Name: development of a larval zebrafish infection model for clostridioides difficile
Uploaded: 2020-02-14T13:30:00
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Wir danken Timo Fritsch für die hervorragende Tierpflege. Wir danken den Mitgliedern der Labore Köster und Steinert für die Unterstützung und die hilfreichen Gespräche. Wir danken Dr. Dandan Han für die kritische Lektüre des Manuskripts. Wir danken der Finanzierung durch das Land Niedersachsen, Niedersächsisches Vorab (VWZN2889).

Alle hier beschriebenen Tierarbeiten wurden in Übereinstimmung mit den gesetzlichen Bestimmungen durchgeführt (EU-Richtlinie 2010/63, Lizenz AZ 325.1.53/56.1-TUBS und Lizenz AZ 33.9-42502-04-14/1418).
1. Herstellung von niedrigschmelzenden Agarose-, Gelplatten- und Mikroinjektions-/Mikrogavagenadeln
<ol><li>0,08 g niedrigschmelzende Agarose (Materialtabelle, Agarose A2576) in 10 ml von 30% Danieau-Medium (0,12 mM MgSO4, 0,18 mM Ca [NO3]2), ...

<ol>
	<li>Rupnik, M., Wilcox, M. H., Gerding, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clostridium+difficile+infection:+new+developments+in+epidemiology+and+pathogenesis.">Clostridium difficile infection: new developments in epidemiology and pathogenesis.</a> Nature Reviews Microbiology. 7, 526-536 (2009).</li><li>Yang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+protection+against+Clostridium+difficile+infection+by+the+monoclonal+antitoxin+antibodies+actoxumab+and+bezlotoxumab.">Mechanisms of protection against Clostridium difficile infection by the monoclonal antitoxin antibodies actoxumab and bezlotoxumab.</a> Infection and Immunity. 83, 822-831 (2015).</li><li>Kelly, C. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colonizing+the+Embryonic+Zebrafish+Gut+with+Anaerobic+Bacteria+Derived+from+the+Human+Gastrointestinal+Tract.">Colonizing the Embryonic Zebrafish Gut with Anaerobic Bacteria Derived from the Human Gastrointestinal Tract.</a> Zebrafish. 10, 194-198 (2013).</li><li>Bloemberg, G. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+static+immersion+and+intravenous+injection+systems+for+exposure+of+zebrafish+embryos+to+the+natural+pathogen+Edwardsiella+tarda.">Comparison of static immersion and intravenous injection systems for exposure of zebrafish embryos to the natural pathogen Edwardsiella tarda.</a> BMC Immunology. 12, 58 (2011).</li><li>D&#237;az-Pascual, F., Ort&#237;z-Sever&#237;n, J., Varas, M. A., Allende, M. L., Ch&#225;vez, F. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+host-pathogen+interaction+as+revealed+by+global+proteomic+profiling+of+zebrafish+larvae.">In vivo host-pathogen interaction as revealed by global proteomic profiling of zebrafish larvae.</a> Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 1-11 (2017).</li><li>Valenzuela, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+the+capacity+of+human+gut+microorganisms+to+colonize+the+zebrafish+larvae+(Danio+rerio).">Evaluating the capacity of human gut microorganisms to colonize the zebrafish larvae (Danio rerio).</a> Frontiers in Microbiology. 9, (2018).</li></ol>

Die vorgestellten Methoden modifizieren und erweitern einen bestehenden Ansatz zur Infektion von Zebrafischlarven durch Injektion und Mikrogavage10,14. Es zeigt auch einen Ansatz zur Untersuchung anaerobe Krankheitserreger mit Zebrafischlarven22. Darüber hinaus erleichtert das Protokoll die Analyse angeborener Immunzellreaktionen in vivo nach CDI und nach Deronisation von C. difficile bei Zebrafischen. Die Methode ist reproduzier...

C. difficile ist ein grampositiver, sporenbildender, anaerobeundischer und toxinproduzierender Bacillus, der die Hauptursache für schwere Infektionen im Magen-Darm-Traktist 1. Typische Symptome von CDI sind Durchfall, Bauchschmerzen und tödliche pseudomembranöse Kolitis, und es kann manchmal zum Tod führen1,2. Es gibt Beweise dafür, dass Immunantworten des Wirts eine entscheidende Rolle sowohl für das Fortschreiten als auch für das Ergebnis dieser Krankheit spielen3. Neben der Immunantwort ist die einheimische Darmmikrobiota entscheidend für den Beginn und die Pathogenese von CDI4. In den letzten zehn Jahren haben sowohl die Zahl der Fälle als auch die Sterblichkeitsrate von CDI aufgrund der Entstehung eines hypervirulenten Stammes von C. difficile (BI/NAP1/027)5,6signifikant zugenommen. Ein besseres Verständnis der zugrunde liegenden Immunmechanismen und der Rolle der Mikrobiota während der CDI wird zu neuen therapeutischen Entwicklungen und Fortschritten führen und eine bessere Bekämpfung dieser Epidemie ermöglichen.
Mehrere Tiermodelle, wie Hamster und Maus, wurden entwickelt, um Einblicke in die Immunabwehr gegen C. difficile7,8zu geben. Die Rolle angeborener Immunzellen ist jedoch noch immer wenig verstanden, zumal das angeborene Verhalten von Immunzellen hauptsächlich aus histologischer Analyse oder kultivierten Zellen in vitro abgeleitet wird. Daher wird die Einrichtung eines transparenten Zebrafischmodells, um die angeborene Immunantwort auf C. difficile innerhalb eines lebenden Wirbeltierorganismus zu enthüllen, solche Studien erleichtern. Zebrafischlarven haben ein funktionelles angeborenes Immunsystem, aber ihnen fehlt das adaptive Immunsystem bis 4-6 Wochen nach der Befruchtung9. Diese einzigartige Eigenschaft macht Zebrafischlarven zu einem ausgezeichneten Modell, um die isolierte Reaktion und Funktion angeborener Immunzellen in CDI zu untersuchen.
Dieser Bericht beschreibt neue Methoden mit Zebrafischlarven, um die Wechselwirkungen zwischen C. difficile und angeborenen Immunzellen, wie Makrophagen und Neutrophilen, zu untersuchen. Zunächst wird ein lokalisiertes Mikroinjektionsprotokoll vorgestellt, das C. difficile Inoculum und Färbung enthält. Mit in vivo konfokale Zeitraffer-Bildgebung wird die Reaktion von Neutrophilen und Makrophagen auf die Infektionsstelle aufgezeichnet, und die Phagozytose von Bakterien durch Neutrophile und Makrophagen wird beobachtet. Es wurde jedoch berichtet, dass die Injektion selbst Gewebeschäden verursacht und zur Rekrutierung von Leukozyten unabhängig von den Bakterienführt 10. Daher wird anschließend ein nichtinvasives Mikrogavage-Protokoll beschrieben, um C. difficile in den Darm von Zebrafischlarven zu liefern. Frühere Studien haben gezeigt, dass einheimische gastrointestinale Mikrobiota einen Wirt vor der Kolonisierung von C. difficile11schützen. Daher werden gnotobiotische Zebrafischlarven auch verwendet, um die Zebrafische, die infiziert sind, zu prädisponieren 12. Danach wird die Darmsektion durchgeführt, um lebensfähige C. difficile zu erholen und die Dauer ihrer Anwesenheit in Zebrafisch-Darmtrakten zu validieren.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Agarose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A2576</td>
			<td>Ultra-low gelling agarose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agarose low-melting (LM)</td>
			<td>Pronadisa</td>
			<td>8050</td>
			<td>It is used in agarose plates</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BacLight Red Bacterial Stain</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>B35001</td>
			<td>Fluorescent dye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brain-Heart-Infusion Broth</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>X916.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brass (wild-type)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>deficient in melanin synthesis, used to generate stable transgenic lines</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium nitrate (Ca(NO3)2)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C1396</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Capillary Glass</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>30-0019</td>
			<td>Injection needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clostridioides difficile</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>R20291,, a ribotype 027 strain, TcdA+/TcdB+/CDT+ production</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>A994</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FIJI</td>
			<td>open-source platform</td>
			<td></td>
			<td>Image processing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>6763</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horizontal needle puller</td>
			<td>Sutter instrument Inc</td>
			<td>P-87</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-cysteine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>168149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica Application Suite X (LAS X)</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td>Image processing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate (MgSO4)</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>P026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro injector</td>
			<td>eppendorf</td>
			<td>5253000017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microinjection molds</td>
			<td>Adaptive Science Tools</td>
			<td>TU1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica SP8 confocal microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phenol Red</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P0290</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride (KCl)</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>5346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride (NaCl)</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>9265</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Taurocholate</td>
			<td>Carl Roth GmbH</td>
			<td>8149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tg(lyZ: KalTA4)bz17/Tg(4xUAS-E1b:EGFP)hzm3</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>stable transgenic line in which in which the lyZ promoters drive the expression of EGFP fluorescent protein in neutrophils</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tg(mpeg1.1: KalTA4)bz16/Tg(4xUAS-E1b:EGFP)hzm3</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>stable transgenic line in which in which the mpeg1.1 drive the expression of EGFP fluorescent protein in macrophages</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tricaine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Yeast extract</td>
			<td>BD Bacto</td>
			<td>212750</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

development of a larval zebrafish infection model for clostridioides difficile

Clostridioides difficile Infektion (CDI) gilt als eine der häufigsten Gesundheits-assoziierten Magen-Darm-Infektionen in den Vereinigten Staaten. Die angeborene Immunantwort gegen C. difficile wurde beschrieben, aber die genauen Rollen von Neutrophilen und Makrophagen in CDI sind weniger verstanden. In der aktuellen Studie werden Danio rerio (Zebrafisch) Larven verwendet, um ein C. difficile Infektionsmodell für die Abbildung des Verhaltens und der Zusammenarbeit dieser angeborenen Immunzellen in vivo zu etablieren. Zur Überwachung von C. difficilewurde ein Etikettierungsprotokoll mit einem Fluoreszenzfarbstoff eingerichtet. Eine lokalisierte Infektion wird durch Mikroinjektion mit der Bezeichnung C. difficile erreicht, die aktiv im Darmtrakt des Zebrafisches wächst und die Darmepithelschäden bei CDI imitiert. Dieses direkte Infektionsprotokoll ist jedoch invasiv und verursacht mikroskopische Wunden, die experimentelle Ergebnisse beeinflussen können. Daher wird hier ein nichtinvasiveres Mikrogavage-Protokoll beschrieben. Die Methode beinhaltet die Abgabe von C. difficile Zellen direkt in den Darm von Zebrafischlarven durch Intubation durch den offenen Mund. Diese Infektionsmethode imitiert eng den natürlichen Infektionsweg von C. difficile.

C. difficile ist streng anaerobe, aber das Chromophor von fluoreszierenden Proteinen erfordert in der Regel Sauerstoff zu reifen. Um dieses Problem zu überwinden, wurde ein fluoreszierender Farbstoff verwendet, um lebende C. difficile Zellen zu färben, die aktiv wuchsen (R20291, ein Ribotyp 027 Stamm; Abbildung 1A). Mit dem Gal4/UAS-System wurden stabile transgene Zebrafischlinien für die Live-Bildgebung erzeugt, bei denen die mpeg1.1- oder ...

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Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Präsentiert hier ist eine sichere und effektive Methode, um Zebrafischlarven mit fluoreszierend markierten anaeroben C. difficile durch Mikroinjektion und nichtinvasive Mikrogavage zu infizieren.

Entwicklung eines Larval Zebrafish Infection Model für Clostridioides difficile

Clostridioides difficile infection (CDI) is considered to be one of the most common healthcare-associated gastrointestinal infections in the United ...

Diese Methode kann die Schlüsselfrage über die Rolle des angeborenen Immunsystems bei der Clostridium-Infektion beantworten, wie ob und wie Makrophagen diesen Erreger erkennen oder phagozytose. Der Hauptvorteil dieser Methode ist, dass es auf viele verschiedene anaerobe Bakterien angewendet werden kann, dass die Infektionszeit manipuliert werden kann, und dass die orale Verabreichung die normale menschliche Infektion viel näher darstellt. Nach der Kultivierung einen Milliliter der Kultur in eine Spektralphotometer-Küvette übertragen und den OD600 messen.Übertragen Sie die benötigte Menge in ein frisches 1,5-Milliliter-Rohr, um eine endgültige OD von ein bis 1,2 in einem Milliliter Endvolumen zu erreichen. Einmal mit einem Milliliter 1X PBS waschen und Zentrifuge bei 5.000 mal g drei Minuten bei Raumtemperatur waschen. In einem Milliliter 1X PBS resuspendieren.Fügen Sie drei Mikroliter Arbeitslösung des vorbereiteten Fluoreszenzfarbstoffs in die einMilliliter bakterielle Suspension ein. Inkubieren Sie die Probe für 15 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln. Danach waschen Sie die gefärbten Clostridioides difficile einmal mit 1X PBS, um Restfarbstoff zu entfernen, und resuspendieren In einem Milliliter 1X PBS, um eine OD600 von 1,0 zu erreichen.Zuerst legen Sie einen Tropfen von 0,8% niedrigschmelzende Agarose auf die Zebrafischlarven in einer Petrischale zu decken. Stellen Sie die Larven vorsichtig auf eine seitliche Position ein. Legen Sie die Petrischale 30 bis 60 Sekunden auf Eis, damit sich die schmelzende Agarose erstarren lässt.Fügen Sie 30%Danieaus Medium mit 0,02% bis 0,04%Tricain e,- um die Agarose abzudecken. Zur Herstellung der Injektionslösung einen Mikroliter 0,5% Phenolrot in PBS-Lösung in neun Mikroliter des gefärbten Clostridioides difficile inoculum geben. Laden Sie eine kalibrierte Mikroinjektionsnadel mit der Injektionslösung mit einem Microloader.Montieren Sie die geladene Nadel in einen Mikromanipulator und positionieren Sie sie unter einem Stereomikroskop. Stellen Sie den Einspritzdruck zwischen 600 und 900 Hektopascal ein. Stellen Sie die Injektionszeit auf 0,1 bis 0,3 Sekunden ein, um 0,5 bis 1,0 Nanoliter zu erhalten.Stellen Sie die Nadel im Mikromanipulator in einem Winkel von etwa 45 Grad ein und zeigen Sie auf die eingebetteten Larven. Legen Sie die Nadelspitze über den Magen-Darm-Trakt, in der Nähe der Urogenitalpore. Durchbohren Sie die Agarose, dann den Muskel mit der Nadelspitze.Dann setzen Sie es in das Darmlumen, und injizieren 0,5 bis 1,0 Nanoliter Clostridioides difficile. Verwenden Sie ein Fluoreszenzmikroskop, um die injizierten Larven zu überwachen, und verwenden Sie eine flexible Microloader-Spitze, um die richtig injizierten Larven für die konfokale Bildgebung aufzunehmen. In einer 1,5%agarose Platte mit Rillen, legen Sie einen Tropfen von 0,8%niedrigschmelzende Agarose auf die Zebrafischlarven zu decken.Stellen Sie die Larven vorsichtig mit Köpfen an, die aufrecht in 45-Grad-Winkeln in der Nut und Schwänze an der Wand der Nut. Betätigen Sie die Nadel vorsichtig durch die Agarose, dann in den Mund von Zebrafischlarven, durch die Speiseröhre. Sobald sich die Spitze der Nadel in der vorderen Darmkugel befindet, drücken Sie das Injektionspedal, um 0,5 bis ein Nanoliter Bakterienkultur freizusetzen.Füllen Sie das Lumen des Darms. Lassen Sie es nicht von der Speiseröhre oder Kloake überlaufen. Ziehen Sie die Nadel vorsichtig aus dem Mund des Zebrafisches.Nach dem Gavage die infizierten Zebrafischlarven mit einer flexiblen Mikroladerspitze aus der Agarose retten, indem Sie zuerst die Agarose wegschneiden und dann die Larven anheben. Diese Larven in steriles 30%Danieaus Medium übertragen und zweimal ausspülen. Nach der Anästhesisierung der Zebrafischlarven 200 bis 300 Mikroliter 1%niedrigschmelzender Agarose hinzufügen, um die anästhesierten Larven zu bedecken.Den infizierten Bereich der Larven so nah wie möglich gegen eine Glasrutsche stellen. Lassen Sie die Agarose 30 bis 60 Sekunden auf Eis erstarren. Tauchen Sie die Agarose in 30%Danieaus Medium mit 0,02% bis 0,04%Tricain.Fahren Sie fort, die Larven mit einem konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop abzubilden. Nach der Einschlässe der infizierten Zebrafischlarven, legen Sie eine Nadel in den dorsalen Stamm der Zebrafischlarven in der Nähe des Kopfes, um den Zebrafisch zu immobilisieren. Entfernen Sie den Kopf hinter den Kiemen mit einer Lanze.Setzen Sie eine zweite Nadel in die Mitte des Rückenstamms ein. Legen Sie eine dritte Nadel in den Bauch des Zebrafisches, und ziehen Sie den Darm aus der Körperhöhle. Verwenden Sie eine Mikroinjektionsnadel, um 10 bis 15 Darme in eine 1,5-Milliliter-Röhre mit 200 Mikroliter sterilen 1X PBS zu übertragen.Homogenisieren Sie den Darm mit einem Stößel, um das Gewebe zu stören und Homogenate vorzubereiten. Stellen Sie sicher, dass der Stößel den Boden des Rohres erreicht, um alle Eingeweide vollständig zu stören. In die Homogenate fügen Sie Clostridioides difficile Aufzuchtmedium mit D-Cycloserin und Cefoxitin, mit oder ohne Taurochoat, und in einer anaeroben Kammer brüten.In dieser Studie, sowohl Neutrophile und Makrophagen erreichen die Infektionsstellen. Das Beispiel eines aktivierten Makrophagenphagozytisierens von zwei Bakterien zeigt die Reinigung durch Phagozytose und Die Verdauung der markierten Clostridioides difficile. Die Mikrogavage, um fluoreszenzmarkierte Clostridioides zu liefern, difficile in das Darmlumen von Makrophagen und neutrophilen Reporterlinien an fünf Tagen nach der Befruchtung imitiert den natürlichen Weg der Clostridioides difficile Infektion.Neutrophile und Makrophagen zeigten jedoch bis zu 12 Stunden nach der Mikrogavage keine offensichtliche Migration in den Magen-Darm-Trakt. In der Zwischenzeit verschwand die Fluoreszenz der markierten Clostridioides difficile nach etwa fünf Stunden nach der Mikrogavage. Darmproben 24 Stunden nach der Infektion wurden seziert und zeigten bakterielles Wachstum.In der Kontrollgruppe wuchsen keine Bakterien. Zu späteren Zeitpunkten wuchsen inkubierte Proben nur in dem Medium, das TCA enthielt, was darauf hindeutet, dass die Gesamt-Clostridioides-Difficile im Darm Sporen gebildet hatten. 16S rDNA PCR identifizierte das angebaute Bakterium als Clostridioides difficile, die spezifische PCR-Amplicons von vorhersehbarer Größe um 800 Basenpaare produzieren.Bakterienkulturen, die auf eine CHROMID-Platte angebaut wurden, erschienen als typische schwarze Kolonien, was weiter darauf hindeutete, dass Bakterien aus dem Zebrafischdarm Clostridioides difficile waren. Die Arbeit mit anaeroben Bakterien erfordert, dass die aeroben Schritte kurz gehalten werden, weil dies natürlich die Biologie der Bakterien beeinflusst. Angeborene Immunzellen in Zebrafischen können manipuliert werden.Zum Beispiel können sie den Mechanismus der angeborenen Immunzellreaktionen auf die Infektion entschlüsseln. Unsere Methode zeigte, dass Zebrafische ein Werkzeug sein können, um anaerobe Krankheitserreger aus dem menschlichen Darm zu untersuchen. Die Arbeit mit multiresistenten Krankheitserregern erfordert, dass geeignete Sicherheitsmaßnahmen getroffen werden.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Development of a Larval Zebrafish Infection Model for Clostridioides difficile

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

Imaging subzellulärer Strukturen in der Living Zebrafischembryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing In Vivo Cell Migration using Cell Transplantations and Time-lapse Imaging in Zebrafish Embryos

Analyzing<em&gt; In Vivo</em&gt; Zellmigration unter Verwendung von Zelltransplantationen und Zeitraffer-Imaging in Zebrafischembryonen

Cell migration is key to many physiological and pathological conditions, including cancer metastasis. The cellular and molecular bases of cell migration ...

Analysis of Zebrafish Kidney Development with Time-lapse Imaging Using a Dissecting Microscope Equipped for Optical Sectioning

Analyse von Zebrabärbling Nierenentwicklung mit Zeitraffer-Imaging einem Binokular Mit Ausgerüstet für Optische Schnitte

In order to understand organogenesis, the spatial and temporal alterations that occur during development of tissues need to be recorded. The method ...

Using Light Sheet Fluorescence Microscopy to Image Zebrafish Eye Development

Mit Lichtblatt Fluoreszenzmikroskopie Bild Zebrabärbling Augenentwicklung

Light sheet fluorescence microscopy (LSFM) is gaining more and more popularity as a method to image embryonic development. The main advantages of LSFM ...

Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration

Entwicklung einer fibrotischen Leber Modell in Zebrabärbling Ethanol-induzierte zur Untersuchung Progenitor-vermittelte Zell Hepatozyten-Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading ...

A Versatile Mounting Method for Long Term Imaging of Zebrafish Development

Eine vielseitige Montagemethode für Langzeit Imaging von Zebrabärblingentwicklung

Zebrafish embryos offer an ideal experimental system to study complex morphogenetic processes due to their ease of accessibility and optical transparency. ...

Dissection of Larval Zebrafish Gonadal Tissue

Dissection von Larval Zebrabärbling Gonadal Tissue

Although wild zebrafish possess a ZZ/ZW sex-determination system, domesticated zebrafish have lost the sex chromosome. They utilize a polygenic sex ...

Induction of Hypoxia in Living Frog and Zebrafish Embryos

Induktion von Hypoxie im lebenden Frosch und Zebrafisch Embryonen

Here, we introduce a novel system for hypoxia induction, which we developed to study the effects of hypoxia in aquatic organisms such as frog and ...

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Establishment of Larval Zebrafish as an Animal Model to Investigate Trypanosoma cruzi Motility In Vivo

Gründung der Larven Zebrafisch als Tier-Modell zu untersuchen Trypanosomen Trypanosoma Motilität In Vivo

Chagas disease is a parasitic infection caused by Trypanosoma cruzi, whose motility is not only important for localization, but also for cellular binding ...

Electroretinogram Recording in Larval Zebrafish using A Novel Cone-Shaped Sponge-tip Electrode

Elektroretinogramm Aufnahme im Larvenstadium Zebrafisch mit A Roman kegelförmigen Schwamm-Tip Elektrode

The zebrafish (Danio rerio) is commonly used as a vertebrate model in developmental studies and is particularly suitable for visual neuroscience. For ...