Name: reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation
Uploaded: 2020-11-07T13:00:00
Duration: 8 min 39 s
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Esta investigación fue financiada a través de fondos del programa de trasplantes Multi-Organ en la UHN y el apoyo de la Fundación General de Toronto y toronto Western Foundation.

Los autores no tienen nada que revelar.

Los modelos de trasplante de hígado animal pequeño son importantes para entender la inmunidad del trasplante e identificar nuevas estrategias terapéuticas32. El modelo ideal de trasplante de hígado animal pequeño replica todos los pasos del procedimiento humano, incluida la anastomosis arterial. Puede ser difícil interpretar los resultados del modelo OLT de rata, ya que la mayoría de las versiones no incorporan un paso de anastomosis HA, lo que conduce a mayores tasas de complicaciones y morbilidad42. Algunos procedimientos de reconstrucción han utilizado la arteria renal, que requiere la extirpación del riñón27. Este protocolo evita la extracción de órganos, ya que está más allá de lo que ocurre en el procedimiento humano.
Las reconstrucciones arteriales también se pueden realizar manipulando la aorta de rata31. Sin embargo, estos métodos requieren una amplia disección y sujeción de la aorta. Si el tiempo de abrazadera se prolonga, entonces la rata receptora tendrá malos resultados relacionados con la isquemia distal43. En los seres humanos, una técnica quirúrgica LT implica la ligadura y la división de la arteria gastroduodenal receptora (GDA). Sin embargo, las características fisiológicas y anatómicas de los roedores hacen que el trasplante utilizando esta técnica sea más difícil fisiológicamente y puede conducir a complicaciones (es decir, necrosis del páncreas y del conducto biliar35 y fuga44). La reconexión arterial en este protocolo está destinada a eludir este desafío, mantener el flujo sanguíneo del conducto y mejorar el resultado del receptor.
El uso de una técnica de manga y stent para la reconstrucción de la rata HA se ha descrito previamente27. En esta técnica, se utiliza un stent como guía, y la arteria se reconstruye desde el tronco celíaco del donante hasta el receptor de HA común. A continuación, se disecciona el destinatario de HA común y el GDA receptor está atado27. Como resultado, el suministro de sangre a la parte inferior del receptor BD y la cabeza del páncreas puede verse comprometido. Se cree que la circulación colateral a esta área a menudo proporciona un flujo sanguíneo inadecuado al conducto biliar. Por ejemplo, este protocolo prueba-sujeta el destinatario GDA primero con un clip microvascular y, a continuación, divide el destinatario BD. Con el GDA sujetado, el BD dividido no sangra. Después de retirar la abrazadera GDA, se observa un sangrado rápido del BD. Este protocolo, que mantiene un buen flujo al conducto biliar receptor dividido, protege la fisiología del tejido hepático receptor proporcionando una perfusión adecuada de sangre hepática y previniendo la lesión hepática hipoxica post-OLT.
En el lado del donante, el stent HA se inserta en el tronco celíaco durante la preparación del injerto con facilidad mediante la creación de un parche a partir del tronco celíaco, la arteria gástrica izquierda y la arteria esplénica. El stent se puede insertar a través de la abertura ancha, que es menos difícil que tratar de insertar el stent en el tronco celíaco solo. Se ha encontrado que 24 G es un tamaño ideal para usar para el stent HA. La longitud del stent debe ser de 1,0-1,5 mm de largo, ya que actúa como una puerta abierta para permitir que la HA adecuada del receptor se tire fácilmente en la HA común del donante. Con una cuidadosa atención a donde se coloca la sutura de 10-0 etilon, la sangre que fluye a través de esta conexión nunca tocará el stent directamente, y el HA adecuado del receptor lo protegerá desde el interior, reduciendo el riesgo de complicaciones. Es importante destacar que el HA del donante nunca se sujeta para evitar el vasoespasmo. El éxito de la reconstrucción arterial se evalúa dejando abierto el GDA del donante. La anastomosis exitosa produce un buen flujo sanguíneo del donante GDA una vez completada la reconstrucción.
En este protocolo, similar a otros, la reconexión SHVC es el paso más lento y, en última instancia, dicta la duración de la fase anhepática. A medida que aumenta la duración del tiempo anhepático, el riesgo de lesión isquémica y disfunción hepática aumenta45. Otro componente crítico de los modelos de ratas OLT son los tamaños del injerto, los stents y los puños. Si el injerto es demasiado pequeño, el injerto puede torcer o voltear, obstruyendo las conexiones vasculares. El tamaño de los stents y puños puede requerir ajustes según la edad, el sexo, el peso y la tensión de la rata. El tamaño de los puños utilizados aquí fue elegido como se describió anteriormente28,y se utilizó un tamaño de manguito que controlaba para el tamaño de la rata. No hubo signos de angustia o complicaciones (es decir, congestión hepática, edema, ascitis o esplenomegalia) durante el período de seguimiento (hasta la fecha: mediana de 133 días después de la operación, mínimo 115 días después de la operación, máximo 161 días después de la operación). Se justifican otros estudios para determinar el tamaño adecuado de PV e IHVC para varias cepas de ratas que tienen en cuenta tanto la edad como el sexo.
Este protocolo OLT de rata modificado utiliza puños impresos en 3D para el PV y el IHVC, como se describió anteriormente39,40. Los métodos existentes para conectar el PV y el IHVC incluyen una técnica de microsutura32,técnica de manguito46y técnica de férula temporal microsuture47. La técnica del manguito impreso en 3D fue elegida, ya que permite que el tamaño del manguito se estandarice de acuerdo con la tensión de la rata y sea fácil de preparar y usar. Grandes cantidades de puños con las mismas dimensiones se pueden imprimir a la vez. La superficie exterior del manguito tiene dos ranuras para ayudar con la fijación de lazos y evitar resbalones. Una cola también se incorpora en el diseño del manguito para permitir una manipulación más fácil del manguito. En general, se cree que la incorporación de puños impresos en 3D conduce a altas tasas de éxito y reproducibilidad del procedimiento OLT al acortar el tiempo anhepático. Se determina que esta técnica también acorta la curva de aprendizaje quirúrgico.
En conclusión, el protocolo descrito estableció un modelo que es más similar al trasplante de hígado humano mediante la incorporación de un paso de reconexión arterial. Este protocolo se puede adaptar para estudiar muchos aspectos inmunológicos y quirúrgicos del trasplante de hígado y puede servir como modelo para probar nuevas intervenciones terapéuticas relevantes para el trasplante.

La carga mundial de enfermedad hepática sigue aumentando, con un aumento del 30% en las muertes relacionadas con las enfermedades hepáticas de 2005 a 20131,2. El trasplante de hígado es a menudo el único recurso para los pacientes con enfermedad hepática terminal. El hígado es el segundo órgano sólido trasplantado con más frecuencia, y el número de trasplantes de hígado realizados a nivel mundial aumentó un 7,25% de 2015 a 20161,,2. A pesar de su prevalencia, las tasas de supervivencia post-trasplante se han estancado3,,4,5. Se informa que la tasa de supervivencia de los pacientes a 15 años es del 53%, y la tasa de supervivencia de los pacientes a 20 años puede ser tan baja como 21%3,5. Si bien hay nuevas y emocionantes iniciativas de inmunobiología que pueden conducir a nuevos tratamientos y mejores resultados clínicos, todavía no hay un modelo animal pequeño confiable en el que probarlos.
El modelo de rata OLT ha sido ampliamente utilizado en la investigación del trasplante de hígado, incluyendo el rechazo6,7,8,9,10, tolerancia inmune11, trasplante de isquemia-reperfusión12, inmunosupresión13, y lesión del árbol biliar14,15,16,17. Sin embargo, una desventaja del modelo en su forma actual es su alta morbilidad postoperatoria y mortalidad18,19. Este es un serio inconveniente que está en desacuerdo con la operación humana, y compromete la capacidad de extraer conclusiones clínicamente relevantes del modelo20.
Además, una gran proporción de esta morbilidad se puede atribuir a una reconexión de la arteria hepática ausente o imperfecta (HA)18. Aunque es un paso crítico en el trasplante de hígado humano, las dificultades técnicas tienden a comprometer la reconexión de HA en el modelo OLT de rata. Como resultado, la anastomosis del conducto biliar (BD) es tenue y da lugar a altas tasas de fuga de bilis y necrosis de BD21. Más allá de la alta incidencia de complicaciones biliares22, una ausencia de flujo arterial altera la fisiología del injerto hepático post-trasplante23, con hipoxia en el injerto hepático del donante24 y daño hepático observado en lóbulos inflamados19,,25,,26. Rata OLT sin reconexión arterial también tiende a promover la fibrosis27. El protocolo OLT de rata descrito a continuación aborda estos problemas mediante la incorporación de un sencillo paso de reconstrucción de HA con un método OLT de rata publicado previamente28,lo que resulta en la preservación del parénquima hepático y mejores tasas de supervivencia.
El trasplante de hígado tiene tres fases: (1) extracción del injerto hepático del donante, (2) preparación del injerto hepático del donante y (3) reemplazo del hígado receptor por el injerto hepático. El procedimiento consiste en la manipulación de cinco estructuras anatómicas: la vena cava inferior suprahepática (SHVC), la vena porta (PV), la vena cava inferior infrahepática (IHVC), la arteria hepática (HA) y el conducto biliar (BD).
OLT en la rata fue introducido por primera vez por Lee et al. utilizando anastomosis de microsutura de la SHVC, PV e IHVC, y una técnica de extracción para el BD29. Este modelo fue mejorado más tarde mediante el uso de la técnica de dos puños en 197930. Desde entonces, se han propuesto varias técnicas alternativas, la mayoría centradas en la anastomosis venosa y utilizando una técnica de dos puños con algunas modificaciones31. Aunque la anastomosis HA se ha descrito previamente en el modelo OLT de rata utilizando técnicas tales como microsuture, cuff, y mangas intraluminales26,31,32,33,34, estas técnicas a menudo requieren habilidades microquirúrgicas altamente entrenadas, alterando significativamente la fisiología de la rata, y se ven obstaculizadas por trombosis y / o complicaciones biliares27,35.
Además, la elección del procedimiento quirúrgico también puede influir en el tiempo anhepático (tiempo desde la sujeción fotovoltaica hasta la reperfusión del injerto a través del PV reconstituido), lo que es fundamental para el éxito del trasplante de hígado de rata. Específicamente, se observan altas tasas de supervivencia con tiempos anhepáticos de 15-20 min36,y 30 min es el límite superior para el éxito37,,38. Por lo tanto, el objetivo de este método es implementar un modelo OLT de rata quirúrgica menos invasivo y más fácilmente adoptable que sea capaz de reconectar la arteria hepática, promover la perfusión eficiente del hígado trasplantado, mantener el flujo al conducto biliar receptor y preservar la condición fisiológica del receptor.
Aquí se detallan todos los pasos de este protocolo revisado, incluyendo la manipulación del tronco celíaco del hígado del donante, así como el uso de 1) un stent de 1,5 mm para realizar una conexión de manguito extraluminal con el receptor HA adecuado, 2) una sutura en funcionamiento para la reconstrucción SHVC, 3) dos puños de plástico impresos en 3D para reconstrucción fotovoltaica e IHVC39,40, 4) una reconexión de manguito microvascular para el HA18,27,41 y 5) una técnica de stent BD previamente descrita28. También se incluyen dos pasos adicionales: un lavado en frío a través del PV, y un régimen de antibióticos que se basa en los hallazgos anteriores17. Este protocolo OLT optimizado minimiza las complicaciones perioperatorias y la morbilidad y modela más de cerca el procedimiento quirúrgico de operación empleado en el trasplante de hígado humano.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>10-0 Ethilon</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2830G</td>
			<td>10-0 Ethilon Black 1X5&#34; BV100-4 Taper</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B302995</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309628</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B301031</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Cuff for IHVC</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Cuff for PV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Holder for IHVC</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3D Printed Holder for PV</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309657</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Sofsilk</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>GS-835</td>
			<td>Wx coded braided silk, 30&#34;, Suture 1-Needle 26 mm Length 1/2 Circle Taper Point Needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-0 Monocryl</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>Y433H</td>
			<td>Undyed Monofilament 1X27&#34; TF</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5mL Syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>B309646</td>
			<td>Luer-Lok Tip, Sterile, Disposable</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-0 Silk</td>
			<td>Teleflex Medical</td>
			<td>103-S</td>
			<td>Black</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-0 Prolene</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>2775G</td>
			<td>8-0 Prolene Blue 1X24&#34; BV130-5 EVP Double Armed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Micro Needle Holder Without Catch</td>
			<td>Aesculap Surgical Instruments</td>
			<td>FD231R</td>
			<td>Curved 120 mm, 4 3/4&#8243;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Needle Holder, Extra Fine Jaws 8.0mm, Curved With Out Lock</td>
			<td>Rumex International Co.</td>
			<td>8-025T</td>
			<td>Small Size, Titanium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barraquer Needle Holder, Fine Jaws 12.0mm, Curved With Out Lock</td>
			<td>Rumex International Co.</td>
			<td>8-021T</td>
			<td>Small Size, Titanium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Insyte Autoguard BC 22 GA x 1.00 IN</td>
			<td>BD Angiocath / Autoguard</td>
			<td>382523</td>
			<td>22 G x 1.00&#34; (0.9 mm x 25 mm) Wingless catheter, 37 mL/min</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BDPrecisionGlide Single-use Needles: Regular Bevel - Regular Wall.</td>
			<td>BD</td>
			<td>B305106</td>
			<td>PrecisionGlide stainless-steel needles with translucent, color-coded, polypropylene hubs. 22 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Precisionglide Syringe Needle 21G</td>
			<td>BD</td>
			<td>305167</td>
			<td>Gauge 21, length 1.5 inch, hypodermic needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Precisionglide Syringe Needle 30G</td>
			<td>BD</td>
			<td>305128</td>
			<td>Gauge 30, length 1 inch, hypodermic needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine Solution by Purdue Products LP</td>
			<td>Purdue Products Lp</td>
			<td>67618-150-17</td>
			<td>10% povidone&#8211;iodine topical solution USP</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bupivacaine Injection BP 0.5%</td>
			<td>SteriMax Inc.</td>
			<td>DIN:02443694</td>
			<td>0.5% (100mg/20mL)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Tying Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-501E</td>
			<td>6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 88mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Temperature Controller</td>
			<td>FHC Inc.</td>
			<td>40-90-8D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DK Iris Scissors (Curved)</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>1-211B</td>
			<td>Blunt tips, cut length 4mm, tip to pivot length 11mm, round handle, length 107mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, 200 proof (100%), USP, Decon Labs</td>
			<td>Decon Labs, Inc.</td>
			<td>2716</td>
			<td>Dilute to 70% with d2H2O</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Adjustable Wire Retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17004-05</td>
			<td>Maximum spread: 3.5cm, Depth 5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvard Apparatus Isoflurane Funnel-Fill Vaporizer</td>
			<td>Harvard Appartus Limited</td>
			<td>34-1040SV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin LEO(heparin sodium)</td>
			<td>LEO Pharma Inc.</td>
			<td>DIN:00453811</td>
			<td>10,000 i.u./10 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ice-Pak</td>
			<td>Cryopak</td>
			<td>FIP88016</td>
			<td>4.00 in. x 7.00 in., thickness 1.50 inch</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane United States Pharmacopeia (USP) 99.9%</td>
			<td>Piramal Healthcare Limited</td>
			<td>DIN: 02231929</td>
			<td>250 mL, Inhalation Anesthetic, NDC 66794-017-25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Khaw Transconjunctival Adjustable Suture Control Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-502N</td>
			<td>5mm highly polished tying platforms, straight shafts, flat handle, length 84mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lactate Ringer&#39;s Injected USP, 1000mL</td>
			<td>Baxter Co.</td>
			<td>DIN: 00061085</td>
			<td>JB2324</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>McPherson Tying Forceps</td>
			<td>Duckworth &#38; Kent</td>
			<td>2-500E</td>
			<td>6mm tying platforms, straight shafts, flat handle, length 90mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum Scissors - 14.5 cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14024-14</td>
			<td>Straight Sharp/Blunt</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Kitzmiller Clamp</td>
			<td>Scanlan</td>
			<td>3003-630</td>
			<td>Jaw length 23mm, Length 11cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope-Leica M525 F20</td>
			<td>Leica Microsystems</td>
			<td></td>
			<td>No catalog number</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven Gauze Sponges</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-028-556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen-Hegar with Suture Cutter</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12002-14</td>
			<td>15 mm cutting edge, 2mm jaw surface - 14cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OptixCare Eye Lube, 25gm</td>
			<td>OptixCare</td>
			<td>ES-KE8O-69U1</td>
			<td>Formerly Optixcare Surgical Eye Lubricant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Piperacillin sodium salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P8396</td>
			<td>Penicillin analog</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puritan 3&#34; Standard Cotton Swab w/Wooden Handle</td>
			<td>Puritan Medical Products Company LLC</td>
			<td>803-WC</td>
			<td>Regular Cotton Tipped Applicator with Wooden Handle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round Handled Needle Holder Straight w/ Lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12075-12</td>
			<td>Round handles allow easy fingertip adjustments - 12.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shea Scissors Curved Blunt</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14105-12</td>
			<td>Transplant scissors with light and delicate pattern - 12cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-06</td>
			<td>Jaw length 4mm, Jaw width 0.75mm, Total length 16mm, Jaw pressure 125g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Curved - 6mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-05</td>
			<td>Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 17mm, Jaw pressure 100g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Micro Serrefines Straight - 6mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-03</td>
			<td>Jaw length 6mm, Jaw width 1mm, Total length 15mm, Jaw pressure 100g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Platform</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Custom, magnetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SurgiVet Vaporstick Anesthesia Machine</td>
			<td>General Anesthetic Services, Inc</td>
			<td>V7015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T/Pump Localized Therapy</td>
			<td>Stryker</td>
			<td></td>
			<td>TP700 Series</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vacuum-Pressure Pump</td>
			<td>Barnant Co.</td>
			<td>400-1901</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas Scissors with Microserrations Straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15070-08</td>
			<td>Cutting edge: 5mm, Tip diameter: 0.1mm - 8.5cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetergesic Buprenorphine</td>
			<td>Ceva Animal Health Ltd</td>
			<td>NAC No.:12380352</td>
			<td>0.324 mg/ml buprenorphine hydochloride Solution for Injection for Dogs and Cats</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vetroson V-10 Bipolar Electrosurgical Unit</td>
			<td>Summit Hill Laboratories</td>
			<td></td>
			<td>No catalog number</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation

El modelo de trasplante de hígado ortotópico de rata (OLT) es una poderosa herramienta para estudiar el rechazo agudo y crónico. Sin embargo, no es una representación completa del trasplante de hígado humano debido a la ausencia de reconexión arterial. Aquí se describe un procedimiento de trasplante modificado que incluye la incorporación de la reconexión de la arteria hepática (HA), lo que conduce a una marcada mejora en los resultados del trasplante. Con un tiempo anhepático medio de 12 min y 14 s, la reconexión de HA se traduce en una mejor perfusión del hígado trasplantado y un aumento de la supervivencia de los receptores a largo plazo del 37,5% al 88,2%. Este protocolo incluye el uso de puños y soportes impresos en 3D para conectar la vena porta y la vena cava inferior infrahepática. Se puede implementar para el estudio de múltiples aspectos del trasplante de hígado, desde la respuesta inmune y la infección hasta los aspectos técnicos del procedimiento. Al incorporar un método sencillo y práctico para la reconexión arterial mediante una técnica microvascular, este protocolo OLT de rata modificada imita de cerca aspectos del trasplante de hígado humano y servirá como un modelo de investigación valioso y clínicamente relevante.

Al establecer un modelo OLT de rata de anastomosis no HA utilizando un protocolo28descrito anteriormente, nuestro equipo observó tasas de supervivencia del 50% y 37,5% a los 21 días y 60 días después de la operación, respectivamente. Aunque algunos grupos28han notificado altas tasas de supervivencia a largo plazo sin anastomosis HA, estos primeros resultados ponen de relieve los inconvenientes de no tener afluencia arterial. Por el contrario, el procedimiento de reconexión de HA optimizado aumentó significativamente la supervivencia a largo plazo del 37,5% al 88,2% (p a 0,015)(Figura 6).
El análisis histológico de un subconjunto representativo de animales trasplantados sin reconexión ha (en los días 6 y 13 después de la operación) mostró signos de lesión hepática hipoxica con necrosis centrilobular (Figura 7). La necrosis hepática extensiva se asoció con niveles tremendamente elevados de alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato aminotransferasa (AST) en estos animales (Figura 7). Por el contrario, las ratas trasplantadas con reconexión de HA no mostraron signos de lesión hepática, y el análisis histológico reveló una estructura normal de parénquima hepático con acini organizado, lóbulos (por ejemplo, tríadas centrales y tríadas con vena hepática), arterias y conducto biliar(Figura 7).
Aunque el tiempo anhepático medio en el transcurso de 23 operaciones separadas fue aceptable (12 min y 14 s [± 78 s]), todavía es posible que la supervivencia en el modelo de reconexión no HA pueda mejorarse con el aumento de la práctica. Sin embargo, vale la pena señalar que tres de los cuatro animales trasplantados sin reconexión de HA (que estaban siendo seguidos para la supervivencia a largo plazo) fueron eutanasiados debido a la angustia en los días 56, 96 y 111 después de la operación. Además, el análisis histológico de los hígados reveló cambios reactivos después de una lesión hepática hipoxica, incluyendo marcada proliferación de las vías biliares, fibrosis e inflamación periportal, y parénquima hepático distorsionado (Figura suplementaria 2). La presencia de características morfológicas de lesión hepática hipoxica corroboran los hallazgos de que la reconexión de HA es importante para la perfusión hepática eficiente y la función normal.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig1.jpg"> Figura 1: Representación esquemática del diseño del manguito impreso en 3D para vena porta y vena cava inferior infrahepática. La primera corbata se aprieta en la ranura (ii) más cercana a la manija (iii), y la segunda corbata se aprieta en la ranura (i) más alejada de la manija. Los diámetros exteriores son (iv) 2,38 mm para la vena porta (PV) y 2,15 mm para la vena cava inferior infrahepática (IHVC). Los diámetros interiores son (v) 1,74 mm para el PV y 1,38 mm para el IHVC. Las longitudes son (vi) 2,60 mm para el PV y 2,15 mm para el IHVC (las especificaciones exactas para todos los materiales impresos en 3D se pueden encontrar en Materiales Suplementarios). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig2.jpg"> Figura 2: Inserción del stent de la arteria hepática en el injerto. (A) El extremo de apertura del tronco celíaco (i) se ensancha cortando la arteria esplénica a la arteria gástrica izquierda, lo que expone la bifurcación de la HA común. (ii) El stent BD está atado antes de la extracción del hígado de rata donante. (iii) El manguito fotovoltaico y (iv) el manguito IHVC se insertan y atan doblando los extremos de los vasos sobre el manguito. (B) (i) Para insertar el stent HA, el HA común expuesto se estira varias veces con fórceps. (C) (i) El stent HA se coloca de forma segura en el HA común y se ata con 8-0 prolene. (D) (i) El stent HA se enjuaga con (ii) Latata solución de lactato de Ringer (BD - conducto biliar, IHVC - vena cava inferior infrahepática, HA - arteria hepática). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig3.jpg"> Figura 3: Conexión infrahepática inferior de vena cava con soporte impreso en 3D. (A) El (i) PV se conecta utilizando la misma técnica que la conexión IHVC. El injerto está (ii) sujeto por encima del (iii) manguito IHVC. La abertura IHVC del destinatario se sutura en los lados de la abertura a un soporte impreso en 3D para mantenerlo abierto. Una seda suelta (v) 7-0 está atada alrededor del receptor IHVC. (B) El manguito del injerto IHVC se inserta (i) dentro del IHVC receptor. La corbata suelta ahora está apretada. (C) Se retira la abrazadera y (i) el soporte impreso en 3D se separa con tijeras. (D) Una seda adicional (i) 7-0 está atada alrededor de la conexión si no es segura, pero normalmente un empate es suficiente (PV - vena porta, IHVC - vena inferior infrahepática cava). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig4.jpg"> Figura 4: Conexión microvascular del manguito de la arteria hepática. (A) (i) El stent BD no está conectado al destinatario. (ii) El stent HA se coloca en el injerto, que está vinculado a la HA adecuada del (iv) receptor. (iii) El PV está conectado. (B) 10-0 etilon con una (i) aguja curvada se dibuja a través del stent HA a los lados del extremo de apertura HA receptor. (C) El 10-0 etilon se extrae a través del stent HA; por lo tanto, el HA apropiado del receptor se tira a través del stent como una manga. (D) (i) Se realiza un empate con 10-0 etilión una vez que el HA apropiado del receptor se tira en el stent a la porción que primero corre a través del stent HA. (E) Se muestra aquí un esquema de la anastomosis HA descrito en (B), (C), y (D) (BD - conducto biliar, HA - arteria hepática, PV - vena porta). *El extremo de apertura del tronco celíaco se ensancha cortando la arteria esplénica a la arteria gástrica izquierda. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig5.jpg"> Figura 5: Conexión del conducto biliar utilizando dos stents. (A) i) El ptent BD del injerto se inserta en el BD receptor con la ayuda del (ii) stent atado libremente en la apertura del BD del destinatario. (iii) El PV se vincula antes de la conexión BD, que se encuentra detrás del BD. (B) El stent al final del BD del destinatario se elimina y se utiliza como una abertura ampliada a (i) insertar el stent BD atado al injerto. (C) La corbata que está asegurando libremente el stent receptor se utiliza ahora para atar la conexión, y (i) otra seda 7-0 se utiliza para mantener firmemente el stent en su lugar para evitar resbalones o torsión del stent. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig6.jpg"> Figura 6: Supervivencia porcentual del trasplante. Trasplante ortotópico del hígado de rata sin reconexión HA (n .8) y con reconexión HA (n a 17). A los animales se les sigue de cerca después del trasplante en busca de signos de insuficiencia hepática y/o infección durante al menos 60 días. Las ratas que no mostraron complicaciones después de la cirugía fueron consideradas sobrevivientes (*p a 0,015, según lo calculado por la estimación de Kaplan-Meier [prueba de rango largo]). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60628/60628fig7.jpg"> Figura 7: Evaluación histopatológica hepática. Secciones representativas de hematoxilina y teñida de eosina en animales (A) sin y (B) con reconexión de la arteria hepática (HA) en los días 6 y 13 después del trasplante de hígado (LTx). (C) Parénquima hepático normal que muestra tríada portal (vena porta, arteria y conducto biliar), lóbulos incluyendo vena central, y acini. Los hepatocitos junto a la tríada portal son hepatocitos de la zona 1; hepatocitos junto a la vena central dentro de los lóbulos son hepatocitos de la zona 3; y los hepatocitos entre las zonas 1 y 3 son hepatocitos de la zona 2 (ALT - alanina aminotransferasa, AST - aspartato aminotransferasa, CV - vena central). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Supplementary Figure 1" src="/files/ftp_upload/60628/60628suppfig1.jpg"> Figura complementaria 1: Dimensiones del stent y del manguito. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628suppfig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Supplementary Figure 2" src="/files/ftp_upload/60628/60628suppfig2.jpg"> Figura complementaria 2: Evaluación histopatológica hepática que muestra la alteración del parénquima hepático. Secciones representativas de hematoxilina y teñida de eosina en animales sin reconexión HA en los días 54, 96 y 111 después de LTx. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/60628suppfig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
Material Suplementario 1: Manguito Porta 200g - soporte 2.0. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary1.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 2: Manguito de cava 200g - soporte 2.0. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary2.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 3: Retractor hepático 200g. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary3.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 4: Soporte de respaldo - 1.2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary4.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 5: Cava 150g - 2.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary5.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 6: Porta 1.4.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary6.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 7: Brazo de soporte McGil. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary7.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 8: Soporte mini brazo LAB. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary8.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 9: Soporte y brazo parte blanda 1.3. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary9.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>
Material Suplementario 10: Base del soporte - 3.1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60628/supplementary10.stl" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (Haga clic con el botón derecho para descargar).</a>

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Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation

El objetivo de este estudio es modificar el modelo de trasplante de hígado ortotópico de rata para representar mejor el trasplante de hígado humano y mejorar la supervivencia del receptor. El método presentado restablece la entrada arterial hepática conectando la arteria hepática común del hígado del donante con la arteria hepática adecuada del hígado receptor.

Reducción de las complicaciones después de la reconexión arterial en un modelo de rata de trasplante hepático ortotópico

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation ...

El modelo de trasplante de hígado ortotópico de rata es una poderosa herramienta para estudiar múltiples aspectos del trasplante de hígado. Desde una respuesta inmunitaria sobre la infección, hasta aspectos técnicos del procedimiento. Las principales ventajas de esta técnica son que puede reducir las complicaciones, representar mejor el trasplante de hígado y mejorar la supervivencia de los receptores.Este protocolo de trasplante hepático ortotópico de rata modificado imita de cerca aspectos del trasplante de hígado humano y servirá como modelo de investigación variable y clínicamente relevante. Esperamos que a través de la demostración visual, los espectadores puedan aprender todos los detalles y acortar la curva de aprendizaje para dominar la habilidad de microcirugía necesaria para esta técnica. Después de inyectar 300 unidades internacionales de heparina sódica en la vena cava inferior intrahepática de una rata anesthetizada de 12 a 14 semanas de edad, hacer una incisión de cinco milímetros por debajo de la bifurcación del conducto biliar, e insertar el stent del conducto biliar en el conducto biliar común.Asegure el stent con una ligadura de seda 7-0, un milímetro por encima de la incisión, y una ligadura 10 milímetros por debajo de la bifurcación. Cortar el conducto biliar entre las dos corbatas y exponer la arteria hepática adecuada. Divida la arteria gastroduodenal entre dos ligaduras de seda 7-0 y exponga la arteria gástrica izquierda, la arteria esplénica y el tronco celíaco.Luego corta la arteria gástrica izquierda, la arteria esplénica y el tronco celíaco entre las ataduras de la arteria. Utilice una jeringa de 20 mililitros equipada con una aguja de calibre 21,5 para inyectar lentamente 20 mililitros de cuatro grados Celsius Ringer solución de lactato en la vena porta. Para preparar el hígado del donante, abra la bifurcación del tronco celíaco, la arteria esplénica y la arteria gástrica izquierda para formar un manguito arterial más grande e inserte el stent arterial calibre 24 de 1,5 milímetros en la arteria hepática común del donante a través del brazalete.A continuación, fije el stent con un 8-0 ligadura de polipropileno y lavar el stent con la solución de lactato de Ringer. Después de exponer la vena porta de un receptor de rata de 12 a 14 semanas de edad, divida el conducto biliar receptor a 0,5 centímetros por debajo de una bifurcación de tejas e inserte un stent de conducto biliar en el conducto biliar común distal. Exponga las arterias hepáticas izquierda, media y derecha y ate los vasos distales a la bifurcación de la arteria hepática.Corta las arterias cerca del hígado por encima de los lazos y coloca una larga y delgada pieza de gasa detrás de la vena cava inferior súper hepática. Coloque un soporte de vena cava intrahepática impreso en 3D detrás de la vena cava intrahepática y utilice una sutura monofilamento no absorbible de Tenno para coser los extremos del mango impreso en 3D. Ate una ligadura de seda 7-0 por debajo del soporte impreso en 3D entre la vena cava intrahepática y la vena porta, y sujeta la vena cava intrahepática justo por encima de la vena renal derecha por debajo del soporte de cava impreso en 3D.Sujete la vena porta justo por encima de la vena pilórica y por debajo del soporte fotovoltaico impreso en 3D. Usando una jeringa de tres mililitros con una aguja de calibre 27 unida, enjuague dos mililitros de solución de lactato de 37 grados Celsius Ringer a través de la bifurcación de la vena porta, y sujete la vena cava súper hepática por encima del hígado con una abrazadera Kitzmiller. A continuación, corte por debajo de la abrazadera lo más cerca posible del hígado y corte por encima de los soportes impresos en 3D tanto para la vena porta como para la vena cava inter hepática para extraer el hígado receptor.Para el trasplante de hígado del donante, orienta cuidadosamente el hígado del donante dentro de la cavidad corporal del receptor de tal manera que se pueda crear una anastomosis de adoquín superior. Inserte el manguito de la vena porta del donante en la vena porta receptora y apriete la corbata de seda 7-0. Retire la abrazadera atraumática del cava de vena super hepática y retire el clip microvascular de la vena porta.Después de re-perfundiendo el hígado con sangre tibia, inserte el manguito de vena cava intrahepática del donante en el receptor de vena cava intrahepática y asegure el vaso con la corbata de seda 7-0. A continuación, retire el clip de vena cava intrahepático del donante antes de retirar el clip del receptor. Para realizar una anastomosis arterial, corte la porción del tronco celíaco del donante que se extiende más allá del stent y sujete la arteria hepática adecuada del receptor.Corte la corbata al final y cualquier tejido adicional que rode el vaso. Y usa la solución de lactato de Ringer para eliminar los lúmenes de los extremos del donante y del recipiente. Usando una aguja curva, coloque una sutura de 10-0 etilión a través del aspecto izquierdo de la arteria hepática del donante, 2.5 milímetros por encima del orificio distal del stent, y hacia fuera hasta el final del stent.Transfija el receptor de la arteria hepática adecuada 0,5 milímetros por debajo del orificio del vaso desde el lado izquierdo del vaso, hasta el lado derecho de la arteria. Coloque la siguiente sutura a través de la pared derecha de la arteria hepática del donante desde el interior hasta el exterior, a una distancia del orificio de stent idéntico al punto original, y tire hacia arriba en los dos extremos del monofilamento no absorbible de 10-0 para deslizar la arteria hepática adecuada del receptor hacia arriba, y en el stent de la arteria hepática. A continuación, ate el monofilamento no absorbible 10-0 consigo mismo sobre la arteria hepática del donante.Enjuague tanto el receptor como los conductos biliares del donante, e inserte el stent de los conductos biliares del donante en el conducto biliar receptor. A continuación, apriete la corbata que se colocó previamente alrededor del conducto biliar receptor. En este experimento representativo, el modelo de trasplante hepático ortotópico de rata de anestesia no hepática demostró tasas de supervivencia de 50 y 37,5%, a los 21 días y 60 días, después de la operación, respectivamente.Por el contrario, el procedimiento optimizado de reconexión de la arteria hepática aumentó significativamente la supervivencia a largo plazo. El análisis histológico de un subconjunto representativo de animales trasplantados sin reconexión de la arteria hepática reveló signos de lesión hepática hipoxica con necrosis lobular central, en los días seis y trece después del trasplante. Necrosis hepática extensa se asoció con niveles tremendamente elevados de inmunotransferemientos de alanina y aspartato amino transferasa en estos animales.Por el contrario, las ratas trasplantadas con reconexión de la arteria hepática no mostraron signos de lesión hepática y el análisis histológico reveló una estructura normal de parénquima hepático, con acini organizado, lóbulos, arterias y conductos biliares. Además, el análisis histológico de los hígados de ratas modelo de reconexión de arterias no hepáticas reveló cambios reactivos después de una lesión hepática hipoxica. Incluyendo la proliferación de conductos biliares de mercado, fibrosis e inflamación del portal peri, y parénquima hepático distorsionado.Este protocolo se puede adaptar para estudiar muchos aspectos inmunológicos y quirúrgicos del trasplante de hígado y puede servir como modelo para probar nuevas intervenciones terapéuticas relevantes para el trasplante.

Research

JoVE Journal

Medicine

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Trasplante ortotópico aórtica: un modelo de rata para estudiar el desarrollo de la enfermedad vascular crónica

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

Investigación

Medicina

Development of Obliterative Bronchiolitis in a Murine Model of Orthotopic Lung Transplantation

El desarrollo de bronquiolitis obliterante en un modelo murino de trasplante de pulmón ortotópico

Orthotopic lung transplantation in rats was first reported by Asimacopoulos and colleagues in 1971 1. Currently, this method is well accepted and ...

Orthotopic Liver Transplantation in Rats

Trasplante ortotópico de hígado en ratas

Clinical progress in the field of liver transplantation has been largely supported by animal models1,2. Since the publication of the first orthotopic rat ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Procedimientos Quirúrgicos para un modelo de rata de trasplante hepático ortotópico parcial con reconstrucción arterial hepática

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

Un modelo de rata de Orthotopic trasplante del hígado usando una técnica de Anastomosis magnética novela para la reconstrucción de la Vena Cava suprahepática

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Transplantation of Adipose Tissue-Derived Stem Cell Sheet to Reduce Leakage After Partial Colectomy in A Rat Model

Trasplante de células madre derivadas de tejido adiposo hoja para reducir fugas después de colectomía parcial en un modelo de rata

Anastomotic leakage is a disastrous complication after colorectal surgery. Although current methods for leakage prevention have different levels of ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Un modelo preclínico porcino de trasplante ortotópico de corazón

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Trasplante de riñón de rata ortotópica: un enfoque quirúrgico novedoso y simplificado

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Lesión de isquemia-reperfusión de órganos mediante la simulación de cambios hemodinámicos en el modelo de trasplante de hígado de rata

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

Left Lung Orthotopic Transplantation in a Juvenile Porcine Model for ESLP

Trasplante ortotópico de pulmón izquierdo en un modelo porcino juvenil para LESP

Lung transplantation is the gold-standard treatment for end-stage lung disease, with over 4,600 lung transplantations performed worldwide annually. ...