Name: reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation
Uploaded: 2020-11-07T13:00:00
Duration: 8 min 39 s
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Diese Forschung wurde aus Mitteln des Multi-Organ-Transplantationsprogramms an der UHN und der Unterstützung der Toronto General und Toronto Western Foundation finanziert.

Die Autoren haben nichts zu verraten.

Kleintierlebertransplantationsmodelle sind wichtig, um die Transplantatimmunität zu verstehen und neuartige therapeutische Strategien zu identifizieren32. Das ideale Modell der Kleintierlebertransplantation repliziert alle Schritte des menschlichen Verfahrens, einschließlich der arteriellen Anastomose. Es kann schwierig sein, Ergebnisse aus dem OLT-Modell der Ratte zu interpretieren, da die meisten Versionen keinen HA-Anastomose-Schritt enthalten, was zu höheren Komplikations- und Morbiditätsraten führt42. Einige Rekonstruktionsverfahren haben die Nierenarterie verwendet, die Entfernung der Niereerfordert 27. Dieses Protokoll vermeidet die Organentfernung, da es über das hinausgeht, was im menschlichen Verfahren vorkommt.
Arterielle Rekonstruktionen können auch durch Manipulation der Rattenaorta31durchgeführt werden. Diese Methoden erfordern jedoch eine umfangreiche Zerlegung und Klemmung der Aorta. Wenn die Klemmzeit verlängert wird, dann wird die Empfängerratte schlechte Ergebnisse im Zusammenhang mit distaler Ischämie43haben. Beim Menschen beinhaltet eine LT-Chirurgietechnik die Ligation und Teilung der Empfänger-Gastroduodenalarterie (GDA). Die physiologischen und anatomischen Merkmale von Nagetieren machen die Transplantation mit dieser Technik jedoch physiologisch anspruchsvoller und können zu Komplikationen führen (d. h. Nekrose der Bauchspeicheldrüse und des Gallengangs35 und Gallenleckage44). Die arterielle Wiederverbindung in diesem Protokoll soll diese Herausforderung umgehen, den Kanaldurchfluss aufrechterhalten und das Empfängerergebnis verbessern.
Die Verwendung einer Hülsen- und Stenting-Technik zur Rekonstruktion der Ratte HA wurde bereits beschrieben27. Bei dieser Technik wird ein Stent als Leitfaden verwendet, und die Arterie wird vom Spenderzöllstamm zum Empfänger common HA rekonstruiert. Der gemeinsame HA des Empfängers wird dann seziert, und der Empfänger-GDA wird27abgebunden. Als Ergebnis kann die Blutversorgung des unteren Teils des Empfängers BD und Kopf der Bauchspeicheldrüse beeinträchtigt werden. Es wird angenommen, dass die Kollateralzirkulation in diesen Bereich oft unzureichende Durchblutung des Gallengangs bietet. Dieses Protokoll-Test klemmt z. B. den Empfänger-GDA zunächst mit einem mikrovaskulären Clip und teilt dann den Empfänger-BD. Mit dem GDA geklemmt, blutet der geteilte BD nicht. Nach dem Entfernen der GDA-Klemme wird eine kräftige Blutung aus dem BD beobachtet. Dieses Protokoll, das einen guten Fluss zum geteilten Empfänger Gallengang aufrechterhält, schützt die Physiologie des Lebergewebes des Empfängers, indem es eine ausreichende Leberblutdurchblutung bereitstellt und eine hypoxische Leberverletzung nach dem OLT verhindert.
Auf der Spenderseite wird der HA-Stent während der Transplantatvorbereitung mit Leichtigkeit in den Zöliakiestamm eingeführt, indem ein Pflaster aus dem Zöliakiestamm, der linken Magenarterie und der Milzarterie erstellt wird. Der Stent kann durch die breite Öffnung eingeführt werden, was weniger schwierig ist, als zu versuchen, den Stent allein in den Zöliakiestamm einzufügen. Es wurde festgestellt, dass 24 G eine ideale Größe für den HA-Stent ist. Die Länge des Stents sollte 1,0-1,5 mm lang sein, da er als offenes Tor dient, damit der richtige HA des Empfängers leicht in die gemeinsame HA des Spenders gezogen werden kann. Mit sorgfältiger Aufmerksamkeit, wo die 10-0 Ethilon Naht platziert wird, wird Blut, das durch diese Verbindung fließt, nie den Stent direkt berühren, und die richtige HA des Empfängers wird ihn von innen abschirmen, wodurch das Risiko von Komplikationen reduziert wird. Wichtig ist, dass die HA des Spenders nie eingeklemmt wird, um Vasospasmus zu vermeiden. Der Erfolg der arteriellen Rekonstruktion wird bewertet, indem der Spender GDA offen gelassen wird. Eine erfolgreiche Anastomose führt nach Abschluss des Wiederaufbaus zu einem guten Blutfluss des Spender-GDA.
In diesem Protokoll ist die SHVC-Wiederverbindung, ähnlich wie bei anderen, der langsamste Schritt und bestimmt letztlich die Dauer der anhepatischen Phase. Mit zunehmender Dauer der anhepatischen Zeit erhöht sich das Risiko ischämischer Verletzungen und Leberfunktionsstörungenum 45. Eine weitere wichtige Komponente der OLT-Rattenmodelle sind die Größe des Transplantats, der Stents und der Manschetten. Wenn das Transplantat zu klein ist, kann sich das Transplantat drehen oder kippen, was die Gefäßverbindungen behindert. Die Größe der Stents und Manschetten kann Anpassungen in Anmaßung des Alters, des Geschlechts, des Gewichts und der Belastung der Ratte erfordern. Die Größe der hier verwendeten Manschetten wurde wie zuvor beschrieben28gewählt, und es wurde eine Manschettengröße verwendet, die für die Rattengröße kontrolliert wurde. Während der Nachbeobachtungszeit (bis heute: Median = 133 Tage nach der Operation, mindestens = 115 Tage nach der Operation, maximal = 161 Tage nach der Operation) gab es keine Anzeichen von Not oder Komplikationen (d. h. Leberstaus, Ödeme, Aszites oder Splenomegalie). Weitere Studien zur Bestimmung der geeigneten Größe von PV und IHVC für verschiedene Rattenstämme, die sowohl Alter als auch Geschlecht berücksichtigen, sind gerechtfertigt.
Dieses modifizierte Ratten-OLT-Protokoll verwendet 3D-gedruckte Manschetten für PV und IHVC, wie zuvor beschrieben39,40. Bestehende Methoden zum Anschluss der PV und IHVC umfassen eine Mikronahttechnik32, Manschettentechnik46und Mikronaht-temporäre Schiene Technik47. Die 3D-gedruckte Manschettentechnik wurde gewählt, da sie es ermöglicht, die Größe der Manschette nach Rattenstamm zu standardisieren und ist einfach zu zuzubereiten und zu verwenden. Große Mengen von Manschetten mit den gleichen Abmessungen können auf einmal gedruckt werden. Die Außenfläche der Manschette hat zwei Rillen, um die Sicherung der Krawatten zu unterstützen und ein Verrutschen zu verhindern. Ein Schwanz ist auch in das Manschettendesign integriert, um eine einfachere Manipulation der Manschette zu ermöglichen. Insgesamt wird angenommen, dass die Integration von 3D-gedruckten Manschetten zu hohen Erfolgsraten und Reproduzierbarkeit des OLT-Verfahrens führt, indem die Anhepatenzeit verkürzt wird. Es wird festgestellt, dass diese Technik auch die chirurgische Lernkurve verkürzt.
Zusammenfassend wurde mit dem beschriebenen Protokoll ein Modell festgelegt, das der Transplantation menschlicher Leber ähnlicher ist, indem ein arterieller Wiederverbindungsschritt integriert wird. Dieses Protokoll kann angepasst werden, um viele immunologische und chirurgische Aspekte der Lebertransplantation zu untersuchen und kann als Modell dienen, um neuartige therapeutische Interventionen zu testen, die für die Transplantation relevant sind.

Die weltweite Belastung durch Lebererkrankungen nimmt weiter zu, mit einem Anstieg der Todesfälle durch Lebererkrankungen um 30 % von 2005 bis 20131,2. Lebertransplantationistin ist oft der einzige Regress für Patienten mit Lebererkrankungen im Endstadium. Die Leber ist das am zweithäufigsten transplantierte feste Organ, und die Zahl der Lebertransplantationen weltweit durchgeführt stieg um 7,25% von 2015 bis 20161,2. Trotz seiner Prävalenz stagnieren die Überlebensraten nach der Transplantation3,4,5. Die Überlebensrate des 15-jährigen Patienten liegt den Angaben zufolge bei 53 %, und die Überlebensrate des 20-jährigen Patienten kann bei 21%3,5liegen. Zwar gibt es aufregende neue immunbiologische Initiativen, die zu neuen Behandlungen und verbesserten klinischen Ergebnissen führen können, aber es gibt noch kein zuverlässiges Modell für Kleintiere, um sie zu testen.
Die Ratte OLT-Modell wurde weit verbreitet in der Untersuchung von Lebertransplantation, einschließlich Ablehnung6,7,8,9,10, Immuntoleranz11, Transplantation Ischämie-Reperfusionsverletzung12, Immunsuppression13, und Gallenbaum Verletzung14,15,16,17. Ein Nachteil des Modells in seiner jetzigen Form ist jedoch seine hohe postoperative Morbidität und Mortalität18,19. Dies ist ein gravierender Nachteil, der im Widerspruch zur menschlichen Operation steht, und es beeinträchtigt die Fähigkeit, klinisch relevante Schlussfolgerungen aus dem Modell20zu ziehen.
Darüber hinaus kann ein großer Teil dieser Morbidität auf eine fehlende oder unvollkommene Leberarterie (HA) zurückgeführt werden18. Obwohl ein kritischer Schritt bei der Transplantation menschlicher Leber, neigen technische Schwierigkeiten dazu, die HA-Wiederverbindung im OLT-Modell der Ratte zu beeinträchtigen. Infolgedessen ist Gallengang (BD) Anastomose schwach und führt zu hohen Raten von Gallenlecks und BD-Nekrose21. Jenseits der hohen Inzidenz von Gallenkomplikationen22verändert das Fehlen eines arteriellen Zuflusses die Physiologie der Transplantatleber nach der Transplantation23, mit Hypoxie im Spenderlebertransplantat24 und Leberschäden, die in entzündeten Lappen beobachtet wurden19,25,26. Ratte OLT ohne arterielle Wiederverbindung neigt auch dazu, Fibrose zu fördern27. Das unten beschriebene Ratten-OLT-Protokoll befasst sich mit diesen Problemen, indem es einen einfachen HA-Rekonstruktionsschritt mit einer zuvor veröffentlichten Ratten-OLT-Methode28einbezieht, was zur Erhaltung von Leberparenchym und verbesserten Überlebensraten führt.
Die Lebertransplantation hat drei Phasen: (1) Extraktion des Lebertransplantats vom Spender, (2) Vorbereitung des Spenderlebertransplantats und (3) Ersatz der Empfängerleber durch das Lebertransplantat. Das Verfahren beinhaltet die Manipulation von fünf anatomischen Strukturen: die suprahepatische untere Vena cava (SHVC), Portalvene (PV), infrahepatische minderwertige Vena cava (IHVC), Leberarterie (HA) und Gallengang (BD).
OLT in der Ratte wurde zuerst von Lee et al. mit Mikrosuture Anastomose der SHVC, PV und IHVC eingeführt, und eine Durchziehtechnik für die BD29. Dieses Modell wurde später durch den Einsatz der Zwei-Manschette-Technik im Jahr 197930verbessert. Seitdem wurden mehrere alternative Techniken vorgeschlagen, wobei sich die Mehrheit auf venöse Anastomose konzentrierte und eine Zwei-Manschetten-Technik mit einigen Modifikationenverwendete 31. Obwohl HA Anastomose zuvor im OLT-Modell der Ratte mit Techniken wie Mikronaht, Manschette und intraluminale Hülsen26,31,32,33,34beschrieben wurde, erfordern diese Techniken oft hochqualifizierte mikrochirurgische Fähigkeiten, verändern die Physiologie der Ratte signifikant und werden durch Thrombose und/oder Gallenkomplikationen behindert27,35.
Darüber hinaus kann die Wahl des chirurgischen Eingriffs auch die anhepatische Zeit beeinflussen (Zeit von PV-Klemmung bis zur Reperfusion von Transplantat durch die rekonstituierte PV), was für den Erfolg der Rattenlebertransplantation entscheidend ist. Insbesondere werden hohe Überlebensraten mit anhepatischen Zeiten von 15-20 min36beobachtet, und 30 min ist die obere Erfolgsgrenze37,38. Daher ist das Ziel dieser Methode, ein weniger invasives und leichter zu adoptierbares chirurgisches Ratten-OLT-Modell zu implementieren, das in der Lage ist, die Leberarterie wieder zu verbinden, eine effiziente Durchblutung der transplantierten Leber zu fördern, den Fluss zum Gallengang des Empfängers aufrechtzuerhalten und den physiologischen Zustand des Empfängers zu erhalten.
Hier sind alle Schritte dieses überarbeiteten Protokolls aufgeführt, einschließlich der Manipulation des Zöliakie-Stamms der Spenderleber sowie der Verwendung von 1) einem 1,5 mm Stent zur Durchführung einer extraluminalen Hülsenverbindung mit dem Empfänger, der tatsächlich HA, 2) einer laufenden Naht für die SHVC-Rekonstruktion, 3) zwei 3D-gedruckten Kunststoffmanschetten für PV- und IHVC-Rekonstruktion39,40, 4) eine mikrovaskuläre Hülsenverbindung für die HA18,27,41 und 5) eine zuvor beschriebene BD-Stenting-Technik28. Zwei weitere Schritte sind ebenfalls enthalten: eine Kaltspülung über die PV und ein Antibiotika-Regime, das auf früheren Befunden basiert17. Dieses optimierte OLT-Protokoll minimiert perioperative Komplikationen und Morbidität und modelliert den chirurgischen Operationsprozess bei der Transplantation menschlicher Leber genauer.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2830G</td>
			<td>10-0 Ethilon Black 1X5&#34; BV100-4 Taper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B302995</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309628</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B301031</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Cuff for IHVC</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Cuff for PV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Holder for IHVC</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Holder for PV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309657</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Sofsilk</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>GS-835</td>
			<td>Wx coded braided silk, 30&#34;, Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Monocryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y433H</td>
			<td>Undyed Monofilament 1X27&#34; TF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309646</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Silk</td>
			<td>Teleflex Medical</td>
			<td>103-S</td>
			<td>Black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2775G</td>
			<td>8-0 Prolene Blue 1X24&#34; BV130-5 EVP Double Armed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Micro Needle Holder Without Catch</td>
			<td>Aesculap Surgical Instruments</td>
			<td>FD231R</td>
			<td>Curved 120 mm, 4 3/4&#8243;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock</td>
			<td>Rumex International Co.</td>
			<td>8-025T</td>
			<td>Small Size, Titanium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock</td>
			<td>Rumex International Co.</td>
			<td>8-021T</td>
			<td>Small Size, Titanium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN</td>
			<td>BD Angiocath / Autoguard</td>
			<td>382523</td>
			<td>22 G x 1.00&#34; (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel - Regular Wall.</td>
			<td>BD</td>
			<td>B305106</td>
			<td>PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Precisionglide Syringe Needle 21G</td>
			<td>BD</td>
			<td>305167</td>
			<td>Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Precisionglide Syringe Needle 30G</td>
			<td>BD</td>
			<td>305128</td>
			<td>Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution by Purdue Products LP</td>
			<td>Purdue Products Lp</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% povidone&#8211;iodine topical solution USP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine Injection BP 0.5%</td>
			<td>SteriMax Inc.</td>
			<td>DIN:02443694</td>
			<td>0.5% (100mg/20mL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Tying Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-501E</td>
			<td>6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Temperature Controller</td>
			<td>FHC Inc.</td>
			<td>40-90-8D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DK Iris Scissors (Curved)</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>1-211B</td>
			<td>Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs</td>
			<td>Decon Labs, Inc.</td>
			<td>2716</td>
			<td>Dilute to 70% with d2H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Adjustable Wire Retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17004-05</td>
			<td>Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer</td>
			<td>Harvard Appartus Limited</td>
			<td>34-1040SV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin LEO(heparin sodium)</td>
			<td>LEO Pharma Inc.</td>
			<td>DIN:00453811</td>
			<td>10,000 i.u./10 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice-Pak</td>
			<td>Cryopak</td>
			<td>FIP88016</td>
			<td>4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9%</td>
			<td>Piramal Healthcare Limited</td>
			<td>DIN: 02231929</td>
			<td>250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-502N</td>
			<td>5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactate Ringer&#39;s Injected USP, 1000mL</td>
			<td>Baxter Co.</td>
			<td>DIN: 00061085</td>
			<td>JB2324</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>McPherson Tying Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-500E</td>
			<td>6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors - 14.5 cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14024-14</td>
			<td>Straight Sharp/Blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Kitzmiller Clamp</td>
			<td>Scanlan</td>
			<td>3003-630</td>
			<td>Jaw length 23mm, Length 11cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope-Leica M525 F20</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td></td>
			<td>No catalog number</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven Gauze Sponges</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-028-556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegar with Suture Cutter</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12002-14</td>
			<td>15 mm cutting edge, 2mm jaw surface - 14cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OptixCare Eye Lube, 25gm</td>
			<td>OptixCare</td>
			<td>ES-KE8O-69U1</td>
			<td>Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Piperacillin sodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P8396</td>
			<td>Penicillin analog</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puritan 3&#34; Standard Cotton Swab w/Wooden Handle</td>
			<td>Puritan Medical Products Company LLC</td>
			<td>803-WC</td>
			<td>Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12075-12</td>
			<td>Round handles allow easy fingertip adjustments - 12.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shea Scissors Curved Blunt</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14105-12</td>
			<td>Transplant scissors with light and delicate pattern - 12cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-06</td>
			<td>Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 6mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-05</td>
			<td>Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Straight - 6mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-03</td>
			<td>Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Platform</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom, magnetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine</td>
			<td>General Anesthetic Services, Inc</td>
			<td>V7015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Localized Therapy</td>
			<td>Stryker</td>
			<td></td>
			<td>TP700 Series</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum-Pressure Pump</td>
			<td>Barnant Co.</td>
			<td>400-1901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Scissors with Microserrations Straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15070-08</td>
			<td>Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm - 8.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetergesic Buprenorphine</td>
			<td>Ceva Animal Health Ltd</td>
			<td>NAC No.:12380352</td>
			<td>0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit</td>
			<td>Summit Hill Laboratories</td>
			<td></td>
			<td>No catalog number</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation

Das Modell der orthotopischen Lebertransplantation (OLT) der Ratte ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um akute und chronische Abstoßung zu untersuchen. Es ist jedoch keine vollständige Darstellung der menschlichen Lebertransplantation aufgrund des Fehlens einer arteriellen Wiederverbindung. Hier wird ein modifiziertes Transplantationsverfahren beschrieben, das die Wiederverbindung der Leberarterie (HA) umfasst, was zu einer deutlichen Verbesserung der Transplantationsergebnisse führt. Mit einer durchschnittlichen anhepatischen Zeit von 12 min und 14 s führt die HA-Wiederverbindung zu einer verbesserten Perfusion der transplantierten Leber und einer Erhöhung des langfristigen Überlebens der Empfänger von 37,5 % auf 88,2 %. Dieses Protokoll beinhaltet die Verwendung von 3D-gedruckten Manschetten und Haltern, um die Portalvene und die infrahepatische minderwertige Vena cava zu verbinden. Es kann für die Untersuchung mehrerer Aspekte der Lebertransplantation implementiert werden, von der Immunantwort und Infektion bis hin zu technischen Aspekten des Verfahrens. Durch die Integration einer einfachen und praktischen Methode zur arteriellen Wiederverbindung mit einer mikrovaskulären Technik imitiert dieses modifizierte Ratten-OLT-Protokoll Aspekte der menschlichen Lebertransplantation und dient als wertvolles und klinisch relevantes Forschungsmodell.

Bei der Erstellung eines OLT-Modells für Nicht-HA-Anastomoseratten unter Verwendung eines zuvor beschriebenen Protokolls28beobachtete unser Team 50 % bzw. 37,5 % Überlebensraten bei 21 Tagen bzw. 60 Tagen nach der Operation. Obwohl hohe Raten des langfristigen Überlebens ohne HA Anastomose von einigen Gruppen berichtet wurden28, diese frühen Ergebnisse zeigen die Nachteile von nicht mit arteriellen Zustrom. Im Gegensatz dazu erhöhte das optimierte HA-Wiederverbindungsverfahren das Langfristige Überleben signifikant von 37,5 % auf 88,2 % (p = 0,015) (Abbildung 6).
Die histologische Analyse einer repräsentativen Teilmenge transplantierter Tiere ohne HA-Wiederverbindung (an den Tagen 6 und 13 nach der Operation) zeigte Anzeichen einer hypoxischen Leberverletzung mit zentriobularer Nekrose (Abbildung 7). Umfangreiche Lebernekrose war mit enorm erhöhten Konzentrationen von Alanin-Aminotransferase (ALT) und Aspartat-Aminotransferase (AST) bei diesen Tieren verbunden (Abbildung 7). Im Gegensatz dazu zeigten transplantierte Ratten mit HA-Wiederverbindung keine Anzeichen einer Leberverletzung, und histologische Analysen zeigten eine normale Leberparenchymstruktur mit organisierten Acini, Lobulen (z. B. mittelven- und Portaltriaden mit Lebervene), Arterien und Gallengang (Abbildung 7).
Obwohl die mittlere anhepatische Zeit im Laufe von 23 separaten Operationen akzeptabel war (12 min und 14 s [± 78 s]), ist es immer noch möglich, dass das Überleben im Nicht-HA-Wiederverbindungsmodell schließlich mit verstärkter Praxis verbessert werden kann. Es ist jedoch erwähnenswert, dass drei der vier Tiere, die ohne HA-Wiederverbindung transplantiert wurden (die für ein langfristiges Überleben verfolgt wurden), aufgrund von Not an den Tagen 56, 96 und 111 nach der Operation eingeschläfert wurden. Zusätzlich ergab die histologische Analyse der Leber nümische Veränderungen nach hypoxischen Leberverletzungen, einschließlich ausgeprägter Gallengangproliferation, Periportalfibrose und Entzündung, und verzerrtem Leberparenchym (Zusatzabbildung 2). Das Vorhandensein morphologischer Merkmale einer hypoxischen Leberverletzung bestätigt die Befunde, dass die HA-Wiederverbindung für eine effiziente Leberdurchblutung und normale Funktion wichtig ist.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig1.jpg"> Abbildung 1: Schematische Darstellung des 3D-gedruckten Manschettendesigns für Portalvene und infrahepatische untere Vena cava. Die erste Krawatte wird in der Nut (ii) am nächsten am Griff (iii) angezogen, und die zweite Krawatte wird in der Nut (i) am weitesten vom Griff entfernt angezogen. Die Außendurchmesser betragen (iv) 2,38 mm für die Portalvene (PV) und 2,15 mm für die infrahepatische untere Vena cava (IHVC). Die Innendurchmesser sind (v) 1,74 mm für die PV und 1,38 mm für den IHVC. Die Längen sind (vi) 2,60 mm für die PV und 2,15 mm für den IHVC (genaue Spezifikationen für alle 3D-gedruckten Materialien finden Sie in Ergänzenden Materialien). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig2.jpg"> Abbildung 2: Hepatische Arterien-Stent-Insertion in Transplantat. (A) Das Öffnungsende des Zöliakiestamms (i) wird durch Schneiden der Milzarterie auf die linke Magenarterie erweitert, die die Bifurkation des gemeinsamen HA freilegt. ii) Der BD-Stent ist vor der Extraktion der Spenderrattenleber gebunden. iii) Die PV-Manschette und (iv) die IHVC-Manschette werden durch Falten der Enden der Gefäße über die Manschette eingesetzt und gebunden. (B) (i) Um den HA-Stent einzusetzen, wird der exponierte gemeinsame HA mehrfach mit Zangen gestreckt. (C) (i) Der HA-Stent wird sicher in der gemeinsamen HA platziert und mit 8-0 Prolene. (D) (i) Der HA-Stent wird mit (ii) Ringer-Laktatlösung gespült (BD = Gallengang, IHVC = infrahepatische untere Vena cava, HA = Hepatische Arterie). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig3.jpg"> Abbildung 3: Infrahepatische untere Vena-Cava-Verbindung mit 3D-gedrucktem Halter. (A) Die (i) PV wird mit der gleichen Technik wie die IHVC-Verbindung verbunden. Das Transplantat wird (ii) über die (iii) IHVC-Manschette geklemmt. Die Empfänger-IHVC-Öffnung wird (iv) an den Seiten der Öffnung zu einem 3D-gedruckten Halter vernässt, um sie offen zu halten. Eine lose (v) 7-0 Seide ist um den Empfänger IHVC gebunden. (B) Die Manschette des Transplantats IHVC wird (i) in den Empfänger IHVC eingesetzt. Die lose Krawatte ist nun angezogen. (C) Die Klemme wird entfernt, und (i) der 3D-gedruckte Halter wird mit einer Schere abgenommen. (D) Eine zusätzliche (i) 7-0 Seide ist um die Verbindung gebunden, wenn nicht sicher, aber in der Regel eine Krawatte ist ausreichend (PV = Portal Vene, IHVC = infrahepatische minderwertige Vena cava). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig4.jpg"> Abbildung 4: Mikrovaskuläre Hülsenverbindung der Leberarterie. (A) (i) Der BD-Stent ist nicht mit dem Empfänger verbunden. ii) Der HA-Stent wird in das Transplantat gelegt, das mit dem richtigen HA des Empfängers verknüpft ist. (iii) Die PV ist angeschlossen. (B) 10-0 ethilon mit einer (i) gekrümmten Nadel wird durch den HA-Stent an die Seiten des Empfänger-HA-Öffnungsendes gezogen. (C) Der 10-0 Ethilon wird durch den HA-Stent zurückgezogen; Daher wird der richtige HA des Empfängers wie eine Hülse durch den Stent gezogen. (D) (i) Eine Krawatte mit 10-0 ethilon wird hergestellt, sobald der richtige HA des Empfängers in den Stent gezogen wird, auf den Teil, der zuerst durch den HA-Stent läuft. (E) Hier ist ein Schaltplan der HA-Anastomose in beschrieben (B), (C) und (D) (BD = Gallengang, HA = Hepatische Arterie, PV = Portalvene). *Das Öffnungsende des Zöliakie-Stamms wird durch Schneiden der Milzarterie auf die linke Magenarterie erweitert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig5.jpg"> Abbildung 5: Bile-Kanal-Anschluss mit zwei Stents. (A) (i) Graft BD Stent wird mit Hilfe des (ii) Stents, der lose an der Öffnung des BD des Empfängers gebunden ist, in den Empfänger-BD-Stent eingeführt. (iii) Die PV ist vor der BD-Verbindung verbunden, die sich hinter der BD befindet. (B) Der Stent am Ende des BD des Empfängers wird entfernt und als verbreiterte Öffnung zum (i) Einschub verwendet. (C) Die Krawatte, die den Empfängerstent lose sichert, wird nun verwendet, um die Verbindung zu binden, und (i) eine weitere 7-0 Seide wird verwendet, um den Stent fest an Ort und Stelle zu halten, um ein Verrutschen oder Verdrehen des Stents zu vermeiden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig6.jpg"> Abbildung 6: Überleben in Transplantationsprozent. Orthotopische Rattenlebertransplantation ohne HA-Wiederverbindung (n = 8) und mit HA-Wiederverbindung (n = 17). Tiere werden nach der Transplantation bei Anzeichen von Leberversagen und/oder Infektionen für mindestens 60 Tage genau verfolgt. Ratten, die nach der Operation keine Komplikationen zeigten, galten als Überlebende (*p = 0,015, wie nach Kaplan-Meier-Schätzung berechnet [Langrangtest]). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig7.jpg"> Abbildung 7: Leber histopathologische Bewertung. Repräsentative Hämatoxylin- und Eosin-gefärbte Abschnitte bei Tieren (A) ohne und (B) mit Leberarterie (HA) wieder verbunden an den Tagen 6 und 13 nach Lebertransplantation (LTx). (C) Normales Leberparenchym mit Portaltriade (Portalvene, Arterie und Gallengang), Lobulen einschließlich zentraler Vene und Acini. Hepatozyten neben der Portaltriade sind Hepatozyten der Zone 1; Hepatozyten neben der zentralen Vene in den Lobulen sind Zone 3 Hepatozyten; und Hepatozyten zwischen den Zonen 1 und 3 sind Zone 2 Hepatozyten (ALT = Alanin-Aminotransferase, AST = Aspartat-Aminotransferase, CV = zentrale Vene). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Supplementary Figure 1" src="/files/ftp_upload/60628/60628suppfig1.jpg"> Ergänzende Abbildung 1: Stent- und Manschettenmaße. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628suppfig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Supplementary Figure 2" src="/files/ftp_upload/60628/60628suppfig2.jpg"> Ergänzende Abbildung 2: Leber histopathologische Bewertung, die eine Störung des Leberparenchyms zeigt. Repräsentative Hämatoxylin- und Eosin-gefärbte Abschnitte bei Tieren ohne HA-Wiederverbindung an den Tagen 54, 96 und 111 nach LTx. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628suppfig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
Ergänzungsmaterial 1: Porta Manschette 200g - Unterstützung 2.0. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary1.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 2: Cava Manschette 200g - Unterstützung 2.0. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary2.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 3: Leberretraktor 200g. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary3.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 4: Rückhalter - 1.2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary4.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 5: Cava 150g - 2.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary5.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzendes Material 6: Porta 1.4.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary6.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 7: Halterarm McGil. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary7.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Zusatzmaterial 8: Halter Miniarm LAB. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary8.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 9: Halter und Arm weich Teil 1.3. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary9.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>
Ergänzungsmaterial 10: Haltersockel - 3.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary10.stl" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei anzuzeigen (Rechtsklick zum Herunterladen).</a>

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Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation

Das Ziel dieser Studie ist es, das orthotopische Lebertransplantationsmodell der Ratte zu modifizieren, um die Transplantation menschlicher Leber besser darzustellen und das Überleben der Empfänger zu verbessern. Die vorgestellte Methode stellt den hepatischen arteriellen Zufluss wieder her, indem die gemeinsame Leberarterie der Spenderleber mit der richtigen Leberarterie der Empfängerleber verbunden wird.

Reduzierte Komplikationen nach arterieller Wiederverbindung in einem Rattenmodell der orthotopischen Lebertransplantation

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation ...

Ratten-Orthotop-Lebertransplantationsmodell ist ein leistungsfähiges Werkzeug, um mehrere Aspekte der Lebertransplantation zu untersuchen. Von einer Immunantwort auf die Infektion bis hin zu technischen Aspekten des Verfahrens. Die Hauptvorteile dieser Technik sind, dass es Komplikationen reduzieren kann, besser komödliche Lebertransplantation darstellen, und das Überleben des Empfängers verbessern.Dieses modifizierte orthotopische Lebertransplantationsprotokoll der Ratte imitiert Aspekte der menschlichen Lebertransplantation und dient als variables und klinisch relevantes Forschungsmodell. Es ist unsere Hoffnung, dass der Betrachter durch die visuelle Demonstration alle Details lernen und die Lernkurve verkürzen kann, um die für diese Technik erforderliche Mikrochirurgie-Fähigkeit zu meistern. Nach der Injektion von 300 internationalen Einheiten Heparin-Natrium in die intrahepatische minderwertige Vena cava einer anästhesierten 12 bis 14 Wochen alten Ratte, machen Sie einen fünf Millimeter großen Schnitt unterhalb der Gallengangbifurkation und setzen Sie den Gallengangstent in den gemeinsamen Gallengang ein.Sichern Sie den Stent mit einer 7-0 Seidenligatur, einen Millimeter über dem Schnitt und einer Ligatur 10 Millimeter unter der Bifurkation. Schneiden Sie den Gallengang zwischen den beiden Krawatten und entlarven Sie die richtige Leberarterie. Teilen Sie die gastroduodenale Arterie zwischen zwei 7-0 Seidenligaturen, und entlarven Sie die linke Magenarterie, Milzarterie und Zöliakie Stamm.Dann schneiden Sie die linke Magenarterie, Splenic Arterie, und Zöliakie Stamm zwischen den Arterien binden. Verwenden Sie eine 20-Milliliter-Spritze mit einer 21,5-Meter-Nadel, um langsam 20 Milliliter vier Grad Celsius Ringers Laktatlösung in die Portalvene zu injizieren. Um die Spenderleber vorzubereiten, schneiden Sie die Bifurkation des Zöliakie-Stamms, der Milzarterie und der linken Magenarterie auf, um eine größere arterielle Ärmelmanschette zu bilden, und legen Sie den 1,5 Millimeter langen 24 Gauge arteriellen Stent über die Manschette in die gemeinsame Leberarterie des Spenders ein.Dann sichern Sie den Stent mit einem 8-0 Polypropylen-Ligatur und spülen Sie den Stent mit Ringers Laktatlösung. Nachdem Sie die Portalvene eines 12 bis 14 Wochen alten Rattenempfängers freigelegt haben, teilen Sie den Empfängergallengang 0,5 Zentimeter unter einer Fliesenlegerbifurkation auf und legen Sie einen Gallengangstent in den distalen gemeinsamen Gallengang ein. Setzen Sie die linke, mittlere und rechte Leberarterie aus und binden Sie die Gefäße distal an die Leberarterienverzweigung.Schneiden Sie die Arterien in der Nähe der Leber über den Krawatten und legen Sie ein langes dünnes Stück Gaze hinter die super hepatische minderwertige Vena cava. Legen Sie einen 3D-gedruckten intrahepatischen Venen-Cava-Halter hinter die intrahepatische Vena cava und verwenden Sie eine Tenno nicht resorbierbare Monofilament-Nähte, um die Enden des 3D-gedruckten Griffs zusammenzunähen. Binden Sie eine 7-0 Seidenligatur unter dem 3D-gedruckten Halter zwischen dem intrahepatischen Venencava und der Portalvene und klemmen Sie die intrahepatische Venenhöhle knapp über der rechten Nierenvene unterhalb des 3D-gedruckten Cava-Halters.Klemmen Sie die Portalvene knapp über der pyloric Vene und unter dem 3D-gedruckten PV-Halter. Mit einer Drei-Milliliter-Spritze mit einer 27-Meter-Nadel, die angebracht ist, spülen Sie zwei Milliliter 37 Grad Celsius Ringer-Laktatlösung über die Bifurkation der Portalvene und klemmen Sie die superhepatische Venenhöhle mit einer Kitzmiller-Klemme über die Leber. Dann unter die Klemme so nah wie möglich an der Leber schneiden und über die 3D-gedruckten Halter sowohl für die Portalvene und die interhepatische Vena cava schneiden, um die Empfängerleber zu entfernen.Für eine Spenderlebertransplantation können Sie die Spenderleber in der Körperhöhle des Empfängers so sorgfältig ausrichten, dass eine obere Kopfsteinpflaster-Anastomose entsteht. Legen Sie die Portalvenenmanschette vom Spender in die Empfängerportalvene ein und ziehen Sie die 7-0 Seidenkrawatte fest. Entfernen Sie die atraumatische Klemme aus der superhepatischen Venenhöhle und entfernen Sie den mikrovaskulären Clip für die Portalvene.Nach der erneuten Durchblutung der Leber mit warmem Blut, legen Sie die Spender intrahepatische Vena Cava Manschette in den Empfänger intrahepatischen Vena cava und sichern Sie das Gefäß mit der 7-0 Seidenkrawatte. Entfernen Sie dann den intrahepatischen Vena-Cava-Clip des Spenders, bevor Sie den Empfängerclip entfernen. Um eine arterielle Anastomose durchzuführen, schneiden Sie den Teil des Zöliakiestamms vom Spender ab, der über den Stent hinausgeht, und klemmen Sie die richtige Leberarterie des Empfängers.Schneiden Sie die Krawatte am Ende und jedes zusätzliche Gewebe, das das Gefäß umgibt, ab. Und verwenden Sie Ringers Laktatlösung, um die Lumen des Spender- und Empfängergefäßenen zu spülen. Mit einer gekrümmten Nadel legen Sie eine 10-0 Ethilon Naht durch den linken Aspekt der Spender-Leberarterie, 2,5 Millimeter über der distalen Öffnung des Stents, und durch das Ende des Stents.Transfixieren Sie die richtige Leberarterie 0,5 Millimeter unterhalb der Gefäßöffnung von der linken Seite des Schiffes auf die rechte Seite der Arterie. Legen Sie die nächste Naht durch die rechte Wand der Spender-Hederarterie von innen nach außen, in einem Abstand von der Stentöffnung identisch mit dem ursprünglichen Stich, und ziehen Sie an den beiden Enden des 10-0 nicht resorbierbaren Monofilaments nach oben, um die richtige Leberarterie des Empfängers nach oben zu schieben, und in den Leberarterienstent. Dann binden Sie das 10-0 nicht resorbierbare Monofilament mit sich selbst über die Spender-Leberarterie.Spülen Sie sowohl den Empfänger- als auch den Spendergallengang, und legen Sie die Spender Gallengänge Stent in den Gallengang des Empfängers ein. Ziehen Sie dann die Krawatte fest, die zuvor um den Empfänger Gallengang gelegt wurde. In diesem repräsentativen Experiment zeigte das orthotopische Lebertransplantationsmodell der orthotopischen Lebertransplantation der nicht-hepatischen Arterienanastomoseratte 50 bzw. 37,5% Überlebensraten, nach der Operation bei 21 Tagen bzw. 60 Tagen.Im Gegensatz dazu erhöhte das optimierte Hepatische Gelenkwiederverbindungsverfahren das langfristige Überleben signifikant. Die histologische Analyse einer repräsentativen Untergruppe transplantierter Tiere ohne hepatische Arterienwiederverbindung ergab anzeichen für eine hypoxische Leberverletzung mit zentraler lobulärer Nekrose am sechsten Tag und nach der Transplantation. Umfangreiche Lebernekrose war mit enorm erhöhten Konzentrationen von Alanin-Immun-Transferees und Aspartat-Aminotransferase bei diesen Tieren verbunden.Im Gegensatz dazu zeigten transplantierte Ratten mit Leberarterienwiederverbindung keine Anzeichen einer Leberverletzung und histologische Analysen zeigten eine normale Leberparenchymstruktur mit organisierten Acini, Lobulen, Arterien und Gallengängen. Darüber hinaus zeigte die histologische Analyse der Lebern von nicht leberatorischen Arterien-Wiederverbindungsmodell Ratten reaktive Veränderungen nach hypoxischen Leberverletzungen. Einschließlich Der Verbreitung des Gallengangs, der Periportalfibrose und Entzündungen sowie des verzerrten Leberparenchyms.Dieses Protokoll kann angepasst werden, um viele immunologische und chirurgische Aspekte der Lebertransplantation zu untersuchen und kann als Modell für die Erprobung neuartiger therapeutischer Interventionen dienen, die für die Transplantation relevant sind.

Research

JoVE Journal

Medicine

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Orthotopen Aorten-Transplantation: Ein Rattenmodell die Entwicklung von chronischen Vaskulopathie Study

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Forschung

Medizin

Development of Obliterative Bronchiolitis in a Murine Model of Orthotopic Lung Transplantation

Entwicklung einer Bronchiolitis obliterans in einem Mausmodell der orthotopen Lungentransplantation

Orthotopic lung transplantation in rats was first reported by Asimacopoulos and colleagues in 1971 1. Currently, this method is well accepted and ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Lebertransplantation bei der Ratte

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Transplantation of Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet to Reduce Leakage After Partial Colectomy in A Rat Model

Transplantation von Fettgewebe-Derived Stem Cell Blatt, Leckage nach teilweiser Colectomy in einem Rattenmodell zu reduzieren

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

Left Lung Orthotopic Transplantation in a Juvenile Porcine Model for ESLP

Orthotope Transplantation der linken Lunge in einem juvenilen Schweinemodell für ESLP

Lung transplantation is the gold-standard treatment for end-stage lung disease, with over 4,600 lung transplantations performed worldwide annually. ...