Name: a revised method for inducing secondary lymphedema in the hindlimb of mice
Uploaded: 2019-11-02T14:00:00
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Die Autoren danken Peter Bollen, Leiter des Biomedizinischen Labors, für die Ausleihe der Notwendigen, um die Aufnahmen durch die Mikroskope aufzunehmen.

Die Tiere wurden gemäß den institutionellen Leitlinien in der Tierpflegeeinrichtung der Universität Süddänemark untergebracht. Alle Verfahren, an denen Tierquäler beteiligt sind, wurden von der Tierversuchsinspektion, dem dänischen Umwelt- und Lebensmittelministerium genehmigt.
1. Vorchirurgische Bestrahlung
HINWEIS: Die Bestrahlung vor der Operation erfolgt 7 Tage vor der Operation.
<ol><li>Anästhesie induzieren.<ol>
<li>Legen Sie die Maus in eine Indukti...

<ol>
	<li>Lawenda, B. D., Mondry, T. E., Johnstone, P. A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphedema:+a+primer+on+the+identification+and+management+of+a+chronic+condition+in+oncologic+treatment.">Lymphedema: a primer on the identification and management of a chronic condition in oncologic treatment.</a> CA: A Cancer Journal for Clinicians. 59 (1), 8-24 (2009).</li><li>Greene, A. K., Greene, A. K., Slavin, S. A., Brorson, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epidemiology+and+morbidity+of+lymphedema.">Epidemiology and morbidity of lymphedema.</a> Lymphedema: Presentation, Diagnosis, and Treatment. , 33-44 (2015).</li><li>Hespe, G. E., Nores, G. G., Huang, J. J., Mehrara, B. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymph+node+transfer+and+perinodal+lymphatic+growth+factor+treatment+for+lymphedema.">Lymph node transfer and perinodal lymphatic growth factor treatment for lymphedema.</a> Annals of Surgery. 257 (5), 961-967 (2013).</li><li>Wang, G. Y., Zhong, S. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+3D+volumetry+versus+conventional+measuring+techniques+for+the+assessment+of+experimental+lymphedema+in+the+mouse+hindlimb.">High-resolution 3D volumetry versus conventional measuring techniques for the assessment of experimental lymphedema in the mouse hindlimb.</a> Scientific Reports. 6, 34673 (2016).</li><li>Biau, D. J., Kerneis, S., Porcher, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Statistics+in+brief:+the+importance+of+sample+size+in+the+planning+and+interpretation+of+medical+research.">Statistics in brief: the importance of sample size in the planning and interpretation of medical research.</a> Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (9), 2282-2288 (2008).</li><li>Korula, P., Varma, S. K., Sunderrao, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+wound+contraction+by+point-to-point+adherent+splintage.">Inhibition of wound contraction by point-to-point adherent splintage.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 95 (4), 725-730 (1995).</li><li>Komatsu, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymph+Drainage+During+Wound+Healing+in+a+Hindlimb+Lymphedema+Mouse+Model.">Lymph Drainage During Wound Healing in a Hindlimb Lymphedema Mouse Model.</a> Lymphatic Research and Biology. 15 (1), 32-38 (2017).</li></ol>

Es gibt einige wichtige Schritte in diesem Protokoll. Erstens ist es wichtig, dass die Forscher Sicherheitsvorkehrungen treffen, wenn sie mit Radioaktivität arbeiten. Zweitens, während des chirurgischen Teils dieses Protokolls, ist es wichtig, das Verfahren zu starten, sobald die Maus beästhestisiert wurde und beenden Sie es ohne unnötige Pausen. Dies ist wichtig, um eine übermäßig lange Operationszeit für das Tier zu vermeiden und zu verhindern, dass die Anästhesie während der Operation an Wirkung verliert. Es...

Lymphödem ist durch eine Ansammlung von Lymphflüssigkeit gekennzeichnet, die zu lokalisierten Gewebeschwellungen führt, die hauptsächlich durch einen gestörten oder gestörten Fluss der Lymphflüssigkeit in denLymphgefäßen1 auftreten. Der Lymphfluss kann durch Infektionen, Obstruktionen, Verletzungen oder angeborene Defekte im Lymphsystem beeinträchtigt oder gestört werden2. Diese Ätiologien führen zu einer Ansammlung von Lymphflüssigkeit, was zu einem chronischen Entzündungszustand führt, was zu einer nachfolgenden Fibrose sowie ablagerungen von Fettgewebe3führt. Lymphödem kann als primäres oder sekundäres Lymphödem kategorisiert werden. Primäres Lymphödem wird durch Entwicklungsanomalien oder genetische Mutation2,4verursacht. Sekundäres Lymphödem tritt aufgrund einer zugrunde liegenden systemischen Erkrankung, Operation odertrauma2,4auf. Sekundäres Lymphödem ist die häufigste Form von Lymphödem in der Welt2. In industrieländern Ländern ist die häufigste Ursache für sekundäres Lymphödem eine onkologische Therapie wie adjuvante Strahlentherapie und Lymphknotensektion5. Lymphödem ist am häufigsten bei Brustkrebspatientinnen, kann aber auch bei Patienten mit gynäkologischem, Melanom, Urogenital- oderNackenkrebs6 entwickeln. Es wurde vorgeschlagen, dass von allen Frauen, bei denen Brustkrebs diagnostiziert wurde, 21% Lymphödeme entwickeln 7.
Lymphödem eimmen kann für den Patienten sowohl körperlich als auch psychisch belastend sein. Patienten mit Lymphödem haben ein erhöhtes Infektionsrisiko5,8,9, schlechte Lebensqualität und können soziale Angst und Symptome von Depressionen entwickeln10. Die Komplikationen des chronischen Lymphödemführens führen zu hohen Pflegekosten und einer erhöhten Krankheitsbelastung9,11. Ergebnisse deuten auch darauf hin, dass Lymphödem e.A. mit einem erhöhten Sterberisiko nach Brustkrebsbehandlung in Verbindung gebracht werden könnte12. Konservatives Management wie Kompression des betroffenen Bereichs, manuelle Lymphdrainage und allgemeine Hautpflege bleiben der erste Linienansatz. Derzeit gibt es keine kurative Behandlung6. Obwohl auf dem Gebiet der chirurgischen und medizinischen Therapie Fortschritte erzielt wurden, gibt es noch Raum für Verbesserungen. Mehr Forschung, die Einblicke in die Pathophysiologie und das Fortschreiten der Krankheit bietet, ist notwendig, um Ärzten zu ermöglichen, bessere Behandlungsmöglichkeiten für die Patienten zu bieten5.
Tiermodelle werden in der präklinischen Forschung eingesetzt, um die Pathophysiologie von Krankheiten zu verstehen und mögliche Behandlungsmöglichkeiten zu entwickeln. Mehrere verschiedene Lymphödem Tiermodelle wurden in Denkanleben13,14, Kaninchen15, Schafe16, Schweine17,18 und Nagetiere19,20, 21,22,23,24. Das Nagetiermodell scheint das kostengünstigste Modell zu sein, wenn es um die Rekonstruktion der Lymphfunktion geht, da Nagetiere leicht zugänglich und relativ preisgünstigsind 25. Die mehrheit der Mäusemodelle haben sich auf die Induktion von Lymphödem enden im Schwanz der Mäuse21,22,23. Das Schwanzmodell ist sehr zuverlässig, aber die genaue chirurgische Technik zur Induktion von Lymphödem variiert erheblich in früheren veröffentlichten Materialien. Dies führt zu Schwankungen in der Dauer und Robustheit des entwickelten Lymphödemes, das in bekannter Litteratur25dargestellt wird. Verschiedene Techniken werden auch verwendet, um Lymphödeme im Hinterkiefermodell zu induzieren, und sie liefern auch unterschiedliche Ergebnisse, aber das Hinterglied-Modell könnte aus translationaler Sicht leichter zu verstehen sein. Frühere Lymphödemmodelle wurden durch spontane Lymphödemauflösung behindert und daher wird ein reproduzierbares und dauerhaftes Lymphödem-Modell benötigt25. Forscher haben zuvor versucht, die Dosis der Strahlung zu erhöhen, um die spontane Lymphödem-Auflösung zu verhindern, aber dies hat oft zu einer nachfolgenden schweren Morbiditätgeführt 25.
Dieses Modell führt zu statistisch signifikanten Lymphödemen, ohne eine schwere Morbidität zu verursachen, indem Mikrochirurgie und Strahlung kombiniert werden. Das Modell wurde von einem früheren chirurgischen Modell durch Zugabe einer Dosis von Bestrahlung, die Lymphödem induziert, ohne schwere Morbidität26. Es bietet auch eine großartige Gelegenheit für mikrochirurgische Ausbildung. Aufgrund der kleinen anatomischen Strukturen der Mäuse ist der Zugang zu mikrochirurgischen Geräten und einem Mikroskop notwendig. Der chirurgische Eingriff kann durchgeführt werden, wenn dem Benutzer grundlegende mikrochirurgische Techniken vermittelt wurden, wie z. B. das Absaten mit mikrochirurgischen Instrumenten. Die Bediener, die dieses Verfahren durchführten, sahen sich alle Tutorial-Videos von Acland über die Voraussetzungen der mikrochirurgischen Fähigkeiten (1981) und der grundlegenden Mikronahttechnik (1985) an. Wir empfehlen, den chirurgischen Eingriff 8-10 Mal zu praktizieren, bevor Sie ihn in der Forschung verwenden. Das Üben des Verfahrens stellt sicher, dass weniger Fehler gemacht werden und dass das Verfahren effizienter durchgeführt werden kann. Nach der Beherrschung kann der chirurgische Eingriff in 45 Minuten durchgeführt werden.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>10-0 Nylon suture</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>12051-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 Nylon suture - Dafilon</td>
			<td>B Braun</td>
			<td>C0933112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coagulator - ICC 50</td>
			<td>ERBE</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton tipped applicators</td>
			<td>Yibon medical co</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting forceps</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>09-0190</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Elastic retractors</td>
			<td>Odense University Hospital</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical clipper</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>GT420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fentanyl 0,315 mg/ml</td>
			<td>Matrix</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad - PhysioSuite</td>
			<td>Kent Scientific Corp.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane 1000mg Attane</td>
			<td>Scan Vet</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer - PPV</td>
			<td>Penlon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro jewler forceps</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>1405-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Needle holder</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>25679-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissors</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>10128-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro tying forceps</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>43953-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microfine U-40 syringe 0,5ml</td>
			<td>BD</td>
			<td>328821</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microlance syringe 25g</td>
			<td>BD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microlance syringe 27g</td>
			<td>BD</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Midazolam 5 mg/ml (hameln)</td>
			<td>Matrix</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder - Circle wood</td>
			<td>Lawton</td>
			<td>08-0065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non woven swabs</td>
			<td>Selefa</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Opmi pico microscope F170</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patent blue V - 25 mg/ml</td>
			<td>Guerbet</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors - Joseph</td>
			<td>BD</td>
			<td>RH1630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Siemens INVEON multimodality pre-clinical scanner</td>
			<td>Siemens pre-clinical solutions</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Source of radiation - D3100</td>
			<td>Gulmay</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stata Statistical Software: Release 15</td>
			<td>StataCorp LLC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temgesic - 0,2 mg</td>
			<td>Indivior</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vet eye ointment - viscotears</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a revised method for inducing secondary lymphedema in the hindlimb of mice

Tiermodelle sind von größter Bedeutung in der Erforschung von Lymphödemen, um die Pathophysiologie der Krankheit zu verstehen, aber auch um mögliche Behandlungsmöglichkeiten zu erkunden. Dieses Mausmodell ermöglicht es Forschern, signifikante Lymphödeme zu induzieren, die mindestens 8 Wochen dauern. Lymphödem wird durch eine Kombination aus fraktionierter Strahlentherapie und chirurgischer Ablation von Lymphatik induziert. Dieses Modell erfordert, dass die Mäuse eine Dosis von 10 Grau (Gy) Strahlung vor und nach der Operation erhalten. Der chirurgische Teil des Modells beinhaltet ligation von drei Lymphgefäßen und Extraktion von zwei Lymphknoten aus der Maus hinterdlimb. Der Zugang zu mikrochirurgischen Werkzeugen und einem Mikroskop ist aufgrund der kleinen anatomischen Strukturen von Mäusen unerlässlich. Der Vorteil dieses Modells besteht darin, dass es zu einem statistisch signifikanten Lymphödem führt, das eine gute Grundlage für die Bewertung verschiedener Behandlungsmöglichkeiten bietet. Es ist auch eine großartige und leicht verfügbare Option für mikrochirurgisches Training. Die Einschränkung dieses Modells ist, dass das Verfahren zeitaufwändig sein kann, vor allem, wenn es nicht im Voraus praktiziert wird. Das Modell führt zu objektiv quantifizierbaren Lymphödemen bei Mäusen, ohne schwere Morbidität zu verursachen und wurde in drei separaten Projekten getestet.

Dieses Verfahren wurde bisher in drei getrennten Experimenten eingesetzt. Alle Experimente wurden von verschiedenen leitenden Forschern gemacht, die alle Co-Autoren dieses Artikels sind. In allen drei Experimenten wurde sehr darauf geachtet, dass elbe Verfahren wie in diesem Protokoll beschrieben zu befolgen. In allen drei Experimenten wurde ein sekundäres Lymphödem in einem Hinterglied induziert, während das andere Hinterglied als Kontrolle diente. Volumen der Hinterbeine waren das pr...

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A Revised Method for Inducing Secondary Lymphedema in the Hindlimb of Mice

Dieses Tiermodell ermöglicht es Forschern, statistisch signifikante sekundäre Lymphödeme im Hinterglied von Mäusen zu induzieren, die mindestens 8 Wochen dauern. Das Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie von Lymphödemen zu untersuchen und neue Behandlungsmöglichkeiten zu untersuchen.

Eine überarbeitete Methode zur Induktion von Sekundärlymphödemen im Hinterglied von Mäusen

Animal models are of paramount importance in the research of lymphedema in order to understand the pathophysiology of the disease but also to explore ...

Das übergeordnete Ziel dieser Methode ist es, konsistente sekundäre Lymphödeme im Hinterglied von Mäusen zu induzieren, ohne eine schwere Morbidität zu verursachen. Diese Methode kann verwendet werden, um sekundäre Lymphödeme im Hinterglied von Mäusen zu induzieren. Der Hauptvorteil dieser Methode ist, dass es unbedeutende Lymphödeme löst, die mindestens acht Wochen dauern, ohne eine schwere Morbidität zu verursachen.Jemand, der neu im Verfahren ist, kann mit den mikrochirurgischen Techniken zu kämpfen haben. Wir empfehlen daher eine mikrochirurgische Ausbildung und mehrere Praxisverfahren, um ein erfolgreiches Ergebnis zu gewährleisten, aber auch, um den Forscher darauf vorzubereiten, dass er oder sie das Verfahren effizienter durchführen kann. Richten Sie die Strahlungsquelle ein und befeuchten Sie die Maus, wie im Protokoll beschrieben.Legen Sie ein 1,5 Millimeter dickes Bleipolster, um sicherzustellen, dass nur der Bereich, der operiert wird, bestrahlt wird. Das gezeigte Beispiel ist eine Post-Chirurgie-Maus, um den Bereich zu klären. Verabreichen Sie eine Dosis von 10 grauer Bestrahlung.Die Forscher müssen Vorsichtsmaßnahmen treffen, wenn sie mit Strahlung arbeiten. Während dieses Experiments wurde die gesamte Bestrahlung in einem strahlungsisolierten Raum durchgeführt. Und die Strahlungsquelle wurde erst eingeschaltet, als alle Mitarbeiter den Raum verlassen hatten.Wiegen Sie die Maus vor der Operation. Untersuchen Sie die Anästhesietiefe durch Pfoten- oder Schwanzpinch-Test. Rasieren Sie das für das Verfahren gewählte Bein.Stellen Sie den Sauerstofffluss auf 0,8 Liter pro Minute ein. Verbinden Sie es mit einem Nasenkegel. Ophthalmologische Salbe auftragen.Injizieren Sie 0,5 Milliliter Saline subkutan, vorzugsweise in den Scruff der Maus, um Hypovolämie während der Operation zu verhindern. Legen Sie die Maus auf das chirurgische Tuch in Supine-Position. Legen Sie den Nasenkegel über die Schnarbe.Fixieren Sie das Ende der Hinterbeine vorsichtig mit Klebeband, um zu verhindern, dass sich die Maus während der Operation verschiebt. Heben Sie die Haut mit glatten Zangen an und schneiden Sie eine kleine Öffnung etwa fünf Millimeter proximal zur poplitealen Fossa. Schieben Sie eine scharfe Schere in die Öffnung und clip in Richtung knie, so dass der Schnitt endet knapp über dem Knie.Achten Sie darauf, die darunter liegenden Gefäße nicht zu durchstechen, indem Sie die Haut beim Schneiden mit Zangen heben. Bewegen Sie die Maus in eine anfällige Position und schließen Sie den Umfangsschnitt ab. Sezieren Sie die Haut auf ein paar Millimeter über dem Winkel.Denken Sie daran, das Gewebe feucht mit steriler Saline während des gesamten Verfahrens zu halten. Ziehen Sie die Haut der proximalen Wunde mit einem elastischen Retraktor zurück. Und stellen Sie sicher, dass die Ischiasvene sichtbar ist, wie gezeigt.0,01 Milliliter Patent Blue V subkutan zwischen dem zweiten und dritten Zehen injizieren. Drücken Sie vorsichtig ein paar Mal die Pfote, um das Patent Blue V zu verteilen. Die Verteilung des Patent Blue V kann durch das Mikroskop gesehen werden. Die zu visualisierenden Strukturen sind das proximale Lymphgefäß, PLV, der popliteale Lymphknoten, PLN, das erste distale Lymphgefäß, DLV1, und das zweite distale Lymphgefäß, DLV2.Vergrößern Sie, um die PLV zu visualisieren und mit einer 10-0 Nylon-Nähte zu ligisieren. Drücken Sie die Pfote, um sicherzustellen, dass kein Patent Blue proximal an die Ligatur übergeht. Ligate die beiden distalen Lymphgefäße, wie gezeigt.Drücken Sie die Pfote mehrmals, um sicherzustellen, dass kein Patent Blue V proximal an die Ligatur übergeht. In diesem Beispiel ist zu sehen, dass eines der Lymphgefäße aufgrund der Ligatur platzt, die den Lymphfluss behindert. Entfernen Sie den poplitealen Lymphknoten, der Lymphknoten hat eine glatte perlähnliche Oberfläche und wird durch das Patent Blue V im Gegensatz zum umgebenden Fettgewebe gefärbt.Bevor Sie das Leistenfettpad entfernen, kauterisieren Sie dieses Gefäß wie gezeigt. Dann entfernen Sie das Fettpolster in einem Stück. Stellen Sie sicher, dass es keine aktive Blutung gibt.Dies ist ein Beispiel für einen lokalisierten Leisten-Lymphknoten. Der Lymphknoten im Leistenfettpad wird selten vom Patent Blue V gefärbt und kann schwer vom Fett zu unterscheiden sein. Das Entfernen des Fettpolsters in einem Stück ist der beste Weg, um sicherzustellen, dass der Lymphknoten entfernt wurde.Die Hautränder bis zur Muskelfaszie mit einer 6-0 Nylonnaht mit Zangen und Nadelhalter, die einen Abstand von zwei bis drei Millimetern hinterlässt, um den oberflächlichen Lymphfluss zu beschränken, zu befestigen. Dies ist ein Beispiel für die fertigen Nähte, in der poplitealen Fossa, der seitlichen Seite des Hintergliedes, über dem Knie, und der medialen Seite des Hinterbeins. Verabreichen Sie Analgesie und wiegen Sie die Maus nach der Operation, dann legen Sie es in einem Schrank für die Genesung erhitzt.Wiederholen Sie den Vorgang für die Bestrahlung vor der Operation. Diese Grafik zeigt das kombinierte mittlere Hintergliedvolumen von drei separaten Studien in den acht Wochen nach der Operation. Insgesamt wurden 31 Mäuse aufgenommen.Die x-Achse steht wochenlang nach der Operation für. Die y-Achse stellt das Hintergliedsvolumen in Kubikmillimetern dar. Die Pfeilleisten stellen die Standardabweichung dar.Es ist zu erwarten, dass die Schwellung aus der Operation und das induzierte Lymphödem in den ersten vier Wochen abnehmen wird. Nach den ersten vier Wochen sehen wir einen relativ stabilen Zustand des Lymphödems. Das Volumen der Kontrolle hinterdlimb steigt während der acht Wochen, so streng sagen, die Differenz zwischen dem Lymphödem hinterdlimb und der Kontrolle hinter, war dies unerwartet.Die Ursache wird spekuliert, dass die Mäuse ihre nicht operierte Hinterbeine in den Wochen nach der Operation mehr als die operierte Hinterbeine benutzten. Dies könnte zu einer Hypertrophie der Kontrolle hinterdlimb führen und vielleicht die Zunahme des Volumens erklären. Für einzelne Zahlen zu den drei enthaltenen Studien lesen Sie bitte das Protokoll.Diese Tabelle zeigt Sidaks Mehrfachvergleichstest für die kombinierten Volumenmessungen der drei enthaltenen Studien. Der berechnete P-Wert zeigt, dass es während aller acht Wochen der Nachbeobachtung statistisch signifikante Unterschiede zwischen den Hinterbleibsen mit induziertem Lymphödem und den Kontrollhinterbeinen gibt. Für individuelle statistische Analysen zu den drei enthaltenen Projekten lesen Sie bitte das Protokoll.Diese Methode induziert statistisch signifikante Lymphödeme, die mindestens acht Wochen dauern. Das Verfahren kann verwendet werden, um die Petrifizialität von Lymphödemen zu untersuchen und neue Behandlungsmöglichkeiten zu erforschen. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein Verständnis dafür gewonnen haben, wie man sekundäres Lymphödem im Hinterglied von Mäusen induziert, indem Sie eine Kombination aus Mikrochirurgie und vor- und nach-chirurgischer Bestrahlung verwenden.Nach der Beherrschung kann der chirurgische Eingriff in 45 Minuten durchgeführt werden.

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