal del comportamiento de los peces. Por otra parte, el control preciso de la ubicación de registro en el cerebro es fundamental para estudiar la actividad neuronal coordinada a través de las regiones en el cerebro de los peces. Aquí, presentamos una técnica que registra de forma inalámbrica desde el cerebro de nadar libremente peces mientras controla para la profundidad de la ubicación de grabación. El sistema se basa en un registrador neural asociado con un nuevo implante compatible con el agua que puede ajustar la ubicación de grabación mediante tetrodes controlados por microunidad. Las capacidades del sistema se ilustran a través de grabaciones del telencéfalo de peces dorados.

Durante una sesión de grabación, el pez dorado nadó libremente en un tanque de agua cuadrado mientras se registraba la actividad neuronal en su telencéfalo. El objetivo de estos experimentos era estudiar cómo la actividad neuronal de las células individuales determina el comportamiento del pez. Para ello, es necesario identificar la actividad de punción en los datos registrados. La actividad cerebral, mientras se registraba, fue digitalizada a 31.250 Hz y la paso alta filtrada a 30...

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Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Se presenta una novedosa técnica inalámbrica para registrar señales neuronales extracelulares del cerebro de la natación libre de peces dorados. El dispositivo de grabación se compone de dos tetrodes, un microdrive, un registrador de datos neuronales y una caja impermeable. Todas las piezas están hechas a medida, excepto el registrador de datos y su conector.

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Desarrollamos un método novedoso para registrar la señal neuronal extracelular del cerebro de los peces que nadan libremente. Esto abre la puerta al estudio de los mecanismos de la neurona al final del comportamiento de los peces del día. Este método es válido y a prueba de agua y por lo tanto permite la grabación mientras los peces nadan libremente en el tanque de agua.Además, la ubicación de grabación se puede controlar mediante la microenlocución incorporada. Tal Zoor-Novoplansky, nuestro técnico de laboratorio, me ayudará a demostrar este procedimiento. Para construir la carcasa, utilice una placa de latón con dimensiones de 19 milímetros por 29 milímetros por un milímetro.Con dos aberturas de 5,5 milímetros en los lados largos, perpendiculares al borde. Las hendiduras deben estar a 6,5 milímetros de distancia del lado estrecho. Usando alicates, dobla el área entre las hendiduras en los lados largos hacia adentro.A continuación, doble la parte inferior hacia adentro y la parte superior hacia afuera para obtener la carcasa. A continuación, utilice una broca de eneldo de tres milímetros para hacer agujeros en la carcasa de microunidad para los tornillos y soldar los lados de la carcasa. Utilice un archivo circular fino para crear una pequeña ranura semicircular en la parte inferior de la carcasa que tiene un radio de 1,5 milímetros.Usando una broca de un milímetro hacer un agujero en la parte posterior de la carcasa para los tetrodos. En primer lugar, utilice un cortador para romper una pieza de tres pines de una tira de cabezal de pasador macho de una sola fila. Usando alicates tire del pasador central.A continuación, utilice una herramienta de corte para cortar los pasadores restantes a 10 milímetros de longitud. Utilice una broca número 65 para perforar un agujero a través del orificio del pasador central y utilice un doble cero 99 grifo para perforar una rosca. Montar la micro unidad y las placas de latón.Inserte un tornillo a través de la primera placa de latón, a través de la rosca del cabezal del pasador y luego a través de la segunda placa de latón. Por último, coloque una tuerca en el tornillo y apriete suavemente el microconducción montado. Soldar los pasadores junto con las placas de latón y soldar la tuerca junto con la punta del tornillo.Después de esto, soldar la micro unidad en la carcasa del micro drive en cuatro puntos en los lados de las placas de latón de micro-unidad. Usando pegamento epoxi un tubo de acero inoxidable de seis milímetros de largo a la pequeña abertura semicircular en la parte inferior de la carcasa del microencontro. Pegue un tubo de acero inoxidable de tres milímetros de largo en la cabeza del pasador para que esté alineado con el tubo de seis milímetros de largo en la carcasa.Inserte los tubos de silicona y poliimida preparados en los dos tubos de acero inoxidable y utilice pegamento de cianoacrilato para pegarlos al tubo de robo inoxidable unido al cabezal del pasador. A continuación, atornillar la micro unidad hasta el final y cortar el exceso de tubo de la parte superior e inferior de los dos tubos de acero. A continuación, corte dos cables de plata desnudos con un diámetro de 75 micrómetros a una longitud de 12 centímetros y sueldelé tanto a la conexión a tierra en la placa de interfaz de electrodos como a todos los canales no utilizados.Empuje uno de los cables de tungsteno preparados en uno de los orificios de una placa de interfaz de electrodo de 16 canales. Coloque un pasador en el agujero y presiónelo con un par de alicates. Mida la resistencia entre el pasador y el lado no codificado del cable para comprobar la conectividad.Repita este proceso para todos los cables preparados, incluido un cable de 50 micrómetros para electrodo de referencia. A continuación, agrupe los cables de electrodos en dos grupos de cuatro cables cada uno y fírtelos usando cinta adhesiva al final de cada cable dejando el cable de referencia solo. Sujete la placa de interfaz del electrodo por encima de un dispositivo de torneado motorizado y coloque el extremo de la cinta de conducto de un grupo de cuatro cables en el dispositivo.Aplicar 130 rondas en el sentido de las agujas del reloj seguidas de 20 rotaciones en sentido contrario a las agujas del reloj. A continuación, aplique pegamento de cianoacrilato para cubrir el tetrodo. Después de que el pegamento se haya curado, corte el tetrode cerca de la cinta adhesiva.Repita este proceso de rotación, encolado y corte al otro tetrode. En primer lugar, conecte la carcasa de la microenlazada a la caja del registrador con dos tornillos de milímetros. Enrosque los tetrodos y el electrodo de referencia a través del orificio en la parte posterior de la carcasa del microconducción.Enhebrar los tetrodos a través de los dos tubos de silicona y enhebrar el cable de tungsteno de 50 micrómetros a través del tubo de poliimida. Atornille el micro inmersión hasta el final y aplique pegamento de cianoacrilato a la parte superior de los tubos para pegar los tetrodos y cables a sus tubos y asegurar que el movimiento sea consistente con el microenlacio. Atornillar la micro unidad hasta la parte superior.Aplique petróleo blando al tetrodo expuesto y a los cables dentro de la carcasa del microenlazo para evitar el movimiento. Coloque una ventana inferior de la placa de petri precortado en la parte delantera de la carcasa de la microenlace con epoxi mientras se asegura de mantener los cables de tierra fuera de la ventana. A continuación, aplique recubrimiento vulcanizante a temperatura ambiente a los tetrodos y cables expuestos entre la cubierta de la caja del registrador y la carcasa de la micromotora.Utilice tijeras afiladas para cortar los tetrodos y el alambre de referencia a la longitud deseada. Después de esto, adjunte la espuma de poliestireno marcada y exudada a la caja. Ajuste su tamaño para que su flotabilidad esté equilibrada cuando se sumerja en el baño de agua.Después de anestesiar el pescado, saque el pescado del agua y colóquelo en el soporte. Use una espátula estéril para aplicar una pasta de lidocaína del cinco por ciento en la piel por encima del sitio de la cirugía designada durante 10 minutos. Luego retire la lidocaína.Utilice un bisturí de hoja tipo 15 estéril para extraer la piel por encima del cráneo en la región designada para el implante. Luego utilice un taladro dental con brocas de 0.7 milímetros para perforar cuatro agujeros en el cráneo. Aplique pegamento de cianoacrilato a uno de los orificios e inserte inmediatamente un tornillo de un milímetro.Repita este proceso para los taladros restantes. Después de esto, utilice un quemedor dental para aplicar cemento dental en los tornillos y en la periferia del cráneo expuesto. Usando el taladro dental hacer un agujero que es de cinco milímetros de diámetro por encima de la región cerebral de interés.Usa pinzas finas y papel de tejido blando para eliminar el tejido graso entre el cráneo y el cerebro y exponer el objetivo de la región cerebral teniendo cuidado de no dañar los vasos sanguíneos grandes debajo del cráneo. En primer lugar, baje el implante de tal manera que los electrodos se inserten en el cerebro mientras que la parte inferior de la carcasa del micro drive está cerca del cráneo. Comience a fijar el implante al cráneo aplicando una pequeña cantidad de cemento dental entre la carcasa y el tornillo del cráneo más cercano.Después de que la primera parte del cemento dental se cura aplicar cemento dental de adición y cerrar el agujero por encima del cráneo y todo el cráneo expuesto. Después de lavar las branquias del pez con agua fresca para despertarlo, retire el pescado del soporte y colóquelo de nuevo en su tanque de origen. Asegúrese de que el pez es capaz de nadar libremente con el implante.El objetivo de estos experimentos es estudiar cómo la actividad neuronal de las células individuales codifica el comportamiento del pez. Para lograr esto se implanta una matriz de tetrodos en el telencéfalo de peces dorados de natación libre que permite registrar la actividad neuronal. La actividad cerebral mientras se registra se digitaliza en 31, 250 Hertz y paso alto filtrado a 300 Hertz por el registrador de datos.A continuación, sin conexión se aplica un filtro de paso de prohibición a las señales y los datos sin procesar preordenados se separan en el canal de cada tetrode y el canal de referencia. Los siguientes algoritmos comunes de clasificación de picos se utilizan para caracterizar la actividad de una sola celda. En primer lugar, cada canal se filtra manualmente por el umbral de amplitud de pico mínimo.También se filtran los picos que aparecieron en más de un tetrode o en el canal de referencia. A continuación, los picos detectados se agrupan manualmente y se filtran por forma, longitud, intervalo de interpuntes y análisis de componentes de principio. Es importante comprobar la integridad del implante antes de la cirugía.El tetrodo se puede comprobar utilizando un medidor de impedancia estándar y la caja debe ser revisada para detectar fugas bajo el agua. Este método se puede modificar para trabajar con muchos animales acuáticos, siempre y cuando sean lo suficientemente grandes como para sostener el sistema. Esto permite estudiar el mecanismo neural que subyacen a su comportamiento.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A gran escala de grabación de las neuronas por medio de sondas de silicio móviles en comportarse roedores

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

Investigación

Neurociencias

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Marcaje fluorescente retrógrada Permite dirigida extracelular sola unidad de grabación de neuronas identificadas<em&gt; En vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Prosencéfalo electrofisiológico de grabación en larvas de pez cebra

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Seguimiento del comportamiento a largo plazo de Libremente Natación débilmente eléctrico Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Recording Single Neurons' Action Potentials from Freely Moving Pigeons Across Three Stages of Learning

Grabación Potenciales de Acción Individual Neuronas &quot;de que se mueven libremente Palomas en sus Tres Etapas del Aprendizaje

While the subject of learning has attracted immense interest from both behavioral and neural scientists, only relatively few investigators have observed ...

Extracellular Wire Tetrode Recording in Brain of Freely Walking Insects

Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos

Increasing interest in the role of brain activity in insect motor control requires that we be able to monitor neural activity while insects perform ...