Name: targeting the rat's small bowel: long-term infusion into the superior mesenteric artery
Uploaded: 2021-04-08T13:00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Targeting the Rat's Small Bowel: Long-Term Infusion into the Superior Mesenteric Artery at JoVE.com

Die Autoren danken der Cen.Ri.S. (Centro di ricerche sperimentali) der Università Cattolica del Sacro Cuore in Rom für Genehmigungen.

Die in diesem Manuskript beschriebenen Studien wurden von der örtlichen Tierethikkommission (Università Cattolica del Sacro Cuore, Roma) genehmigt und in Übereinstimmung mit dem italienischen Gesundheitsministerium durchgeführt.
1. Vorbereitung der Kanüle zum Einführen in den proximalen Zweig der SMA
<ol><li>Schneiden Sie die größere Kanüle von 0,93 mm AD, 0,5 mm I.D. auf die erforderliche Länge (ca. 30 cm).</li>
	<li>Die kleinere Kanüle (0,4 mm O.D., 0,25 mm I.D.) auf ca. 5 cm Länge schneiden und 1 cm in die größere Kanüle einführen.</li>
	<li>Fixieren Sie die beiden Kanülen zusammen mit Cyanacrylatkleber und vermeiden Sie einen Verschluss des Lumens.</li>
	<li>Schließen Sie das freie Ende einer größeren Kanüle an einen Luer-Stummeladapter (23 G) an, der auf einer mit Kochsalzlösung gefüllten 1-ml-Spritze montiert ist.</li>
	<li>Schärfen Sie die freie Spitze der kleineren Kanüle mit einer Schere, um das Einführen des Katheters in den Zweig der SMA zu erleichtern.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Durchgängigkeit der Kanüle, indem Sie sie mit Kochsalzlösung spülen. HINWEIS: Das scharfe Ende der Kanüle beschädigt die Arterie während der Bewegung des Tieres nicht, da es fixiert wird und nicht entlang des Gefäßes gleitet.</li>
</ol>2. Vorbereitung der Ratte auf den chirurgischen Eingriff
<ol><li>Intramuskuläre Anästhesie mit Ketamin/Xylazin (100/10 mg/kg). HINWEIS: Eine ausreichende Narkosetiefe wird anhand des Fehlens oder Beinahe-Fehlens des Pfotenquetschreflexes beurteilt.</li>
	<li>Rasieren Sie das Fell aus den chirurgischen Regionen: den Bauch für den Ast der SMA-Kanüle und den Nacken für den Kanülenausgang.</li>
	<li>Reinigen Sie die Operationsregionen aseptisch mit einem chirurgischen Pfotenquetschreflex. HINWEIS: Alle Vorbereitungen sollten mit aseptischer Technik durchgeführt werden.</li>
	<li>Peeling oder Lösung in einer kreisförmigen Bewegung aufgetragen, gefolgt von steriler Kochsalzlösung oder 70% Ethanol, 3 mal.</li>
	<li>Legen Sie das Tier in eine Rückenlage und immobilisieren Sie die vier Gliedmaßen.</li>
</ol>3. Kanülierung eines proximalen Astes der SMA
<ol><li>Stellen Sie die richtige Narkosetiefe sicher, indem Sie den Pfotenquetschreflex vor der Inzision testen.</li>
	<li>Tragen Sie einen sterilen chirurgischen, wasserabweisenden Vorhang auf.</li>
	<li>Öffnen Sie mit einer Skalpellklinge die Bauchdecke mit einem geraden 3 cm langen Schnitt an der Mittellinie der mesogastrischen Region durch alle Bauchebenen in das Peritoneum.</li>
	<li>Legen Sie mit Kochsalzlösung getränkte Gaze um den Laparotomieschnitt auf den chirurgischen Vorhang. Verwenden Sie Nähte, um den chirurgischen Schnitt offen zu halten. HINWEIS: Alle Tupfer und chirurgischen Instrumente müssen steril sein.</li>
	<li>Verwenden Sie Wattestäbchen, um den Dünndarm zu identifizieren und freizulegen. Folgen Sie seiner natürlichen Disposition, um das Mesenterium zu identifizieren. Extrahieren Sie das Mesenterium aus dem laparotomischen Schnitt und legen Sie es nach unten auf die Gazen (Abbildung 1A).</li>
	<li>Identifizieren Sie den SMA, indem Sie die Pulsation spüren.</li>
	<li>Verwenden Sie die Wattestäbchen, um zwischen dem Mesenterialfett "Platz zu machen" und den SMA und 2-3 seiner proximalen Zweige freizulegen.</li>
	<li>Wählen Sie einen proximalen Zweig der SMA, der groß genug ist, um die chirurgischen Manöver der Kanülierung zu ermöglichen. Binden Sie diesen Zweig (mit einer 4-0 Seidennaht) 3-4 cm stromabwärts von seinem Ursprung, damit seine Ausdehnung die Nahtenden lange genug hält, um später manipuliert zu werden.</li>
	<li>Platzieren Sie eine starre Stütze unter dem Ast des SMA. Der Griff der OP-Pinzette ist hier ausreichend.</li>
	<li>Halten Sie die Extremität der kleineren Kanüle (verbunden mit der größeren Kanüle am gegenüberliegenden Ende) mit der dominanten Hand mit einer Pinzette und ziehen Sie die Nahtenden mit der anderen Hand, um das Gefäß zu belasten und den Eintritt des Katheters zu erleichtern (Abbildung 1B).</li>
	<li>Halten Sie die Spitze der Kanüle in einem Winkel von 20° von der Ebene des Gefäßes in die dem Blutfluss entgegengesetzte Richtung.</li>
	<li>Drücken Sie leicht auf die Spitze, um die Arterienwand zu durchdringen, und führen Sie die Kanüle ein. HINWEIS: Die Kanülierung wird durchgeführt, ohne die Arterie zu schneiden; Die Spitze des Katheters bricht die Gefäßwand und erleichtert den Eintritt. Blut, das in die Kanüle zurückfließt, bestätigt die korrekte Einführung.</li>
	<li>Setzen Sie das Einführen der Kanüle für weitere 1 cm in den arteriellen Zweig in der Nähe des Ursprungs aus der SMA fort.</li>
	<li>Befestigen Sie die Kanüle mit einem chirurgischen Knoten (4-0 Seide) an der Arterie und überprüfen Sie ihre korrekte Funktion, indem Sie 1 ml sterile Kochsalzlösung oder eine Blutprobe spülen.</li>
</ol>4. Tunneln der Kanüle und Platzierung im Infusionsunterstützungssystem
<ol><li>Legen Sie einen sterilen chirurgischen Vorhang auf den Schnitt, bevor Sie die Position des Tieres ändern. HINWEIS: Der Tunnel vom Rücken zum Bauch wird durch Druckausübung im subkutanen Raum mit einem spitzen chirurgischen Instrument erzeugt. Es sollte ein steriler chirurgischer Vorhang an den Bauch- und Rückenschnitten verwendet werden.</li>
	<li>Machen Sie einen 1 cm langen Schnitt des hinteren Bereichs des Halses und nehmen Sie eine kugelförmige Klappe auf.</li>
	<li>Führen Sie die Kanüle vom Laparotomiezugang durch das Unterhautgewebe zu der im Nacken platzierten Klappe (Abbildung 2A). Schließen Sie die distale Extremität der Kanüle mit einem Katheterstopfen, um einen Lufteintrag zu vermeiden.</li>
	<li>Ersetzen Sie den Dünndarm in der Bauchhöhle. Schließen Sie die Bauchdecke und schließen Sie die Hautschnitte mit einer kontinuierlichen 3-0 Seidennaht.</li>
	<li>Befestigen Sie das Ventil mit Stichen an der Halshaut. Schließen Sie die Hautschnitte mit einer kontinuierlichen 3-0 Seidennaht.</li>
</ol>5. Postoperatives Management
<ol><li>Kleiden Sie die Ratte mit einer Jacke an, um das Knopfventil zu schützen. Schützen Sie den freiliegenden Teil der Kanüle während der Infusion mit einem Stahlstab und befestigen Sie ihn am Ventil (Abbildung 2B). HINWEIS: Da die Operation unter aseptischer Technik durchgeführt wird, sind Antibiotika nicht indiziert. NSAID sollte präoperativ zur Schmerzkontrolle verabreicht werden (5 mg/ml Meloxicam injizierbar, 1 mg/kg einmal täglich für bis zu 3 Tage). Nach der Operation stabilisieren Sie die Ratte in einem Stoffwechselkäfig für die Zeit der Infusion (24h). Dann betäuben Sie die Ratte erneut mit Isofluran-Inhalation für die Zeit, die notwendig ist, um das Infusionssystem zu zerlegen. Anschließend ist es möglich, die Ratte in einem normalen Käfig mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus und freiem Zugang zu Nahrung und Wasser unterzubringen.</li>
	<li>Stabilisieren Sie die Ratte in einem Stoffwechselkäfig für die Zeit der Infusion. Die Ratte ist jetzt wach und frei, sich im Käfig zu bewegen und zu essen.</li>
	<li>Verbinden Sie die distale Extremität der Kanüle mit einer Elastomerpumpe (max. 100 ml Volumen, 5,0 ml/h Durchfluss), die mit 50 mL steriler Kochsalzlösung gefüllt ist. Fahren Sie mit der Infusion für 24 Stunden fort (Abbildung 2C).</li>
	<li>Am ersten Tag intramuskuläre Antibiotika (Enrofloxacin 10 mg/kg für die ersten 24 h) verabreichen und dann zur oralen Verabreichung übergehen (Enrofloxacin 100 mg in 500 ml im Trinkwasser). Geben Sie die analgetische Therapie intramuskulär während des Erwachens (Ketoprofen 5,0 mg/kg) und in den folgenden Tagen oral (Paracetamol 200 mg im Trinkwasser) ab. HINWEIS: Verdünnen Sie die orale Therapie, die im Trinkwasser verabreicht wird, um einen erträglichen Geschmack zu erhalten. Überwachen Sie die Messung des Körpergewichts und die Hydratation.</li>
	<li>Am Ende der Infusionszeit (24 Stunden) zerlegen Sie das äußere Infusionssystem des Tieres, indem Sie die Pumpe, den Mantel, den Stahlstab und das Ventil von der Ratte entfernen. Schließen und schneiden Sie die Kanüle, wenn sie aus dem Hals kommt, und lassen Sie diese Extremität nach der Wundnaht unter der Haut des Halses. HINWEIS: In dieser Phase kann es notwendig sein, Ratten für einige Minuten durch Isofluoraninhalation zu betäuben.</li>
	<li>Bringen Sie die Ratte einzeln in einen normalen Käfig mit einem 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus und freiem Zugang zu Nahrung und Wasser unter. HINWEIS: Die Nahrungsaufnahme nach der Operation beträgt ca. 30 g/Tag Die Ausgangswasseraufnahme beträgt ca. 50 ml/Tag. Das Durchschnittsgewicht sollte etwa 400 mg betragen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Zhang, Z., Chen, X., Zhu, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Percutaneous+mechanical+thrombectomy+treatment+of+acute+superior+mesenteric+artery+embolism.">Percutaneous mechanical thrombectomy treatment of acute superior mesenteric artery embolism.</a> European Journal of Vascular and Endovascular Surgery Short Reports. 34, 17-20 (2017).</li><li>Wang, M. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+bowel+disease+in+rats:+bacterial+and+chemical+interaction.">Inflammatory bowel disease in rats: bacterial and chemical interaction.</a> World Journal of Gastroenterology. 14 (25), 4028-4039 (2008).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Der Hauptvorteil dieses Ratten-SMA-Infusionsmodells ist seine Standhaftigkeit und Haltbarkeit für mindestens 24 Stunden bei der überwiegenden Mehrheit der Tiere. Die Infusion von Antikoagulans kann dieses Zeitintervall verlängern. Das Modell ermöglicht eine zuverlässige Infusion von Medikamenten selektiv in der mesenterialen Region, die auf den Dünndarm und den proximalen Teil des Dickdarms abzielt.
Mehrere Schritte sind entscheidend für den Erfolg der Technik. Um eine Kanülierung in einem sehr kleinen Gefäß zu erreichen, ist es wichtig, Ratten mit einem Gewicht von mindestens 400 g auszuwählen. Geschlecht und Alter sind nicht relevant. Es ist auch wichtig, die richtigen chirurgischen Instrumente und die Art der Kanüle zu wählen. Hierbei wird eine kleinere Polyurethankanüle (0,4 mm O.D., 0,25 mm I.D.) 1 cm in die größere Kanüle (0,93 mm O.D., 0,5 mm I.D.) eingeführt, um einen funktionellen und nützlichen Katheter zu erhalten, der sowohl Verbindungen zur kleinen Arterie als auch zum größeren Infusionssystem ermöglicht.
Der erste chirurgische kritische Schritt ist die Reinigung der SMA und des für die Kanülierung identifizierten Astes aus dem umgebenden Fettgewebe (Schritt 3.5). Dies hilft, das Einführen der Kanüle zwischen dem Gewebe und der Arterie zu vermeiden, was ein häufiger Fehler ist. Dieser Reinigungsschritt ist jedoch schwierig, da der kleine Ast des SMA zerbrechlich und leicht zu beschädigen ist. Wenn der Ast verletzt ist, ist es möglich, die Blutung durch Ligatur zu stoppen und einen anderen proximalen Zweig zu wählen, um das Tier nicht zu verschwenden.
Um die Bildung von Luftblasen innerhalb der Kanüle zu verhindern und eine Gasembolie zu vermeiden, muss die Kanüle vor dem Einsetzen in den Ast bis zur Spitze mit Kochsalzlösung gefüllt werden. Um die Kanüle an Ort und Stelle zu sichern, muss die Anwendung des chirurgischen Fadens (4-0 Seide) zwischen der Einführstelle in die Arterie und der Kanülenspitze direkt auf dem Gefäß um den Katheter erfolgen. Der chirurgische Knoten muss fest genug sein, um die Kanüle zu fixieren, aber nicht zu fest, um sie zu verschließen (Schritt 3.12).
Der beste Weg, um eine korrekte Kanülierung zu gewährleisten, besteht darin, den Blutfluss durch die Kanüle zurück zu sehen (Schritt 3.10). Wenn dies nicht geschieht, kann dies in Bezug auf die Fehlerbehebung folgende Gründe haben:
die Kanüle wurde nicht korrekt in die Arterie eingeführt;
die Kanüle befindet sich in der Arterie, wird aber vom Knoten in einer falschen Position verdeckt;
die Kanüle befindet sich in der Arterie und eine Luftblase in der Kanüle verlangsamt den Fluss;
in der Kanüle hat sich ein Gerinnsel gebildet.
Eine falsche Einführung kann auf eine Kanülenpositionierung im Raum zwischen der Arterie und dem Fettgewebe zurückzuführen sein. In diesem Fall ist ein erneutes Einfügen erforderlich. Wenn der Knoten über dem Gefäß die Kanüle verdeckt, ist es möglich, sie sehr vorsichtig zu lösen und neu zu machen. Kleine Luftblasen im Katheter beeinträchtigen im Allgemeinen nicht die Kanülierung und sind nicht lebensbedrohlich; Wenn sich jedoch eine große Luftblase in der Kanüle befindet, ist es notwendig, die Kanüle mit der Spritze zurückzuziehen oder den Katheter in einem anderen Ast neu zu positionieren. Normalerweise ist es möglich, die Gerinnselbildung zu vermeiden und das Kanülenpatent zu behalten, indem während des Betriebs hin und wieder 0,2 ml Salzwurzeln infundiert werden.
Eine Einschränkung dieser Studie ist eine Unterbewertung der Durchgängigkeit der Kanüle bei längeren Infusionszeiten: Hier wurde eine 24-Stunden-Infusion durchgeführt, während Ratten in einem Stoffwechselkäfig untergebracht waren. Um eine längere Infusionsdauer zu erhalten, kann es sinnvoll sein, eine gerinnungshemmende Therapie anzuwenden, die in dieser Studie nicht verabreicht wird. Während der Infusion muss die Ratte jedoch im Stoffwechselkäfig untergebracht werden, da sie die einzige ist, die das Infusionssystem unterstützt. Dieser Ort ist unangenehm für das Tier, das bei längerer Behandlung gestresst sein könnte. Darüber hinaus wurde nur Kochsalzlösung zur Infusion verwendet, so dass es keine Ergebnisse über die spezifische Verabreichung von Arzneimitteln gibt. Eine Einschränkung der Methode ist die Unmöglichkeit, in die arteriellen Äste (falls vorhanden) über den für den Katheter verwendeten zu infundieren. Aus diesem Grund wird empfohlen, den nächstgelegenen Zweig der Aorta zu kanülieren.
Kein anderes Ratten-SMA-Langzeitinfusionsmodell für hemmungslose Tiere ist in der Literatur vorhanden. Im Vergleich zu dem vor vielen Jahren beschriebenen IMA-Kanülierungsmodell4 hat die hier beschriebene Technik ein breiteres experimentelles Ziel, da sie eine Arzneimittelinfusion im SMA-Perfusionsbereich ermöglicht und nicht auf den Dickdarm beschränkt ist. Kürzlich wurde zum ersten Mal die selektive Kanülierung eines Astes der SMA zur Infusion von Botulinumtoxin direkt in die arterielle Mesenterialregion verwendet, um die Wirkung auf die glatte Darmmuskulatur zu untersuchen10, aber viele andere Medikamente könnten in Zukunft getestet werden. Zum Beispiel können Antikoagulanzien infundiert werden, um Mesenterialthrombosen zu untersuchen, oder Medikamente mit einer intestinalen Mikrobiota-Wirkung11 oder sogar Medikamente für entzündliche Darmerkrankungen12. Die intraarterielle Infusion ist insbesondere für Studien zum Darmstoffwechsel nützlich, da die Arzneimittelwirkung auswertbar ist, bevor das Blut den Portalkreislauf durchläuft, wo es dem Leberstoffwechsel unterliegt.

Die Arteria mesenterica superior (SMA) beim Menschen wie bei Ratten entspringt der Bauchaorta und versorgt den Darm mit arteriellem Blut vom Zwölffingerdarm bis zum proximalen Transversaldarm. Aus SMA entstehen zahlreiche Niederlassungen.
Nach der Kapillarperfusion wird der mesenteriale Kreislauf durch die Pfortader in die Leber abfließen, wo er dem Leberstoffwechsel unterzogen wird, bevor er wieder in den systemischen Kreislauf zurückgeführt wird. Die Kanülierung der SMA ist nützlich für diagnostische Zwecke, therapeutische Embolisation und Arzneimittelinfusion in selektiver oder kontinuierlicher Weise, um die Wirkung auf den Darm oder vor allem den Leberstoffwechsel und die chemische Clearance zu bewerten. Beim Menschen wird die minimalinvasive radiologische Katheterisierung der SMA zur endovaskulären Behandlung1 oder selektiven Arzneimittelinfusion2 unter Verwendung mehrerer perkutaner Ansätze wie transfemoraler oder transaxillärer Punktion und Kanülierung durchgeführt.
Es gibt Literaturberichte über verschiedene Techniken der Kanülierung der kleinen Bauchgefäße: die Vena mesenterica superior (SMV)3, die Arteria mesenterica inferior (IMA)4, den mesenterialen Lymphgang5, die Leberarterie6 oder Studien für ex vivo zur Darmperfusion7 bei Ratten. Im Vergleich zur Venenseite ist die Kanülierung der SMA bei Ratten aufgrund der gleichzeitigen Thrombose- und Blutungsrisiken bei hohem Druck viel anspruchsvoller. Insbesondere treten Probleme auf, wenn die Kanüle in Betrieb ist, wenn die Ratte aus der Narkose auf dem Operationsbett erwacht, und mehr, wenn das Experiment nach der Operation ein freies Tier in einem Käfig erfordert.
Eine kürzlich erschienene Arbeit hat die SMA-Kanülierung als Teil des Experiments (Blutdruckmessung) bei einem Tier unter Narkose beschrieben8. Es ist jedoch keine Technik zur chirurgischen Kanülierung der SMA zur Langzeitinfusion bei einem uneingeschränkten Tier beschrieben. Ziel dieses Manuskripts ist es, Schritt für Schritt eine Operationstechnik zur langfristigen Kanülierung der SMA durch einen proximalen Ast zu beschreiben, die die selektive Infusion von Medikamenten in das Mesenterialbett für mindestens 24 Stunden (und mehr) ermöglicht. Da eine gleichmäßige und robuste Kanülierung eine permanente Ligatur und einen dauerhaften Verschluss des Gefäßes erfordert, in das der Katheter eingeführt wird, vermeidet diese Technik stattdessen das direkte Einführen des Katheters in den SMA9 und nähert sich dem Gefäß durch die Kanülierung eines proximalen Astes, so proximal wie möglich zum Ursprung der SMA aus der Aorta. Die proximale Infusion ermöglicht es dem infundierten Arzneimittel, das breiteste anatomische Bett zu erreichen, ohne den Blutfluss durch das Hauptgefäß zu schließen.
Die Ratten-SMA-Kanülierungstechnik hat viele Anwendungen. Es wäre möglich, Arzneimittel selektiv im mesenteriellen arteriellen Kompartiment zu verabreichen, um eine lokale Wirkung auf gastrointestinaler Ebene zu erzielen und systemische Wirkungen und den hepatischen Arzneimittelstoffwechsel zu vermeiden. Das SMA-kanülierte Rattenmodell hat Vorteile gegenüber größeren Tiermodellen: Es ist kostengünstiger, ethisch vertretbar und es ist einfacher durchzuführen und zu erlernen. SMA-Kanülierungsoperationen sind auch im Rattenmodell im Vergleich zum Mausmodell einfacher durchzuführen.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Crile-Wood Needle Holder</td>
			<td>2Biological Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Tip Shape: Straight; Tip Width: 2 mm; Clamping Length: 14 mm; Lock: Yes; Scissors: No; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 15 cm; Serrated: Yes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extra Fine Graefe Forceps</td>
			<td>2Biological Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Tip Width: 0.5 mm; Tip Dimensions: 0.5 x 0.5 mm; Alloy / Material: Stainless Steel; Length: 10 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Stub Adapter</td>
			<td>BD Intramedic</td>
			<td></td>
			<td>23 gauge for use with 427410 tubing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Membrane valve</td>
			<td>Biomed</td>
			<td>Mod 617</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poliurethane Catheter</td>
			<td>ENKI</td>
			<td></td>
			<td>external diameter: 0.4 mm, internal diameter: 0.25 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silastic Catheter Laboratory tubing</td>
			<td>Healthcare industries</td>
			<td>508-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors</td>
			<td>2Biological Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Tip Shape: Angled; Tips: Sharp; Alloy / Material: Stainless Steel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Student Surgical Scissors</td>
			<td>2Biological Instruments</td>
			<td></td>
			<td>Tip Shape: Straight; Alloy / Material: Student Stainless Steel; Serrated: No; Feature: Student Quality</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

targeting the rat's small bowel: long-term infusion into the superior mesenteric artery

Die Arteria mesentericus superior kann beim Menschen durch minimalinvasive radiologische Katheterisierung der Oberschenkel- oder Achselarterie kanüliert werden. Die SMA-Kanülierung ist bei Ratten aufgrund der geringen anatomischen Abmessungen schwieriger. Ziel der Studie ist es, eine Operationstechnik zur Kanülierung der SMA bei Ratten zu beschreiben, um bei uneingeschränkten Tieren eine Langzeitinfusion von Medikamenten in das SMA-Gefäßbett durchzuführen, was nach der postoperativen Genesung für 24 Stunden zu einer hohen Katheterdurchgängigkeit führt. 
Um das Risiko einer SMA-Thrombose oder Blutung aus dem direkten Zugang zu vermeiden, wird ein proximaler Ast der SMA isoliert, distal ligiert und mit einem 0,25 mm Polyurethan-Kapillarrohr kanüliert, dessen Spitze in der Nähe des Ursprungs der SMA aus der Aorta vorgeschoben ist. Die Kanüle wird dann subkutan in den Nacken des Tieres und durch die Haut über eine künstliche Klappe getunnelt. Der äußere Teil der Kanüle wird in ein halbstarres Stützsystem eingeführt und mit der kontinuierlichen Infusionspumpe außerhalb des Käfigs verbunden, wo sich die Ratte frei bewegen kann. 
Die korrekte Positionierung der Kanüle wurde durch postoperative Angiographie und Autopsiebefunde nachgewiesen. Die Katheterdurchgängigkeit nach 24 Stunden Kochsalzinfusion in die SMA-Region wurde bei den meisten Ratten durch die vollständige Entladung der Pumpe und die Erkennung einer funktionellen Kanüle für die Blutentnahme oder Kochsalzinfusion sichergestellt.

In dieser Studie wurde das Verfahren an 15 Ratten durchgeführt. Am Ende von 24 Stunden Kochsalzinfusion wurden in den Stoffwechselkäfigen keine Anzeichen von Kochsalzlösung oder Blutverlust beobachtet und die Bauchwunde war bei allen Tieren sauber, ebenso wie in den Käfigen.
In den normalen Käfigen wurden Ratten 5 Tage lang mit täglicher Überwachung des Gewichts und der Wasser-/Nahrungsaufnahme beobachtet. Während dieser Zeit war der Allgemeinzustand der Tiere bei der groben Untersuchung gut ohne Anzeichen von Verhaltensauffälligkeiten. Alle Ratten begannen unmittelbar nach der Operation wieder mit der Fütterung. Die durchschnittliche tägliche Nahrungs- und Wasseraufnahme stieg nach 3 Tagen schrittweise bis zur Normalität an, wie in Abbildung 3A bzw. 3B dargestellt. In Abbildung 3C ist es möglich zu sehen, dass die Gewichtszunahme regelmäßig war und bis zum Ende des Beobachtungszeitraums allmählich zunahm. Es fanden keine Veränderungen des Stuhlgangs statt und die tägliche Kot- und Urinproduktion war normal.
Nach 24 Stunden gab es Salzrückstände (bzw. 40 ml bzw. 20 ml) in nur 2 Pumpen, die mit 50 ml Kochsalzlösung gefüllt waren, während alle anderen (86,7%) leer waren. Darüber hinaus waren nach dieser Infusionsphase noch 12 Kanülen (80%) sowohl für die Blutentnahme als auch für die Salzinfusion (5 ml) funktionsfähig, während 3 Kanülen nicht mehr patentiert waren (2 davon waren die kanülen, die mit den Pumpen mit Rückstand verbunden waren) (Tabelle 1).
Bei der Nekropsie befanden sich noch 100% der Kanülen (n=15) im SMA-Zweig und keine Ratten wiesen Anzeichen einer Darmischämie (Abbildung 4B) oder intrabdominalen Blutungen auf. Die 3 verschlossenen Kanülen wurden jeweils 0,5 cm, 1 cm und 1,5 cm von der Einbringung in den SMA-Zweig geknickt gefunden. Dieses Phänomen ist wahrscheinlich auf die Bewegungen der Tiere in den Käfigen zurückzuführen.
Bei 5 Ratten wurden unmittelbar nach dem Eingriff und vor dem Pumpenanschluss 2 ml jodiertes Kontrastmittel in die Mesenterialkanüle injiziert, um eine Angiographie durch einen Bildverstärker zu erhalten (Angiographie wurde intraoperativ durchgeführt). Bei jeder Ratte (n=5) war es möglich, den mesenterialen Arterienkreis und die SMA und ihre Hauptäste ohne Kontrastmittel im Abdomen zu sehen, wie in Abbildung 4A gezeigt. Dies bestätigte, dass die Kanüle gut platziert und am Zweig der SMA befestigt war.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig01.jpg"> Abbildung 1: Experimentelle Fotografien. (A) Der Dünndarm folgt seiner natürlichen Disposition auf einer Gaze (es ist möglich, die SMA mit allen Zweigen zu visualisieren); (B) Der Bediener, der die Kanüle in die SMA-Filiale einführt. Es ist notwendig, eine feste Stütze unter dem Behälter zu haben, um das Einführen des Rohres zu gewährleisten. Die distale Seidennaht schließt das Gefäß und die proximale fixiert den Katheter im Ast. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig02.jpg"> Abbildung 2: Infusionsunterstützungssystem. (A) Einmal subkutan getunnelt, tritt die Kanüle durch die weiße Klappe aus dem hinteren Bereich des Halses aus; (B) Eine Ratte, die eine Jacke trägt, um das weiße Ventil zu stabilisieren. Ein Stahlstab schützt den Katheter während der Infusion. (C) Schematische Darstellung einer Ratte, die während der Infusion von Kochsalzlösung in einem Stoffwechselkäfig untergebracht ist, mit einer Elastomerpumpe, die mit der Kanüle verbunden ist, die den Stahlstab verlässt. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig03.jpg"> Abbildung 3: Repräsentative Daten zur Nahrungsaufnahme, Wasseraufnahme und Gewichtszunahme von Ratten (n=15) im Beobachtungszeitraum von 5 Tagen. Die durchschnittliche tägliche Nahrungsaufnahme (A) und Wasser (B) steigt progressiv an und stabilisiert sich nach 3 Tagen auf physiologischem Niveau. Die durchschnittliche Gewichtszunahme (C) nimmt bis zum Ende des Beobachtungszeitraums allmählich zu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig04.jpg"> Abbildung 4: Fotos von (A) der Kontrastangiographie der mesenterialen Arterienregion nach Kontrastinfusion durch die Kanüle (Nachweis einer ausreichend platzierten Kanüle) und (B) der bei der Autopsie noch gut positionierten Kanüle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td colspan="2">Elastomerpumpe</td>
			<td colspan="2">Kanüle</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Leer</td>
			<td>Mit Rückständen</td>
			<td>Patent</td>
			<td>Nicht patentierbar</td>
		</tr>
<tr>
<td>n=15</td>
			<td>13</td>
			<td>2</td>
			<td>12</td>
			<td>3</td>
		</tr>
<tr>
<td>%</td>
			<td>86.7</td>
			<td>13.3</td>
			<td>80</td>
			<td>20</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabelle 1: Elastomerpumpenaustrag und Kanülendurchgängigkeit nach 24 Stunden Kochsalzinfusion. Die Durchgängigkeit wurde getestet, indem Blut mit einer Spritze entnommen und 5 ml Kochsalzlösung in die Kanüle gegeben wurden.

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Targeting the Rat's Small Bowel: Long-Term Infusion into the Superior Mesenteric Artery

Der Zugang zur Langzeitinfusion in der oberen Mesenterialarterie (SMA) von Ratten ist ein chirurgischer Eingriff, der aus der Kanülierung eines proximalen Astes der SMA besteht. Die Kanüle tritt aus der Bauchwunde aus und wird durch den subkutanen Raum zurück zur interskapulären Falte getunnelt.

Den Dünndarm der Ratte ins Visier nehmen: Langzeitinfusion in die Arteria mesenterica superior

The superior mesenteric artery can be cannulated in humans through minimally invasive radiological catheterization of the femoral or axillary artery. SMA ...

Die Kanülierung der oberen Mesenterialarterie bei der Ratte ist schwierig und wird nicht oft als experimentelles Modell verwendet. Diese Technik ermöglicht es, eine funktionelle Kanülierung durchzuführen und eröffnet ein Experimentierfeld mit First-Passage-Effekten von intraarteriellen Medikamenten. Diese Methode vermeidet Blutungen und Thrombosen, während sie der Kanülierung der oberen Mesenterialarterie zustimmt.Und ermöglicht eine langfristige Infusion von Medikamenten in einem relativ freien Tier, das essen und sich bewegen kann. Pharmakologische Forschung über Medikamente, die im Darm aktiv sind, kann von dieser Technik stark profitieren. Es gibt keine Alternative, um die Wirkung einer direkten einzelnen Passage des Arzneimittels zu untersuchen.Beginnen Sie mit dem Schneiden der größeren Kanüle. Schneiden Sie dann die kleinere Kanüle ab und führen Sie sie einen Zentimeter in die größere Kanüle ein. Fixieren Sie die beiden Kanülen zusammen mit Cyanacrylatkleber, um einen Verschluss des Lumens zu vermeiden.Anschließend verbinden Sie das freie Ende der größeren Kanüle mit einem Luer-Stummeladapter, der auf einer mit Kochsalzlösung gefüllten Ein-Milliliter-Spritze montiert ist. Schärfen Sie die freie Spitze der kleineren Kanüle mit einer Schere, um das Einführen des Katheters in den Ast der Arteria mesentericus superior zu erleichtern. Überprüfen Sie die Durchgängigkeit der Kanüle, indem Sie sie mit Kochsalzlösung spülen.Rasieren Sie das Fell aus den chirurgischen Regionen der betäubten Ratte, einschließlich des Abdomens für den Ast der oberen Mesenterialarterie oder SMA-Kanüle und den Nacken für den Kanülenausgang. Reinigen Sie die Operationsbereiche aseptisch. Und legen Sie das Tier in eine Rückenlage, die die vier Gliedmaßen immobilisiert.Verwenden Sie eine Skalpellklinge, um die Bauchdecke mit einem geraden drei Zentimeter langen Schnitt an der Mittellinie der Meso-Magenregion durch alle Bauchebenen in das Peritoneum zu öffnen. Legen Sie mit Kochsalzlösung getränkte Gazen um den Laparotomieschnitt und verwenden Sie Nähte, um den chirurgischen Schnitt offen zu halten. Verwenden Sie Wattestäbchen, um den Dünndarm zu identifizieren und freizulegen, und extrahieren Sie das Mesenterium aus dem Laparotomieschnitt und legen Sie es nach unten auf die Gaze.Identifizieren Sie den SMA, indem Sie Pulsation fühlen. Trennen Sie mit Wattestäbchen das Mesenterialfett und decken Sie den SMA und zwei bis drei seiner proximalen Zweige auf. Wählen Sie einen proximalen Zweig der SMA, der groß genug ist, um die chirurgischen Manöver der Kanülierung zu ermöglichen.Binden Sie diesen Zweig drei bis vier Zentimeter stromabwärts von seinem Ursprung, um seine Ausdehnung zu ermöglichen, indem Sie die Nahtenden lang genug halten, um später manipuliert zu werden. Legen Sie eine starre Stütze unter den Ast der SMA und halten Sie die Extremität der kleineren Kanüle mit einer Pinzette fest und ziehen Sie dann mit der anderen Hand an den Nahtenden, um das Gefäß zu belasten und den Eintritt in den Katheter zu erleichtern. Halten Sie die Spitze der Kanüle in einem Winkel von 20 Grad von der Ebene des Gefäßes in die dem Blutfluss entgegengesetzte Richtung.Drücken Sie dann leicht auf die Spitze, um die Arterienwand zu durchdringen und die Kanüle einzuführen. Setzen Sie das Einführen der Kanüle für einen Zentimeter in den arteriellen Ast in der Nähe des Ursprungs aus der SMA fort. Befestigen Sie die Kanüle mit einem chirurgischen Knoten an der Arterie und überprüfen Sie ihre korrekte Funktion, indem Sie einen Milliliter sterile Kochsalzlösung spülen oder blutproben.Machen Sie einen ein Zentimeter langen Schnitt im hinteren Bereich des Halses und nehmen Sie eine kugelförmige Klappe auf. Führen Sie dann die Kanüle vom Laparotomiezugang zu der im Nacken platzierten Klappe durch das Unterhautgewebe und schließen Sie die distale Extremität der Kanüle mit einem Katheterstopfen, um einen Luftzustrom zu vermeiden. Ersetzen Sie das kleine Ventil in der Bauchhöhle und schließen Sie die Bauchdecke.Befestigen Sie dann das Ventil mit Stichen an der nächsten Haut. Kleiden Sie die Ratte mit einer Jacke an, um das Knopfventil zu schützen. Schützen Sie den freiliegenden Teil der Kanüle während der Infusion mit einem Stahlstab und befestigen Sie ihn am Ventil.Verbinden Sie die distale Extremität der Kanüle mit einer Elastomerpumpe, die mit 50 Millilitern steriler Kochsalzlösung gefüllt ist, und fahren Sie mit der Infusion für 24 Stunden fort. Nach der Infusion zerlegen Sie das äußere Infusionssystem des Tieres, indem Sie die Pumpe, den Mantel, den Stahlstab und das Ventil von der Ratte entfernen. Schließen und schneiden Sie die Kanüle aus dem Hals und lassen Sie die Extremität nach der Wundnaht unter der Haut des Halses.In dieser Studie wurden 15 Ratten diesem Verfahren unterzogen und die durchschnittliche tägliche Nahrungs- und Wasseraufnahme stieg nach drei Tagen progressiv bis zur Normalität an. Die Gewichtszunahme war ebenfalls regelmäßig und nahm bis zum Ende des Beobachtungszeitraums allmählich zu. Nach 24 Stunden gab es Salzrückstände in nur zwei Ballonpumpen, während die anderen 13 völlig leer waren.Darüber hinaus waren nach der Infusionsphase noch 12 Kanülen sowohl für die Blutentnahme als auch für die Salzinfusion funktionsfähig, während drei Kanülen nicht mehr patentiert waren. Bei der Nekropsie befanden sich 100% der Kanülen im SMA-Zweig. Und keine Ratten hatten Anzeichen von Darmischämie oder intraabdominalen Blutungen.Eine Angiographie wurde bei fünf Ratten durch Injektion von jodoniertem Kontrastmittel in die Mesenterialkanüle erhalten. Der mesenteriale arterielle Kreis, insbesondere die SMA und ihre Hauptäste, wurden beobachtet, ohne dass sich das Kontrastmittel im Abdomen ausbreitete, was bestätigte, dass die Kanüle gut platziert und am Ast der SMA befestigt war. Patent, eine sorgfältige Desolierung des Zweiges zur Kanülierung der Ligatur des Gefäßes stromabwärts, die die Naht unter dem Gefäß passiert und die Wahl der am besten geeigneten Position zum Punktieren und Einsetzen der Kanüle sind die wichtigsten Aspekte dieses Protokolls.Fehler sind nicht korrigierbar.

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Experimental Investigation of Secondary Flow Structures Downstream of a Model Type IV Stent Failure in a 180&#176; Curved Artery Test Section

Experimental Investigation of Secondary Flow Structures Downstream of a Model Type IV Stent Failure in a 180Ãƒâ€šÃ‚Â° Curved Artery Test Section

Experimentelle Untersuchung von Sekundärströmungsstrukturen hinter einem Modell Typ IV Stent Failure in einem 180 ° Curved Artery Test Sektion

The arterial network in the human vasculature comprises of ubiquitously present blood vessels with complex geometries (branches, curvatures and ...

Forschung

Biotechnik

Long-term Intravital Immunofluorescence Imaging of Tissue Matrix Components with Epifluorescence and Two-photon Microscopy

Langzeit-Intravitalimmunfluoreszenz-Imaging von Gewebematrix Bestandteile mit Epifluoreszenz und Zwei-Photonen-Mikroskopie

Besides being a physical scaffold to maintain tissue morphology, the extracellular matrix (ECM) is actively involved in regulating cell and tissue ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

Die Multi-Organ Chip - Ein Mikrofluidik-Plattform für langfristige Multi-Gewebe Cokultur

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Solid Lipid Nanoparticles (SLNs) for Intracellular Targeting Applications

Solid Lipid Nanoparticles SLNs for Intracellular Targeting Applications

Feste Lipidnanopartikel (SLN) für die intrazelluläre Targeting-Anwendungen

Nanoparticle-based delivery vehicles have shown great promise for intracellular targeting applications, providing a mechanism to specifically alter ...

Delivery of Proteins, Peptides or Cell-impermeable Small Molecules into Live Cells by Incubation with the Endosomolytic Reagent dfTAT

Lieferung von Proteinen, Peptiden oder Handy-undurchlässige kleine Moleküle in lebenden Zellen durch Inkubation mit dem endosomolytische Reagenz dfTAT

Macromolecular delivery strategies typically utilize the endocytic pathway as a route of cellular entry. However, endosomal entrapment severely limits the ...

A Rapid and Quantitative Fluorimetric Method for Protein-Targeting Small Molecule Drug Screening

Eine schnelle und quantitative fluorimetrische Verfahren zur Protein-Targeting kleines Molekül als Wirkstoff-Screening

We demonstrate a new drug screening method for determining the binding affinity of small drug molecules to a target protein by forming fluorescent gold ...

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Langfristige Live Imaging-Gerät für verbesserte experimentelle Manipulation von Zebrafischlarven

The zebrafish larva is an important model organism for both developmental biology and wound healing. Further, the zebrafish larva is a valuable system for ...

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Protokoll für MicroRNA Transfer an adulten Knochenmark gewonnenen Hämatopoetischen Stammzellen Zelle Engineering kombiniert mit magnetischen Ausrichtung ermöglichen

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Screening and Identification of Small Peptides Targeting Fibroblast Growth Factor Receptor2 using a Phage Display Peptide Library

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Automated Counterflow Centrifugal System for Small-Scale Cell Processing

Automatisiertes Gegenstromzentrifugalsystem für die Kleinzellverarbeitung

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