Name: brain death induction in mice using intra-arterial blood pressure monitoring and ventilation via tracheostomy
Uploaded: 2020-04-17T14:00:00
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Des expériences sur les animaux ont été réalisées conformément aux Principes de soins aux animaux de laboratoire formulés par la National Society for Medical Research et le Guide for the Care and Use of Laboratory Animals préparés par l’Académie nationale des sciences et publiés par les National Institutes of Health (NiH Publication no 86-23, révisé en 1985). Toutes les expériences ont été approuvées par le Ministère autrichien de l’éducation, de la science et de la culture (BMWF-66.011/0071-II/3b/...

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	<li>Hart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=OPTN/SRTR+2017+Annual+Data+Report:+Kidney.">OPTN/SRTR 2017 Annual Data Report: Kidney.</a> American Journal of Transplantation. 19 (Suppl 2), 19 (2019).</li><li>The Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Practice+parameters+for+determining+brain+death+in+adults+(summary+statement).">Practice parameters for determining brain death in adults (summary statement).</a> Neurology. 45 (5), 1012-1014 (1995).</li><li>Terasaki, P. I., Cecka, J. M., Gjertson, D. W., Takemoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+survival+rates+of+kidney+transplants+from+spousal+and+living+unrelated+donors.">High survival rates of kidney transplants from spousal and living unrelated donors.</a> New England Journal Medicine. 333 (6), 333-336 (1995).</li><li>Pratschke, J., Neuhaus, P., Tullius, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+can+be+learned+from+brain-death+models?.">What can be learned from brain-death models?.</a> Transplant International. 18 (1), 15-21 (2005).</li><li>Wilhelm, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+the+heart+by+donor+brain+death+accelerates+acute+rejection+after+transplantation.">Activation of the heart by donor brain death accelerates acute rejection after transplantation.</a> Circulation. 102 (19), 2426-2433 (2000).</li><li>Pomper, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introducing+a+mouse+model+of+brain+death.">Introducing a mouse model of brain death.</a> Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 70-74 (2010).</li><li>Ritschl, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+brain+death+leads+to+differential+immune+activation+in+solid+organs+but+does+not+accelerate+ischaemia-reperfusion+injury.">Donor brain death leads to differential immune activation in solid organs but does not accelerate ischaemia-reperfusion injury.</a> Journal of Pathology. 239 (1), 84-96 (2016).</li><li>Atkinson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+brain+death+exacerbates+complement-dependent+ischemia/reperfusion+injury+in+transplanted+hearts.">Donor brain death exacerbates complement-dependent ischemia/reperfusion injury in transplanted hearts.</a> Circulation. 127 (12), 1290-1299 (2013).</li><li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Treatment+with+tetrahydrobiopterin+overcomes+brain+death-associated+injury+in+a+murine+model+of+pancreas+transplantation.">Treatment with tetrahydrobiopterin overcomes brain death-associated injury in a murine model of pancreas transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 15 (11), 2865-2876 (2015).</li><li>Floerchinger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inflammatory+immune+responses+in+a+reproducible+mouse+brain+death+model.">Inflammatory immune responses in a reproducible mouse brain death model.</a> Transplant Immunology. 27 (1), 25-29 (2012).</li><li>Steen, P. A., Milde, J. H., Michenfelder, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=No+barbiturate+protection+in+a+dog+model+of+complete+cerebral+ischemia.">No barbiturate protection in a dog model of complete cerebral ischemia.</a> Annals of Neurology. 5 (4), 343-349 (1979).</li><li>Cooper, D. K., Novitzky, D., Wicomb, W. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pathophysiological+effects+of+brain+death+on+potential+donor+organs,+with+particular+reference+to+the+heart.">The pathophysiological effects of brain death on potential donor organs, with particular reference to the heart.</a> Annals of the Royal College of Surgeons of England. 71 (4), 261-266 (1989).</li><li>Herijgers, P., Leunens, V., Tjandra-Maga, T. B., Mubagwa, K., Flameng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+organ+perfusion+after+brain+death+in+the+rat+and+its+relation+to+circulating+catecholamines.">Changes in organ perfusion after brain death in the rat and its relation to circulating catecholamines.</a> Transplantation. 62 (3), 330-335 (1996).</li></ol>

BD, un facteur de risque pour la qualité d’allogreffe chez les donneurs multi-organes, implique une pléthore de changements pathophysiologiques, qui ne peuvent être suffisamment évalués qu’à l’aide de modèles in vivo. Les changements hémodynamiques, la tempête de cytokine, les changements hormonaux et leur impact ultime sur la qualité et la survie de greffe d’organe ne peuvent pas être analysés in vitro4. La majorité de la transplantation de base ainsi que la recherche immunol...

La transplantation est actuellement le seul traitement curatif pour l’échec d’organe de phase finale. Jusqu’à présent, les patients atteints de décès du cerveau (BD) ont été la principale source de dons d’organes, bien que le don et le don vivant après la mort circulatoire soient des alternatives précieuses1. BD est défini par un coma irréversible (avec une cause connue), l’absence de réflexes de tige de cerveau et l’apnée2. Malheureusement, les organes de BD démontrent des résultats inférieurs dans la survie à long terme de greffe indépendamment de l’antigène leucocyte humain (HLA)-décalage et temps ischémique froid3. Pendant ce temps, des recherches intensives sur ce facteur de risque antigène-indépendant ont été effectuées ayant pour résultat trois aspects principaux des changements pathophysiologiques négociés à la suite de BD: hémodynamique, hormonale, et inflammatoire4.
À ce jour, des modèles expérimentaux de BD chez les rongeurs ont été principalement exécutés à l’aide de rats. Afin d’obtenir une meilleure compréhension des conséquences immunologiques sur les organes solides suivant BD, nous avons cherché à établir un modèle murin de BD, car actuellement seuls les modèles de souris permettent des études complètes sur les facteurs génétiques ou immunologiques. Dans ce contexte, le système de souris fournit une plus grande variété d’outils analytiques.
Le principe de l’induction BD tel que décrit ici est basé sur une augmentation de la pression intracrânienne induite par l’inflation d’un cathéter ballon inséré sous le crâne. Une pression intracrânienne accrue imite le mécanisme physiologique de la BD en bloquant la perfusion du crérebrum, du cervelet et du tronc cérébral5,,6. Pour garantir une perfusion suffisante des organes périphériques, la mesure de la pression artérielle est obligatoire pendant la procédure. Le cathéter utilisé à cette fin sert en même temps à l’administration saline afin de stabiliser la pression artérielle par substitution de liquide. Comme BD est accompagné d’arrêt de la respiration spontanée, une ventilation suffisante doit être assurée. Une couverture électrique maintient la température corporelle physiologique du noyau.
En résumé, ce modèle permettra des études approfondies sur l’influence des dommages induits par le BD, sur la migration de leucocyte7, l’activation de compliment8, la blessure de réperfusion ischémique9, et d’autres facteurs.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Arterial catheter (BD Neoflon 26G)</td>
			<td>BD</td>
			<td>391349</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Pressure Transducers (APT300)</td>
			<td>Harvard Apparatus Inc.</td>
			<td>73-3862</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fogarty Arterial Embolectomy Catheter N&#176; 3</td>
			<td>Edwards Lifesciences Corporation</td>
			<td>120403F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11271-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket Systems with Flexible Probe</td>
			<td>Harvard Apparatus Inc.</td>
			<td>55-7020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketansol</td>
			<td>Graeub</td>
			<td>6680110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro scissor</td>
			<td>FST</td>
			<td>15018-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle holder</td>
			<td>FST</td>
			<td>12060-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolene 5-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8698H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pump 11 Elite Infusion Only Single</td>
			<td>Harvard Apparatus Inc.</td>
			<td>70-4500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissor</td>
			<td>FST</td>
			<td>14075-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotactic microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transpore Tape</td>
			<td>3M</td>
			<td>1527-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Underpads</td>
			<td>Molinea.A</td>
			<td>274301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator for mice (MiniVent Model 845)</td>
			<td>Harvard Apparatus Inc.</td>
			<td>73-0043</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylasol</td>
			<td>Graeub</td>
			<td>7630109</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

brain death induction in mice using intra-arterial blood pressure monitoring and ventilation via tracheostomy

Bien que le don vivant et le don après la mort circulatoire offrent d’autres possibilités de transplantation d’organes, le don après la mort cérébrale du donneur (BD) représente toujours la principale source de transplantations solides. Malheureusement, la perte irréversible de la fonction cérébrale est connue pour induire de multiples changements pathophysiologiques, y compris les modifications hémodynamiques ainsi que hormonales, conduisant finalement à une réponse inflammatoire systémique. Les modèles qui permettent une étude systématique de ces effets in vivo sont rares. Nous présentons un modèle murin d’induction de BD, qui pourrait aider à enquêter sur les effets dévastateurs de BD sur la qualité d’allogreffe. Après la mise en œuvre de la mesure de la pression artérielle intra-artérielle par l’intermédiaire de l’artère carotide commune et de la ventilation fiable par l’intermédiaire d’une trachéotomie, BD est induite par une augmentation constante de la pression intracrânienne à l’aide d’un cathéter ballon. Quatre heures après l’induction de BD, les organes peuvent être récoltés pour l’analyse ou pour d’autres procédures de transplantation. Notre stratégie permet l’analyse complète de la BD du donneur dans un modèle murin, permettant ainsi une compréhension approfondie des effets liés à la BD dans la transplantation d’organes solides et ouvrant potentiellement la voie à un préconditionnement optimisé des organes.

Le modèle murine BD a été réalisé avec succès plus de 100 fois avec un taux de réussite de plus de 90%. En outre, la transplantation d’organes post-interventionnels du cœur et du rein a été exécutée en toute sécurité7.
BD induit une variété de changements pathophysiologiques qui peuvent être étudiés plus en plus loin en utilisant ce modèle. Comme le montre la fig...

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Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

Nous présentons un modèle murin d’induction de mort de cerveau afin d’évaluer l’influence de ses effets pathophysiologiques sur des organes aussi bien que sur des greffes consécutives dans le contexte de la transplantation d’organe solide.

Induction de mort cérébrale chez les souris utilisant la surveillance et la ventilation intra-artérielles de tension artérielle par trachéostomie

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Bien que le don après la mort cérébrale du donneur soit la principale source de transplantation d’organes solides, la perte irréversible de la fonction cérébrale induit des changements pathophysiologiques qui mènent à une réponse inflammatoire systémique. Ce modèle murin d’induction cerveau-mort permet l’utilisation d’une grande variété d’outils analytiques et de modèles knock-out pour étudier les voies de régulation cerveau-mort. Pour le cathétérisme artélial après avoir confirmé un manque de réponse au réflexe de pédale et en enlevant les poils abdominaux supérieurs, désinfectez la peau exposée avec 70% d’éthanol et utilisez des ciseaux disséquants pour faire une incision de midline dans la peau.À l’aide de forceps, émoussé disséquer les glandes submandibulaires et le tissu musculaire du cou et séparer les tissus pour exposer l’artère carotide commune. Placez trois 8-0 ligatures de soie sous l’artère carotide commune droite et placez une pince sur la ligature proximale. Apportez la tension dans l’artère de sorte que le flux soit suspendu et fermez la ligature la plus distale.Insérez un cathéter artéial de calibre 26 à travers un petit trou de peau préformé sur l’aspect crânien de l’incision. Presser le cathéter avec les forceps si le lumen est trop grand pour réduire le flux arrière et fixer le cathéter avec les trois sutures, puis utiliser un seul monofilament 5-0 nonabsorbable pour fixer le cathéter à la peau près du trou préformé de la peau. Pour effectuer une trachéostomie, utilisez des forceps pour émousser la musculature prétracheal et placez deux 8-0 ligatures de soie sous la trachée.Insérez le tube de ventilation entre deux cartilages trachéaux pour éviter une ventilation unilatérale et fixer le tube avec les deux ligatures préparées, puis fermez la peau avec une suture de fonctionnement nonabsorbable monofilament 6-0 et ventilez la souris avec une fréquence de 150 par minute et un volume de marée de 200 microlitres. Pour induire la mort cérébrale chez l’animal expérimental, arrangez la souris à la position couchée et, tenant la peau avec des forceps, utilisez des ciseaux chirurgicaux pour enlever la peau du crâne. Percer un trou de forage d’un millimètre au-dessus du cortex pariétal gauche et utiliser des forceps contondants pour pénétrer le pont tissulaire final du crâne.Après avoir enlevé les bords tranchants, insérez un cathéter ballon prérefaité avec de la solution saline avec tout l’air évacué. Lorsque le cathéter se trouve entièrement dans la cavité crânienne, utilisez une pompe à seringues pour commencer à gonfler le cathéter à environ 0,1 millimètre par minute sur une période de 10 à 15 minutes. Lorsque la mort cérébrale survient, arrêter l’inflation du cathéter ballon et placer une couverture chauffante sur la souris pour éviter l’hypothermie.Après la mort cérébrale a été confirmée, surveiller et documenter la pression artérielle régulièrement, infusant 100 microlitres de solution saline toutes les 30 minutes pour stabiliser la pression artérielle de l’animal. Après quatre heures de mort cérébrale, exclure tout animal sans battre les cœurs et récolter les organes de la souris et les tissus d’intérêt selon les protocoles standard. Après l’induction de cerveau-mort, la tension artérielle montre un pic hypertensif initial suivi d’une phase hypotensive prolongée.Une autre observation bien établie est que l’induction de cerveau-mort mène à l’activation du système immunitaire. En effet, après quatre heures de mort cérébrale dans ce modèle, une upregulation spécifique aux organes des marqueurs immunitaires est observée au niveau de l’ARNm. Après une période prédéfinie de mort cérébrale, les organes peuvent être récoltés pour leur analyse directe ou pour la transplantation ultérieure d’organes.Ce modèle permettra des études approfondies sur l’influence des lésions induites par la mort cérébrale et a déjà révélé de nouvelles perspectives sur l’activation complète et la migration des leucocytes.

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