Name: using the chicken chorioallantoic membrane in vivo model to study gynecological and urological cancers
Uploaded: 2020-01-28T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Using the Chicken Chorioallantoic Membrane In Vivo Model to Study Gynecological and Urological Cancers at JoVE.com

Die Autoren danken Dr. Fuyuhiko Tamanoi und Binh Vu für die Erstausbildung zu dieser Methode. Die Gespräche mit Dr. Eva Koziolek haben entscheidend dazu beigetragen, diesen Ansatz zu optimieren und wurden sehr geschätzt. Diese Arbeit wäre ohne die Finanzierung aus folgenden Quellen nicht möglich gewesen: das Tobacco-Related Disease Research Program Postdoctoral Fellowship (27FT-0023, acS), das Department of Defense (DoD) Ovarian Cancer Research Program (W81XWH-17-1-0160), NCI/NIH (1R21CA216770), Tobacco-Related Disease Research Program High Impact Pilot Award (27IR-0016) und UCLA institutional support, einschließlich eines JCCC Seed Grant (NCI/NIH P30CA016042) und eines 3R Grant vom Office of the Vice Chancellor for Research to LW.

Alle hier vorgestellten Experimente wurden von den zuständigen Ethikkommissionen der University of California, Los Angeles (UCLA) überprüft und genehmigt. Die Verwendung von deidentifizierten, primären menschlichen Tumoren wurde vom UCLA Institutional Review Board genehmigt (Protokollnummern 17-000037, 17-001169 und 11-001363). An der UCLA ist für Versuche mit Hühnerembryonen keine Überprüfung durch den Tierforschungsausschuss erforderlich; Eine Protokollgenehmigung ist nur erforderlich, wenn die Eier geschlüpft...

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	<li>Kersten, K., de Visser, K. E., van Miltenburg, M. H., Jonkers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+engineered+mouse+models+in+oncology+research+and+cancer+medicine.">Genetically engineered mouse models in oncology research and cancer medicine.</a> EMBO Molecular Medicine. 9 (2), 137-153 (2017).</li><li>Jackson, S. J., Thomas, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+tissue+models+in+cancer+research:+looking+beyond+the+mouse.">Human tissue models in cancer research: looking beyond the mouse.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 10 (8), 939-942 (2017).</li><li>Cheon, D. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Applying+the+chicken+embryo+chorioallantoic+membrane+assay+to+study+treatment+approaches+in+urothelial+carcinoma.">Applying the chicken embryo chorioallantoic membrane assay to study treatment approaches in urothelial carcinoma.</a> Urologic Oncology: Seminars and Original Investigations. 35 (9), e511-e523 (2017).</li><li>Jefferies, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-invasive+imaging+of+engineered+human+tumors+in+the+living+chicken+embryo.">Non-invasive imaging of engineered human tumors in the living chicken embryo.</a> Scientific Reports. 7 (1), 4991 (2017).</li><li>Taizi, M., Deutsch, V. R., Leitner, A., Ohana, A., Goldstein, R. 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Die Tumorexpansion und -transplantation mit dem CAM-Modell ermöglicht ein schnelleres und direkt beobachtbares Tumorwachstum als bestehende in vivo-Tiermodelle. Darüber hinaus sind die Kosten nach Abschluss des Erstkaufs der Ausrüstung deutlich niedriger, insbesondere im Vergleich zu den Kosten von immungeschwächten Mäusen. Der anfängliche, immungeschwächte Zustand von Hühnerembryonen ermöglicht leicht die Verpfropfte von menschlichem und murinem Gewebe. Auch mit diesen Stärken hat das CAM-Modell Grenzen. Die k...

Mäuse haben als klassischer Modellorganismus für die Erforschung menschlicher Krankheiten, einschließlich Malignität, gedient. Als Säugetiere haben sie viele Gemeinsamkeiten mit menschenverachten. Ihr hoher Grad an genetischer Ähnlichkeit hat die transgene Manipulation des Mausgenoms ermöglicht, um einen enormen Einblick in die genetische Kontrolle menschlicher Krankheiten zu geben1. Umfangreiche Erfahrungen im Umgang mit und Experimentieren mit Mäusen haben dazu geführt, dass sie das Modell der Wahl für die biomedizinische Forschung sind. Jedoch, zusätzlich zu den ethischen und wissenschaftlichen Bedenken in Bezug auf murine Modelle, können sie auch ziemlich teuer und zeitaufwändigsein 2,3. Die Entwicklung von Tumoren kann Wochen oder sogar Monate dauern. Das Gehäuse in einer typischen Institution allein kann in den Hunderten bis Tausenden von Dollar laufen, während Tumore entwickeln. Eierstockkrebs ist ein Beispiel für diesen Nachteil, da sein Wachstum in murinen Modellen leicht Monate dauern kann. Verzögerungen im Forschungsfortschritt wirken sich potenziell auf die anhaltend niedrige 5-Jahres-Überlebensrate von nur 47 % bei Eierstockkrebspatienten aus (d. h. eine Überlebenssteigerung von nur 10 % über 30 Jahre)4. In ähnlicher Weise machen urologische Krebserkrankungen (Nieren-, Prostata- und Blasenkrebs) 19 % aller Krebsfälle in den Vereinigten Staaten und 11 % der krebsbedingten Todesfälleaus 4. So könnte ein neuartiger In-vivo-Ansatz zur Untersuchung gynäkologischer und urologischer Krebserkrankungen einem Labor viel Zeit, Arbeit und Geld ersparen, auch wenn dieses Modell nur auf erste Screening-Experimente angewendet wird. Darüber hinaus könnte die daraus resultierende Beschleunigung der Forschungsergebnisse die 177.000 Personen, bei denen diese Krebserkrankungen diagnostiziert werden, signifikant beeinflussen.
Das Huhn CAM-Modell bietet viele Vorteile, die die oben genannten Probleme adressieren. Ein beliebtes Modell zur Untersuchung der Angiogenese5,6, Tumorzellinvasion7,8, und Metastasierung7,9, das Küken Embryo CAM-Modell wurde bereits verwendet, um viele Formen von Krebs zu studieren, einschließlich Gliom10,11,12, Kopf und Hals Plattenepithelkarzinom13,14, Leukämie15,16, Bauchspeicheldrüsenkrebs17, und Darmkrebs18. Zusätzlich wurden CAM-Modelle für Neuroblastom19, Burkitt-Lymphom20, Melanom21und Katzenfibrosarkom22" generiert. Frühere Studien haben auch Die Transplantation von Blasenkrebs23 und Prostatakrebs-Zelllinien24, aber mit begrenzten Protokolldetails vorgestellt. Eier sind nicht nur viel billiger als Mäuse, sondern produzieren auch hochreproduzierbare Ergebnisse25,26. Sie zeigen eine schnelle Vaskulaturentwicklung, und Tumorengraftment kann in so schnell wie ein paar Tagen auftreten und längs durch das offene Fenster visualisiert werden. Mit dem 21-Tage-Zeitrahmen zwischen Eibefruchtung und Schlüpfen können Experimente innerhalb weniger Wochen abgeschlossen werden. Darüber hinaus ermöglichen der niedrige Kostenbedarf, der begrenzte Wohnungsbedarf und die geringe Größe problemlos groß angelegte Experimente, die für Mausstudien unerschwinglich wären.
Daher wollten wir das CAM-Modell für die Transplantation gynäkologischer und urologischer Krebserkrankungen optimieren. Aufgrund des immungeschwächten Status des frühen Hühnerembryons27können sowohl Maus- als auch menschliche Zellen problemlos implantiert werden. Als solche haben wir erfolgreich Eierstock-, Nieren-, Prostata- und Blasenkrebs transplantiert. Für jeden dieser Tumortypen akzeptiert das CAM leicht etablierte murine und/oder menschliche Tumorzelllinien. Wichtig ist, dass frisch geerntete primäre menschliche Tumorgewebe auch aus verdauten Zellen oder Stücken festen Gewebes mit hohen Erfolgsraten einwandern können. Jede dieser Krebsarten und Zellquellen erfordert eine Optimierung, die wir hier teilen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>-010 Teflon (PTFE) White 55 Duro Shore D O-Rings</td>
			<td>The O-Ring Store</td>
			<td>TEF010</td>
			<td>Nonstick ring for cell seeding. 1/4&#34;ID X 3/8&#34;OD X 1/16&#34;CS Polytetrafluoroethylene (PTFE).</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C4-2</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-3314</td>
			<td>Human prostate cancer cell line.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CWR22Rv1</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>CWR cells were the kind gift of Dr. David Agus (Keck Medicine of University of Southern California)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cytokeratin 8/18 Antibody (C-51)</td>
			<td>Novus Biologicals</td>
			<td>NBP2-44929-0.02mg</td>
			<td>Used at a dilution of 1:100 for immunohistochemical analysis of human ovarian CAM tumors.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Luciferin Firefly, potassium salt</td>
			<td>Goldbio</td>
			<td>LUCK-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Delicate Operating Scissors; Curved; Sharp-Sharp; 30mm Blade Length; 4-3/4 in. Overall Length</td>
			<td>Roboz Surgical</td>
			<td>RS6703</td>
			<td>This is provided as an example. Any similar curved scissors would work as well.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dremel 8050-N/18 Micro 8V Max Tool Kit</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>8050-N/18</td>
			<td>This kit contains all necessary tools.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fertilized chicken eggs (Rhode Island Red - Brown, Lab Grade)</td>
			<td>AA Lab Eggs Inc.</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A local egg supplier would need to be identified, as this supplier only delivers regionally.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HT-1376</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-1472</td>
			<td>Human bladder cancer cell line.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hovabator Genesis 1588 Deluxe Egg Incubator Combo Kit</td>
			<td>Incubator Warehouse</td>
			<td>HB1588D-NONE-1102-1588-1357</td>
			<td>Other egg incubators may be used, but their reliability would need to be verified. After implantation, a cell incubator with the CO2 disabled may also be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ID8</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Not commercially available, please see PMID: 10753190.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Incu-Bright Cool Light Egg Candler</td>
			<td>Incubator Warehouse</td>
			<td>1102</td>
			<td>Other candlers may be used; however, this is preferred among those that we have tested. This candler is included in the aforementioned incubator kit.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Forceps, 10cm, Curved, Serrated, 0.8mm tips</td>
			<td>World Precision Instrument</td>
			<td>15915</td>
			<td>This is provided as an example. Any similar curved forceps would work as well. Multiple brands have been used for this method.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Clipper Distributing</td>
			<td>0010250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IVIS Lumina II In Vivo Imaging System</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Matrigel Membrane Matrix HC; LDEV-Free</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354248</td>
			<td>Extracellular matrix solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MyC-CaP</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-3255</td>
			<td>Murine prostate cancer cell line.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Portable Pipet-Aid XP Pipette Controller</td>
			<td>Drummond Scientific</td>
			<td>4-000-101</td>
			<td>Any similar pipet controller would be appropriate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PrecisionGlide Hypodermic Needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>305196</td>
			<td>This is provided as an example. Any 18G needle would work similarly.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RENCA</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CRL-2947</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Semken Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11008-13</td>
			<td>This is provided as an example. Any similar forceps or another style that suits researcher preference would be appropriate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SKOV3</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-77</td>
			<td>Human ovarian cancer cell line.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Specimen forceps</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72914</td>
			<td>This is provided as an example. The forceps used for pulling away the shell for bioluminescence imaging are approximately 12.8 cm long with 3 mm-wide tips.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile Cotton Balls</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-456-885</td>
			<td>This is provided as an example. Any sterile cotton balls would suffice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stirring Rods with Rubber Policeman; 5mm diameter, 6 in. length</td>
			<td>United Scientific Supplies</td>
			<td>GRPL06</td>
			<td>This is provided as an example. Any similar glass stir rods would work as well.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T24</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>HTB-4</td>
			<td>Human bladder cancer cell line.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tegaderm Transparent Dressing Original Frame Style 2 3/8&#34; x 2 3/4&#34;</td>
			<td>Moore Medical</td>
			<td>21272</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue Culture Dishes, 10 cm diameter</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353803</td>
			<td>This is provided as an example. Any similar, sterile 10-cm dish may be used. Tissue culture treatment is not necessary.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tygon Clear Laboratory Tubing - 1/4 x 3/8 x 1/16 wall (50 feet)</td>
			<td>Tygon</td>
			<td>AACUN017</td>
			<td>This is provided as an example. Any similarly sized tubing would work as well.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using the chicken chorioallantoic membrane in vivo model to study gynecological and urological cancers

Mausmodelle sind die Benchmark-Tests für In-vivo-Krebsstudien. Kosten, Zeit und ethische Erwägungen haben jedoch zu Forderungen nach alternativen In-vivo-Krebsmodellen geführt. Das Chicken Chorioallantoic Membrane (CAM) Modell bietet eine kostengünstige, schnelle Alternative, die eine direkte Visualisierung der Tumorentwicklung ermöglicht und für die In-vivo-Bildgebung geeignet ist. Als solches haben wir versucht, ein optimiertes Protokoll zur Eindierung gynäkologischer und urologischer Tumoren in dieses Modell zu entwickeln, das wir hier vorstellen. Etwa 7 Tage nach der Befruchtung wird die Luftzelle auf die vaskularisierte Seite des Eis verschoben, wo eine Öffnung in der Schale entsteht. Tumore aus murinen und menschlichen Zelllinien und Primärgeweben können dann transplantiert werden. Diese werden in der Regel in einer Mischung aus extrazellulärer Matrix und Medium gesät, um zelluläre Dispersion zu vermeiden und Nährstoffunterstützung zu bieten, bis die Zellen eine Vaskulärversorgung rekrutieren. Tumore können dann bis zu weiteren 14 Tage vor dem Schlüpfen der Eier wachsen. Durch die Implantation von Zellen, die stabil mit Glühwürmchenluziferase transduziert sind, kann die Biolumineszenz-Bildgebung für den empfindlichen Nachweis des Tumorwachstums auf der Membran und der Krebszelle verwendet werden, die sich im gesamten Embryo ausbreitet. Dieses Modell kann potenziell verwendet werden, um Tumorigenität, Invasion, Metastasierung, und therapeutische Wirksamkeit zu studieren. Das Chicken CAM-Modell benötigt deutlich weniger Zeit und finanzielle Ressourcen im Vergleich zu herkömmlichen murinen Modellen. Da die Eier immungeschwächt und immuntolerant sind, können Gewebe aus jedem Organismus potenziell ohne kostspielige transgene Tiere (z. B. Mäuse) implantiert werden, die für die Implantation von menschlichem Gewebe erforderlich sind. Viele der Vorteile dieses Modells könnten jedoch möglicherweise auch Einschränkungen sein, einschließlich der kurzen Tumorerzeugungszeit und des immungeschwächten/immuntoleranten Status. Darüber hinaus, obwohl alle Tumortypen hier vorgestellt engraft in der Huhn chorioallantoischen Membran-Modell, sie tun dies mit unterschiedlichen Grad des Tumorwachstums.

Bisher haben wir festgestellt, dass diese Methode der Implantation bei Eierstock-, Nieren-, Prostata- und Blasenkrebs erfolgreich ist. Jeder wurde optimiert, um spezifische Bedingungen für die Implantation zu identifizieren, obwohl es Flexibilität geben kann. Von den getesteten Tumortypen war das Wachstum von Eierstockkrebs viel weniger ausgeprägt und in der Regel ohne die Hilfe von Biolumineszenz-Bildgebung nicht sichtbar (Abbildung 1). Eine Versteifung d...

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Using the Chicken Chorioallantoic Membrane In Vivo Model to Study Gynecological and Urological Cancers

Wir präsentieren das Hähnchenchorioallanto-Membranmodell als alternatives, transplantierbares In-vivo-Modell zur Transplantation gynäkologischer und urologischer Krebszelllinien und von Patienten abgeleiteter Tumoren.

Verwendung des Chicken Chorioallantoic Membrane In Vivo Modells zur Untersuchung gynäkologischer und urologischer Krebsarten

Mouse models are the benchmark tests for in vivo cancer studies. However, cost, time, and ethical considerations have led to calls for alternative in vivo ...

Die Transplantation von Tumoren auf die Hähnchtodmembran oder CAM kann für Studien zur Tumorenutizität, Behandlungswirksamkeit oder zellulären Crosstalk verwendet werden. Diese Methode ermöglicht ein kostengünstiges schnelles Tumorwachstum in einer immuntoleranten In-vivo-Einstellung. Mit dem CAM-Modell können neuartige therapietherapeutische Ansätze schnell mit Zelllinien oder sogar Patiententumorproben getestet werden.Die wichtigsten Aspekte dieses Protokolls sind die Gewährleistung einer ordnungsgemäßen CAM-Bildung und die Nichtstörung der CAM oder Vaskulatur beim Öffnen der Eier. Am entwicklungstag sieben oder acht, wenn das CAM voll entwickelt ist, den Eirotator ausschalten und etwa ein bis drei Eier in den Eierständer im Biosicherheitsschrank legen. Wenn die Lichter ausgeschaltet sind, legen Sie einen Eierkaneinen gegen die Eierschale, um die Position der Luftzelle eines Eis zu identifizieren und zu markieren, und bewegen Sie dann den Eierkanordler über die Schale, um ein großes Blutgefäßnetz zu finden, wobei das Ei bei Bedarf rotiert wird.Eine ideale Vaskulatur wird in der Nähe der Mitte des Eis verzweigen. Verwenden Sie einen Marker, um die Vaskulatur zu verfolgen, die für die Implantation verwendet werden soll. Nachdem Sie das Licht in der Haube wieder eingeschaltet haben, verwenden Sie ein schnurloses Drehwerkzeug, das mit einem Siliziumkarbid-Schleifstein ausgestattet ist, um ein kleines Loch in der Schale direkt über die Mitte der Luftzelle zu bohren.Wenn der größte Teil der Schale entfernt wurde, aber mit weißer Innenmembran intakt ist, bohren Sie ein weiteres kleines Loch, in dem das Gefäßfenster geöffnet wird, wie gerade gezeigt. Wenn das zweite Loch fertig ist, verwenden Sie eine 18-Spur-Nadel, um die weiße Innere Membran sanft über die Luftzelle und Dievaskulatur zu durchbohren, wobei darauf geachtet wird, dass die weiße Innere Membran, aber nicht das CAM, während des gesamten Bohrbereichs gestört wird. Wenn das Kapuzenlicht wieder ausgeschaltet ist, verwenden Sie den Eierkaneinen, um zu überprüfen, ob die Luftzelle vom Ende des Eis in den Bereich über die Gefäße übertragen wurde.Legen Sie bei Bedarf Vakuumschläuche in einen Pipettenregler um das Loch über die ursprüngliche Luftzelle und wenden Sie vorsichtig Absaugung in kurzen Ausbrüchen an, um die Luftzelle zu bewegen. Markieren Sie den Umriss der neuen Position der Luftzelle etwa 0,5 Zentimeter innerhalb der Luft-CAM-Grenze und fixieren Sie ein Stück Packband, das gerade groß genug ist, um das Loch über der neuen Luftzelle zu bedecken. Nach der Zubereitung der beiden anderen Eier, wie gerade gezeigt, die Eier zum Brutkasten zurückgeben und alle zusätzlichen Eier für das Experiment in Gruppen von eins bis drei öffnen, wie gezeigt.Wenn alle Eier geöffnet sind, übertragen Sie ein bis drei Eier mit verlegten Luftzellen in einem Biosicherheitsschrank in das Eiregal und verwenden Sie ein schnurloses Drehwerkzeug, das mit einem kreisförmigen Schneidrad ausgestattet ist, um eine kleine Linie über die Luftzellgrenze vollständig durch die Zelle zu schneiden, ohne das CAM oder die Vaskulatur zu stören. Schneiden Sie mit einer gekrümmten Schere die verbleibende Luftzelle um, um ein Fenster in der Schale zu erstellen und die Lebensfähigkeit des Embryos zu überprüfen. Lebensfähige Embryonen zeigen eine umfangreiche Vaskulatur, klares Albumin, Embryobewegung und/oder einen sichtbaren Herzschlag.Bei nicht lebensfähigen Embryonen kann das CAM bei wenigen, wenn überhaupt, vorhandenen Gefäßen undurchsichtig erscheinen, und die Embryonen können klein oder abwesend sein, ohne Bewegung oder Herzschlag. Mit Semkin-Zangen ziehen Sie kleine Baumwollstücke aus einer sterilen Baumwollkugel und bappen Sie sanft die CAM-Oberfläche der lebensfähigen Embryonen, um Muschelstaub und -schmutz zu entfernen, und bedecken Sie dann die Schalenöffnung mit einem viertel teils sechs mal sieben Zentimeter transparenten Filmdressing, ohne das CAM zu berühren, und geben Sie die Eier mit dem geöffneten Fenster nach oben in den Brutkasten zurück. Verwenden Sie ein Stück Eierregal, den Rand des Eierrotators oder ein anderes geeignetes Element, um alle Eier zu stützen, die weiterrollen.Um die Krebszellsuspension für die Transplantation vorzubereiten, ernten Sie die Zellen aus der Krebszellkultur von Interesse und sedimentieren Sie die Zellen durch Zentrifugation. Aspirieren Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen im Restmedium mechanisch wieder auf. Legen Sie die Zellsuspension auf Eis und verwenden Sie eine Pipette, um das Volumen der Zellen in Medium zu messen.Dann setzen Sie die Zellen in einer Konzentration von ein bis zwei Millionen Zellen in 20 bis 100 Mikroliter Medium ergänzt mit 2,7 bis 4 Milligramm pro Milliliter extrazelluläre Matrix und alle Wachstumsfaktoren oder andere Zusatzstoffe von Interesse. Für die Krebszellimplantation mit einem Antihaftring bis zu sechs Eier auf das Eierregal implantieren und die Ränder des transparenten Filmverbandes in Richtung des offenen Fensters rollen, um den Film aus den Schalen zu entfernen. Prüfen Sie, ob die Eier lebensfähig und gesund sind.Ideale Eier haben ein großes Gefäß mit kleineren verzweigten Gefäßen in der Mitte des geöffneten Bereichs. Mit gebogenen Iriszangen einen sterilen Antihaftring über dem Gefäß ideal über einen Astpunkt auf das CAM legen. Verwenden Sie eine sterile Glasrührstange, um das CAM sanft abzuschleifen und die Krebszellsuspension in die Mitte des Rings zu pipette.Wenn alle Zellen geliefert sind, versiegeln Sie die Öffnung mit einem Viertelstück von sechs mal sieben Zentimetern transparentem Folienverband und beschriften Sie das Ei mit einer entsprechenden Implantatbezeichnung. Dann legen Sie die Eier sicher in den Inkubator mit dem Öffnen der Schale aufrecht. Um Krebszellen ohne Verwendung eines Antihaftrings zu implantieren, saugen Sie die Zellsuspension in eine entsprechend dimensionierte Pipettenspitze und halten Sie den oberen Teil der Spitze vorsichtig die Pipettenspitze aus und legen Sie die Spitze horizontal in eine sterile 10-Zentimeter-Gewebekulturschale.Nachdem die Spitzen geladen sind, legen Sie die Schale für 15 bis 30 Minuten in einen 37 Grad Celsius Inkubator und prüfen Sie nach 15 Minuten auf Polymerisation. Eine kleine Menge Flüssigkeit tritt in der Regel aus, wenn jede Spitze in die Schüssel gelegt wird. Verwenden Sie diese Flüssigkeit, um das Ausmaß der Polymerisation innerhalb der Spitze abzuschätzen.Wenn die Matrix fertig ist, legen Sie eine Spitze auf eine entsprechend dimensionierte Pipette und drücken Sie den Kolben, um die teilweise polymerisierte Zellsuspension idealerweise über den verzweigten Punkt eines großen, gut entwickelten Gefäßes auf das CAM zu drücken. Mit diesen Methoden führten sowohl menschliche als auch murine Eierstockkrebszelllinien und primäre Tumorstücke zur erfolgreichen Engraftierung von Tumoren mit Morphologien, die mit denen in anderen in vivo-Modellen übereinstimmen. Von den getesteten Tumortypen war das Wachstum von Eierstockkrebs viel weniger ausgeprägt und in der Regel ohne die Hilfe der Biolumineszenz-Bildgebung nicht sichtbar.Die Auswirkungen der Zugabe von Wachstumsfaktoren oder Hormone zum Zeitpunkt der Implantation kann auch mit diesen Methoden getestet werden. Bei Nierenkrebs führt die Implantation von Klarzell-Nierenzellkarzinomzellen aus etablierten Zelllinien oder -stücken aus primären menschlichen Nierentumoren zu einer schnellen, robusten Tumorbildung. Darüber hinaus wurden mehrere menschliche und murinische Prostatakrebs-Zelllinien und menschliche Blasenkrebszelllinien und primäre Tumorstücke verwendet, um Tumore mit diesem Modell zu etablieren.Es ist wichtig, das CAM und die Vaskulatur nicht zu stören und sicherzustellen, dass das CAM beim Öffnen des Fensters nicht an der Schale haftet. Nach erfolgreicher Transplantation kann das CAM-Modell verwendet werden, um die therapeutische Wirksamkeit von Behandlungen von Interesse oder Wechselwirkungen zwischen verschiedenen Zelltypen innerhalb eines Tumors zu bewerten.

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