Name: visualizing the developing brain in living zebrafish using brainbow and time-lapse confocal imaging
Uploaded: 2020-03-23T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging at JoVE.com

نشكر ي. أ. بان، ج. لايفت وز. توبياس على المساهمات التقنية والفكرية. وقد دعم هذا العمل المؤسسة الوطنية للعلوم (الجائزة 1553764) وصندوق M.J. Murdock الخيري.

وقد وافقت لجنة الرعاية والاستخدام المؤسسية للرفق بالحيوان (IACUC) في كلية لويس وكلارك على الإجراءات المتعلقة بالمواد الحيوانية.
1. الحقن الدقيق لأجنة حمار وحشي
<ol><li>إعداد نوع البرية، والحمار الوحشي الكبار في خزانات التزاوج الجنس المنفصلة بعد الظهر قبل إجراء الحقن المجهري<sup c...

يصف هذا البروتوكول طريقة لتصور استنساخ الخلايا السلف والخلايا العصبية في الدماغ الخلفي الحمار الوحشي النامية ومتابعتها في الجسم الحي باستخدام Brainbow والوقت الفاصل المجهر11. الميزة الرئيسية لهذا البروتوكول بالمقارنة مع في المختبر أو الدراسات الحمراء السابقة هي القدرة على مرا?...

في المراحل المبكرة من التنمية، تنقسم برك الخلايا السلف المتخصصة بشكل متكرر في مناطق تكاثرية، وتنتج صفائف متنوعة من خلايا الابنة. الخلايا التي ولدت خلال هذه الفترة التنموية ثم التفريق والسفر لتشكيل الأعضاء الوليدة. في الجهاز العصبي، السلفمثل غليا شعاعي تؤدي إلى خلايا عصبية غير ناضجة في مناطق البطين. كما تهاجر الخلايا العصبية بعيدا عن البطينين وناضجة, الأنسجة توسيع يشكل في نهاية المطاف هياكل معقدة للغاية من الدماغ1,,2,,3,,4,,5,,6. التنسيق بين تقسيم السلف والتمايز وهجرة الخلايا العصبية سيحدد الحجم النهائي والشكل ، وبالتالي وظيفة الدماغ ، مما يؤثر بشكل مباشر على السلوك7،8،9،10. وفي حين أن الرقابة الصارمة على هذه العمليات أمر بالغ الأهمية لتطور الدماغ الطبيعي، فإن الآليات العالمية التي تنظم هذه الديناميات ليست مفهومة جيداً. هنا نحن نصف أداة لدراسة تطور الجهاز العصبي في قرار الخلوية، مما يسمح للباحثين لتصور الخلايا السلف والخلايا العصبية في الجسم الحي في الدماغ حمار وحشي النامية مع Brainbow وتتبع سلوكهم مع مرور الوقت عن طريق المجهر confocal الفاصل الزمني11. ويمكن أيضا تكييف هذا النهج لتصور أجزاء أخرى من الجنين النامي.
لمراقبة والتمييز بين الخلايا في الدماغ الحمار الوحشي النامية، قمنا بتكييف تقنية تسمية خلايا بقوس قزح11. يستخدم Brainbow التعبير الجمعي المحدد عشوائيًا لثلاثة بروتينات فلورية متميزة (FPs) لتسمية مجموعة من الخلايا. في حين أن التعبير الافتراضي للتعبير Brainbow هو dTomato FP الأحمر ، إعادة التركيب بواسطة الإنزيم Cre recombinase النتائج في التعبير عن mCerulean (بروتين الفلورسنت السماوي ، CFP) أو البروتين الفلوري الأصفر (YFP)12،13. كمية مجتمعة من كل FP أعرب في خلية يعطيها هوى فريدة من نوعها، مما يسمح تمييز بصري واضح من الخلايا المجاورة. بالإضافة إلى ذلك، عندما يقسم خلية السلف، كل خلية ابنة سوف ترث اللون من الخلية الأم، وإنتاج استنساخ مرمزة بالألوان والسماح للباحثين لتتبع نسب الخلية11،14. في حين تستخدم أصلا لتحليل الدوائر العصبية في الفئران12, وقد تم منذ Brainbow وأعرب في مجموعة واسعة من الكائنات الحية نموذج, بما في ذلك حمار وحشي15.
بنيت تقنيتنا على طرق التصوير والتصوير السابقة متعددة الألوان لتصوير العديد من النسخ المرمزة بالألوان بشكل مباشر بمرور الوقت في سمك الحمار الوحشي الحي. نظرا لشفافيتها البصرية كأجنة، والحمار الوحشي هي مناسبة تماما لتجارب التصوير16،وقد استخدمت الدراسات السابقة Brainbow في حمار وحشي لدراسة مجموعة متنوعة من الأنسجة، بما في ذلك الجهاز العصبي11،,15،,17،,18،19،,20،,21،,22،,23،,24،,25،, , 26،27. القدرة على الصورة مباشرة في الكائن الحي، جنبا إلى جنب مع تطورها الرحمي السابق السريع، وجعل حمار وحشي نموذجا قيما للتنمية الفقارية. على النقيض من الدماغ الثدييات، والمنطقة التكاثرية بأكملها من hindbrain حمار وحشي هو متاح بسهولة للتصوير دون تعطيل لبيئتها الذاتية6. وهذا يسمح بإجراء التجارب في الكائن الحي، بدلا من في المختبر أو المستحضرات الأنسجة الثابتة. على النقيض من تجارب التصوير الثابتة ، في دراسات الجسم الحي تسمح بتصميم طولي ، وإنتاج ساعات من البيانات التي يمكن تحليلها للأنماط ، وبالتالي زيادة احتمال ملاحظة الأحداث النادرة نسبيًا. اعتمادا على سرعة وطول الأحداث ذات الاهتمام، قد يختار الباحثون لأداء قصيرة (1-2 ساعة) أو طويلة (تصل إلى ~ 16 ح) تجارب التصوير الفاصل الزمني. باستخدام مروج الصدمات الحرارية الحمار الوحشي 70 (hsp70، hsp)، يمكن التحكم في التعبير Brainbow مؤقتا28،29. بالإضافة إلى ذلك، التعبير الفسيفساء الناجمة عن هذا المروج هو مناسبة تماما لوضع العلامات وتتبع العديد من استنساخ11.
القدرة على التعرف بصريا استنساخ متعددة داخل الدماغ الحي هو ميزة من هذه الطريقة. الدراسات السابقة الهامة التي بحثت في دور استنساخ داخل تطوير الجهاز العصبي تستخدم ناقلات الفيروسات الرجعية لتسمية خلية ذرية واحدة وذريتها باستخدام FP واحد أو غيرها من البروتين تصور بسهولة. مثل هذه العلامات يسمح للباحثين لمراقبة استنساخ واحد مع مرور الوقت، إما في المختبر أو في الجسم الحي22،30، 31،,31,32،,33،34،,35،,36،,37،,38., على النقيض من أساليب لتتبع سلوك الخلايا داخل استنساخ واحد ، والألوان المتميزة من Brainbow تسمح للباحثين لمراقبة ديناميات بين استنساخ. بالإضافة إلى ذلك، باستخدام Brainbow لتسمية العديد من المستنسخين داخل الدماغ، يتم جمع بيانات إضافية عن السلوك البرسيم نسبة إلى التقنيات التي تسمية استنساخ واحد11. والأهم من ذلك، يمكن توسيع النهج الموصوفة هنا لتوليد مقارنات تنموية بين الأسماك التي خضعت لتلاعبات جينية أو دوائية مختلفة18. وعموما، هذه المزايا تجعل الفاصل الزمني في التصوير البؤري في الجسم الحي من Brainbow التعبير عن سمك الحمار الوحشي مثالية للباحثين استكشاف تطوير الجهاز العصبي الفقارية، ولا سيما المهتمين في دور استنساخ.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1.5mL transfer pipet</td>
			<td>Globe Scientific, Inc.</td>
			<td>134020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1-phenyl-2-thiourea (PTU)</td>
			<td>Alfa Aesar</td>
			<td>L06690</td>
			<td>Diluted to 0.2 mM in E3 to prevent embryo pigmentation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50ml conical tubes</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352070</td>
			<td>For heat shocking embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6 lb nylon fishing line</td>
			<td>SecureLine</td>
			<td>NMT250</td>
			<td>For making embryo manipulators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7.5mL transfer pipet</td>
			<td>Globe Scientific, Inc.</td>
			<td>135010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C3881</td>
			<td>For E3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton swabs</td>
			<td>Puritan</td>
			<td>867-WC NO GLUE</td>
			<td>For making embryo manipulators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cre recombinase</td>
			<td>New England Biolabs</td>
			<td>M0298M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital dry bath</td>
			<td>Genemate</td>
			<td>490016-616</td>
			<td>Used to store LMA at 40&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence dissection scope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass capillary tubes</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>TW100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incubator</td>
			<td>Forma Scientific</td>
			<td>3158</td>
			<td>To maintain embryos at 28&#176;C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Injection plate molds</td>
			<td>Adaptive Science Tools</td>
			<td>TU-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotemp water bath</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>2320</td>
			<td>For heat shocking embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>0395</td>
			<td>For E3 and for DNA solution for injections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laser-scanning confocal microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>LSM710</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LE agarose</td>
			<td>Genemate</td>
			<td>E3120</td>
			<td>To create agarose injection plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Low-melt agarose (LMA)</td>
			<td>AMRESCO</td>
			<td>J234</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mating tanks</td>
			<td>Aquaneering, Inc.</td>
			<td>ZHCT100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methylene blue</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M9140</td>
			<td>For E3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>9397</td>
			<td>For E3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micromanipulator</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>M3301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette Puller</td>
			<td>Sutter Instrument Co.</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS-222 Tricaine-S</td>
			<td>Western Chemical, Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Stock made at 4 mg/mL in reverse osmosis (RO) water, then added dropwise to E3 to final concentration of 0.2 mM to anesthetize embryos</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>4058-01</td>
			<td>For E3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dishes (90 mm, 60 mm)</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>32-107G</td>
			<td>To house embryos and create imaging chamber (60 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol red</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft stitch ring markers</td>
			<td>Clover Needlecraft, Inc.</td>
			<td>354</td>
			<td>For creating imaging chamber with Petri dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue (Ultra gel control)</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>1363589</td>
			<td>For making embryo manipulators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe needles</td>
			<td>Beckton Dickinson</td>
			<td>BD329412</td>
			<td>For dechorionating embryos</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualizing the developing brain in living zebrafish using brainbow and time-lapse confocal imaging

يتطلب تطوير الجهاز العصبي الفقاري تنسيقًا دقيقًا للسلوكيات والتفاعلات الخلوية المعقدة. يمكن أن يوفر استخدام الدقة العالية في تقنيات التصوير الحي نافذة واضحة على هذه العمليات في الكائن الحي. على سبيل المثال، يمكن اتباع تقسيم الخلايا وذريتها في الوقت الحقيقي مع تشكل الجهاز العصبي. في السنوات الأخيرة، أدت التطورات التقنية في التقنيات متعددة الألوان إلى توسيع أنواع الأسئلة التي يمكن التحقيق فيها. يمكن استخدام نهج Brainbow متعدد الألوان ليس فقط للتمييز بين الخلايا الشبيهة ، ولكن أيضًا لرمز اللون متعدد المستنسخين المختلفين للخلايا ذات الصلة التي تستمد كل منها من خلية ذرية واحدة. وهذا يسمح لتحليل النسب متعددة من العديد من المستنسخين مختلفة وسلوكياتهم في وقت واحد أثناء التنمية. هنا نحن نصف تقنية لاستخدام الوقت الفاصل الكونستوب المجهري لتصور أعداد كبيرة من الخلايا متعددة الألوان بقوس قزح المسمى على مدى الوقت الحقيقي داخل الجهاز العصبي حمار وحشي النامية. هذا مفيد بشكل خاص لمتابعة التفاعلات الخلوية بين الخلايا مثل، والتي يصعب تسمية بشكل تفاضلي باستخدام الألوان التقليدية التي يحركها المروج. يمكن استخدام نهجنا لتتبع علاقات النسب بين استنساخ مختلفة متعددة في وقت واحد. توفر مجموعات البيانات الكبيرة التي تم إنشاؤها باستخدام هذه التقنية معلومات غنية يمكن مقارنتها كمًا عبر التلاعب الجيني أو الدوائي. في نهاية المطاف يمكن أن تساعد النتائج التي تم إنشاؤها في الإجابة على أسئلة منهجية حول كيفية تطور الجهاز العصبي.

يوضح هذا القسم أمثلة للنتائج التي يمكن الحصول عليها باستخدام نهج التصوير الفاصل الزمني في الجسم الحي الموضح هنا. نظهر أن استنساخ Brainbow المرمزة بلون الخلايا في منطقة البطين التكاثري من الوحش الوحشي النامية14 (الشكل 1).
عادة، عندما تم ترتيب الخلايا ...

Watch this Scientific Journal Video about Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging at JoVE.com

Visualizing the Developing Brain in Living Zebrafish using Brainbow and Time-lapse Confocal Imaging

في التصوير الحي هو أداة قوية يمكن استخدامها للتحقيق في الآليات الخلوية الكامنة وراء تطوير الجهاز العصبي. هنا نحن نصف تقنية لاستخدام الوقت الفاصل الكونستوب المجهري لتصور أعداد كبيرة من الخلايا متعددة الألوان بقوس قزح المسمى في الوقت الحقيقي داخل الجهاز العصبي حمار وحشي النامية.

تصور الدماغ النامية في سمك الحمار الوحشي المعيشة باستخدام Brainbow والوقت الفاصل Confocal التصوير

Development of the vertebrate nervous system requires a precise coordination of complex cellular behaviors and interactions. The use of high resolution in ...

يمكن أن تساعد هذه الطريقة في الإجابة على الأسئلة الأساسية حول ديناميكيات الخلايا السلف العصبية وذريتها التي تكمن وراء نمو الدماغ الفقاري. الميزة الرئيسية لهذه التقنية هي القدرة على تصور مجموعات متعددة مباشرة من الخلايا المرتبطة كلونالي داخل الدماغ الحي على مدى ساعات عديدة من التنمية. ويمكن أيضا تطبيق البروتوكول على دراسة ديناميات الزمر والنسل في النظم النامية الأخرى للجنين الحمار الوحشي.التصور باستخدام هذه الطريقة مفيد بشكل خاص لمراقبة العمليات الأساسية التي تحدث أثناء التطور العصبي مباشرة. بعد الظهر قبل إجراء الحقن الدقيقة، إعداد البرية نوع حمار وحشي الكبار في الجنس فصل خزانات التزاوج. في صباح اليوم التالي إعداد حل الحمض النووي وفقا لاتجاهات المخطوطات وحقن ما يقرب من 4.2 لتر نانو من هذا الحل في خلية واحدة من الأجنة حمار وحشي في غضون 45 دقيقة من الإخصاب.الحفاظ على الأجنة المحقونة في E ثلاثة متوسطة وحاضنة 28 درجة مئوية لمدة 24 ساعة ، ثم استدعاء الأجنة الميتة والمشوه من المجموعة. نقل ما يصل إلى 20 أجنة صحية في أنبوب 50 ملليلتر، وملء مع 10 ملليلتر من E ثلاثة ووضع غطاء على رأس كل أنبوب. ضع رفًا مع أنابيب 50 ملليلتر تستقيم في حمام مائي 37 درجة مئوية لمدة 80 إلى 90 دقيقة ، مع التأكد من أن مستوى الماء في الحمام أعلى من E ثلاثة في الأنبوب.إزالة رف أنبوب من حمام الماء ووضعها في حاضنة 28 درجة مئوية. السماح لمدة تصل إلى ساعة واحدة لE ثلاثة لتبرد والأجنة لإعادة مناخ إلى درجة الحرارة. ثم نقلها إلى أطباق بيتري مع 0.2 ملليمولار PTU و E ثلاثة أبقى دافئة في حاضنة 28 درجة مئوية.في ساعتين إلى أربع ساعات بعد الصدمة الحرارية، فحص الأجنة تحت مجهر تشريح الفلوريسنس القياسية للتعبير عن CFP أو YFP الذي يشير إلى إعادة الكومبونيشن Brainbow ناجحة. حدد الأجنة مع التعبير FP قوية في جميع أنحاء ونقلها إلى طبق منفصل مع PTU. صورة لهم واحد، اثنين، أو ثلاثة أيام بعد الإخصاب.التعبير الذي يظهر خافت تحت المجهر الفلوري قد يكون في الواقع تصورا جيدا في التصوير الفاصل الزمني confocal. قبل يوم التجربة، قم بإعداد غرفة التصوير وأداة التلاعب بالأجنة. لإعداد غرفة التصوير، قم بغرم حلقة بلاستيكية بعناية إلى مركز طبق بيتري عيار 60 ملليمترًا.بناء المتلاعب من قبل السوبر الإلتصاق طول صغير من خط الصيد النايلون إلى نهاية عصا مسحة خشبية أربعة بوصة. إذا لزم الأمر، ابطل الأجنة تحت مجهر تشريح قبل التركيب. لتركيب الأجنة، نقل الأسماك إلى مركز حلقة بلاستيكية في غرفة التصوير وإزالة أكبر قدر من فائض E ثلاثة ممكن مع ماصة نقل يميل غرامة.استخدام ماصة نقل نظيفة لتغطية الأسماك مع واحد في المئة تذوب أقل agarose وE ثلاثة، وملء حلقة بلاستيكية كاملة مع طبقة من agarose. ثم سحب بلطف الجنين حتى في طرف ماصة والعودة إلى agarose دون إدخال أي فقاعات الهواء. استخدم متلاعبًا بالجنين لتوجيه الأسماك والأغاروز بسرعة قبل أن تصلب.إذا التصوير مع المجهر تستقيم، وضع الجنين أقرب إلى السطح العلوي من agarose ممكن، والتأكد من أنها موازية إلى الجزء السفلي من غرفة التصوير مع ذيلها على التوالي. انتظر حتى تصلب agarose ، ثم ملء غرفة التصوير مع E ثلاثة ، مضيفا قدر الإمكان لحساب التبخر على مدى التصوير. ضع غرفة التصوير مع السمك و E ثلاثة على المجهر confocal.ثم حدد الهدف مع فتحة رقمية عالية ومسافة عمل طويلة. ابحث عن منطقة بها علامات كثيفة ومشرقة للخلايا بشكل مناسب، واضبط معلمات الاستحواذ. هذا مثال باستخدام برنامج Zen، ولكن تختلف الإعدادات وفقًا للمجهر وخطوط الليزر المتاحة.إعداد ثلاثة مسارات لصورة كل قناة FP بالتسلسل. استخدام ليزر الأرجون لإثارة CFP في 458 نانومتر وYFP في 514 نانومتر، واستخدام ليزر DPSS 561 نانومتر لإثارة dTomato. جمع البعثات للثلاثة في الأطوال الموجية المناسبة.حدد نطاق المكدس Z إلى الصورة وفاصل زمني بين 10 و 30 دقيقة لتعقب الأحداث mitotic و apoptotic. وأخيراً، حدد طول جلسة التصوير وقم بتشغيل التجربة. بعد اكتمال التصوير، احفظ البيانات الخام بتنسيق CZI إذا كان يستخدم Zen أو تنسيق آخر متوافق مع فيجي، ثم قم باستيراد الصور إلى فيجي باستخدام مستورد التنسيقات الحيوية.في التصوير متعدد الألوان في الجسم الحي تم استخدام التصوير الفاصل الزمني لإظهار استنساخ لون Brainbow مرمز من الخلايا في منطقة البطين التكاثرية من حمار وحشي النامية hindbrain. Brainbow تسمية الخلايا مرتبة على طول ألياف شعاعية معينة مشتركة نفس اللون. والتي يمكن قياسها كمًا كأوزان قناة RGB النسبية.وهذا يشير إلى أن هذه المجموعات الإذاعية كانت مستنسخة من خلايا مقسمة وأن لونها المماثل يمكن استخدامها للتعرف عليها على أنها ذات صلة بالكلونلي. وأظهر تحليل اللون الكمي أن الخلايا ابنة التعبير عن نفس لون الخلية الأم. ولكن يمكن تمييز مجموعات الراديو المجاورة من الخلايا عن بعضها البعض.ويمكن أن تتبع العديد من استنساخ الخلايا ذات الصلة في وقت واحد على مدى ساعات في الجسم الحي، مما يسمح لتحليل نسب متعددة والمقارنة. أظهر القياس الكمي للتعبير اللوني في النسخ في اثنين ثم مرة أخرى في ثلاثة أيام بعد الإخصاب أن التعبير Brainbow ظلت ثابتة نسبيا من يومين إلى ثلاثة أيام. كشف التصوير الفاصل الزمني عن العديد من الخلايا التي تمر بالهجرة النووية المتداخلة وتقسيم الخلايا من يوم إلى يومين بعد الإخصاب ، مما يجعل من الممكن دراسة دورة الخلية.تم حساب متوسط دورة الخلية 8.4 ساعة وهو مماثل للقياسات السابقة في سمك الحمار الوحشي. وعلاوة على ذلك، تم استخدام تقنية التصوير هذه لمراقبة الخلايا الفردية التي تمر بالتغيرات المورفولوجية النمطية المرتبطة بالخلايا المبرمجة، مثل غشاء الغشاء وتفتيت الخلايا. ونظرًا لأن هذه الطريقة تتم في الجسم الحي، يمكن إنقاذ أسماك الحمار الوحشي من غرفة التصوير والحفاظ عليها للتصوير أو إجراء تجارب أخرى في وقت لاحق.استخدام هذه التقنية يسمح لنا لاستكشاف أسئلة جديدة حول أدوار الخلايا المرتبطة كلونالي خلال التنمية العصبية.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion (FDAP)

Measuring Protein Stability in Living Zebrafish Embryos Using Fluorescence Decay After Photoconversion FDAP

قياس الاستقرار البروتين المتواجد في الحي اسماك الزرد الأجنة عن طريق الإسفار تسوس بعد Photoconversion (FDAP)

Protein stability influences many aspects of biology, and measuring the clearance kinetics of proteins can provide important insights into biological ...

Capturing Tissue Repair in Zebrafish Larvae with Time-lapse Brightfield Stereomicroscopy

التقاط إصلاح الأنسجة في الزرد اليرقات مع الوقت الفاصل بين Brightfield Stereomicroscopy

The zebrafish larval tail fin is ideal for studying tissue regeneration due to the simple architecture of the larval fin-fold, which comprises of two ...

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

التصوير الهياكل التحت خلوية في الأجنة الحية اسماك الزرد

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Tracking Cells in GFP-transgenic Zebrafish Using the Photoconvertible PSmOrange System

تتبع الخلايا في الزرد-GFP المعدلة وراثيا باستخدام نظام Photoconvertible PSmOrange

The rapid development of transparent zebrafish embryos (Danio rerio) in combination with fluorescent labelings of cells and tissues allows visualizing ...

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

تحليل<em&gt; في فيفو</em&gt; الهجرة الخلية باستخدام الزرع خلية والتصوير الوقت الفاصل في الزرد الأجنة

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration ...

Analysis of Zebrafish Kidney Development with Time-lapse Imaging Using a Dissecting Microscope Equipped for Optical Sectioning

تحليل التنمية الكلى الزرد مع الوقت الفاصل بين التصوير باستخدام مجهر تشريح مجهزة لباجتزاء البصري

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method ...

Visualizing the Interrenal Steroidogenic Tissue and Its Vascular Microenvironment in Zebrafish

تصور الأنسجة البين الستيرويدي المنشأ ولها المكروية الأوعية الدموية في الزرد

This protocol introduces how to detect differentiated interrenal steroidogenic cells through a simple whole-mount enzymatic activity assay. Identifying ...

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

يعيش متحد البؤر التصوير من تطوير نبات الأرابيدوبسيس الزهور

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

تحريض نقص الأكسجة في الضفدع الحي والأجنة الزرد

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Multi-Photon Time Lapse Imaging to Visualize Development in Real-time: Visualization of Migrating Neural Crest Cells in Zebrafish Embryos

تصوير مرور الوقت فوتون متعددة لتصور التنمية في الوقت الحقيقي: التصور لترحيل الخلايا العصبية كريست في الأجنة الزرد

Congenital eye and craniofacial anomalies reflect disruptions in the neural crest, a transient population of migratory stem cells that give rise to ...