Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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लेखक लूसिया रोसास, लॉरेन डूलिटिल, लिसा जोसेफ और लिंडसे फर्गगुसन को उनकी तकनीकी सहायता और विश्वविद्यालय प्रयोगशाला पशु संसाधनों को उनके पशु देखभाल समर्थन के लिए धन्यवाद देते हैं । यह काम एनआईएच T35OD010977 और R01-HL102469 द्वारा वित्त पोषित है।

यहां वर्णित सभी पशु गतिविधियों को ओहियो स्टेट यूनिवर्सिटी की इंस्टीट्यूशनल एनिमल केयर एंड यूज कमेटी (आईएसयूसी) ने मंजूरी दी है और उन्हें AAALAC-मान्यता प्राप्त सुविधाओं में संचालित किया गया था ।
<p class="jove_titl...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

ट्रांसक्यूटेनेस श्वास विज़ुअलाइज़ेशन तकनीक का उपयोग करके इंटुबीशन मानक त्वचा चीरा विधि के लिए एक परिष्कृत दृष्टिकोण प्रदान करता है। कई प्रमुख चरणों पर विशेष ध्यान देने के साथ, इंटुबेशन आसानी से और ज...

प्रयोगशाला माउस मानव श्वसन रोग के लिए एक आम पशु मॉडल है। इस प्रकार, उपचार और श्वसन यांत्रिकी की माप दोनों के उद्देश्य से माउस इंट्यूबेशन के लिए कई प्रकाशित तरीके हैं। वर्णित अधिकांश प्रक्रियाओं में मौखिक गुहा के माध्यम से ग्लॉटिस के दृश्य की आवश्यकता होती है , विशेष उपकरणों जैसे लैरिंगोस्कोप या फाइबर ऑप्टिक प्रकाश स्रोत1,2,3,4,5,6,,7।, हालांकि, यह मुश्किल हो सकता है जब एक अपेक्षाकृत बड़े cannula की आवश्यकता है, क्योंकि यह शोधकर्ता के विचार अस्पष्ट कर सकते हैं । लिम्जुन्यावोंग एट अल8 ने इस चिंता को इंटुबेशन की एक विधि के साथ संबोधित किया है जिसमें ट्रेलिया के दृश्य के लिए अनुमति देने वाली वेंट्रल गर्दन के मिडलाइन के साथ एक छोटा सा कटनीस चीरा बनाया जाता है । प्रक्रिया का पालन करते हुए, चीरा ऊतक चिपकने के साथ बंद कर दिया जाता है।
लगातार दोहराए जाने वाले इंटुबेशन की आवश्यकता वाले अध्ययनों के लिए, लगातार चीरा और इस साइट को बंद करने के लिए त्वचा मार्जिन और वेंट्रल गर्दन को ऊतक आघात की डिब्राइडेशन की आवश्यकता होती है। मौखिक इंट्यूबेशन के लिए ट्रांसक्यूटेनेस श्वास विज़ुअलाइज़ेशन दृष्टिकोण का उद्देश्य विशेष रूप से बार-बार इंटुबेशन अध्ययन के साथ-साथ चूहों में एकल इंटुबेशन घटनाओं के लिए उपयुक्त एक परिष्कृत, नॉनइनवेसिव तकनीक प्रदान करना है।

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

साहित्य माउस इंटुबेशन के लिए कई तरीकों का वर्णन करता है जिन्हें या तो ट्रेचिया में कैनुला प्लेसमेंट की सीधी पुष्टि के लिए वेंट्रल गर्दन में मौखिक गुहा या चीरा के माध्यम से ग्लोटिस के दृश्य की आवश्यकता होती है। सापेक्ष कठिनाई या ऊतक आघात ऐसी प्रक्रियाओं द्वारा विषय के लिए प्रेरित एक अन्वेषक की देशीयद्रि अध्ययन करने की क्षमता के लिए एक बाधा हो सकती है । यह लेख एक तकनीक दिखाता है जिसमें वेंट्रल गर्दन से बालों को हटाने के लिए एक डिपिलेटरी के उपयोग के बाद माउस के शारीरिक हेरफेर त्वचा की डिग्री की परवाह किए बिना ओरोट्रेचेल इंट्यूबेशन के लिए श्वासनली के ट्रांसक्यूटेनियस दृश्य की अनुमति देता है Pigmentation. यह विधि विषय के लिए अहानिकर है और आसानी से मूत्र रचना विज्ञान की सीमित समझ के साथ हासिल की जाती है। यह परिष्कृत दृष्टिकोण दोहराया intubation की सुविधा है, जो रोग की प्रगति की निगरानी या उपचार के आसवन के लिए आवश्यक हो सकता है । इस विधि का उपयोग करने से श्वसन रोग के माउस मॉडल में फेफड़ों के कार्य को मापने के लिए आवश्यक जानवरों की संख्या और तकनीकी कौशल में कमी हो सकती है।

बेसलाइन पल्मोनरी फंक्शन की सीरियल मॉनिटरिंग अठारह सप्ताह पुरानी महिला BALB/c और 10 सप्ताह पुराने C57BL/6 चूहों (n = प्रत्येक तनाव के 3) 0, 3, 10, और 17 दिन पर वर्णित विधि का उपयोग कर intubated थे । प्रत्येक दिन इंटुबशन के ...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

इस लेख का लक्ष्य प्रयोगशाला माउस के इंटुबशन की एक परिष्कृत विधि का वर्णन करना है। विधि noninvasive है और इसलिए, अध्ययन के लिए आदर्श है कि श्वसन समारोह के धारावाहिक निगरानी की आवश्यकता है और/

चूहों में दोहराया ओरोट्रेहील इंटुबेशन

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

यह प्रोटोकॉल शोधकर्ताओं को व्यक्तिगत चूहों में फेफड़ों के कार्य के दोहराने के माप करने, प्रयोगात्मक परिवर्तनशीलता को कम करने और प्रत्येक प्रयोग के लिए आवश्यक चूहों की संख्या को कम करने की अनुमति देगा। इस प्रोटोकॉल का मुख्य लाभ यह है कि इसे इंस्टुबेशन के लिए मौखिक गुहा या गर्दन के दर्दनाक विच्छेदन के माध्यम से श्वासनली के दृश्य की आवश्यकता नहीं है। यह विधि अस्थमा, सीओपीडी, एम्फिसिमा और फेफड़े के फाइब्रोसिस जैसे पुराने और प्रगतिशील फेफड़ों के रोगों का अध्ययन करने वाले शोधकर्ताओं के लिए विशेष मूल्य की होगी।इस प्रोटोकॉल का दृश्य प्रदर्शन महत्वपूर्ण है क्योंकि वेंट्रल गर्दन की त्वचा के माध्यम से श्वासनली की पहचान करने का तरीका समझना विधि के लिए केंद्रीय है। एंड्रयू नेल्सन के साथ तकनीक का प्रदर्शन केट नोलन, मेरी प्रयोगशाला से एक पशुचिकित्सा होगा । एक इंस्टुबेशन प्लेटफॉर्म बनाने के लिए, 3-0 रेशम की 15 से 20 सेंटीमीटर लंबाई को आधे में मोड़ें और धागे के सिरों को तीन इंच की तीन-रिंग बाइंडर के शीर्ष पर टेप करें।उचित आकार और लंबाई के एक कैनुला का चयन करें और कैथेटर के डिस्टल टिप पर एक बेवेल काटें। एक गोल टिप बनाने के लिए घर्षण कागज के साथ कट सतह को चिकना करें और धीरे-धीरे बेवेल से लगभग एक सेंटीमीटर कैनुला में एक मामूली मोड़ बनाएं। जब सामग्री तैयार हो जाती है, तो एक एनेस्थेटाइज्ड माउस में अंगुली चुटकी के लिए प्रतिक्रिया की कमी की पुष्टि करें और सुढ़ की स्थिति में माउस को निलंबित करने के लिए मंच की कोणीय सतह के शीर्ष पर रेशम धागे के चारों ओर ऊपरी छेदक हुक करें।एक बार जब माउस पृष्ठीय प्रतिनवता में तैनात हो जाता है, तो धीरे-धीरे पूंछ के आधार को समझ ें और पूंछ को तालिका की ओर वापस ले लें। माउस को सुरक्षित करने के लिए पूंछ के आधार पर टेप का एक टुकड़ा रखें और वेंट्रल-सर्वाइकल क्षेत्र में डेपिलेटरी क्रीम लागू करें। 30 से 45 सेकंड के बाद क्रीम को हटाने के लिए ड्राई गॉज का इस्तेमाल करें और खारे या आसुत पानी से त्वचा को अच्छी तरह से कुल्ला करें।गैर-प्रमुख हाथ में संदंश का उपयोग करके, धीरे-धीरे जीभ को इस तरीके से वापस लें कि कैनुला की शुरूआत के लिए पर्याप्त रूप से मुंह खोलता है। प्रमुख हाथ के साथ, कैनुला को मुंह में इस तरह से आगे बढ़ाएं कि अंत जो मामूली मोड़ पर डिस्टल होता है वह जानवर के मुंह की छत के खिलाफ होता है। जीभ को छोड़ दें और वेंट्रल गर्दन के साथ बंद संदंश के सपाट किनारे को तब तक स्लाइड करें जब तक कि मनुब्रियम लार ग्रंथियों को विस्थापित करने और श्वासनली को कवर करने वाली मांसपेशियों को समतल करने के लिए पहुंच न जाए।श्वासनली एक सफेद रेखा के रूप में ट्रांसक्यूटेनली दिखाई देगी। यदि आवश्यक हो, तो त्वचा पर तनाव को बनाए रखते हुए एक क्रैनियोडोर्सल दिशा में संदंश को घुमाएं ताकि पार्श्व रूप से विस्थापित लार ग्रंथियों को चोटी पर पहुंचाया जा सके और श्वासनली के चारों ओर अधिक विपरीत बनाया जा सके। कलाई के एक साथ फ्लेक्सन के साथ प्रमुख हाथ को सुपिन करना, कैनुला को आगे बढ़ाते हुए, साथ ही कैनुला वेंड्रैल के डिस्टल टिप को एंगलिंग करें।यदि कैनुला को ठीक से रखा गया है, तो यह श्वासनली के भीतर देखा जाएगा। एक उचित प्लेसमेंट की पुष्टि करने के लिए, कैनुला के लिए एक फेफड़ों की मुद्रास्फीति बल्ब कनेक्ट और डिवाइस के समवर्ती अवसाद के साथ वक्ष विस्तार का निरीक्षण । कैनुला को विस्थापित किए बिना, माउस के छेदियों को इंडूबेशन प्लेटफॉर्म से सावधानीपूर्वक अनहुक करें और माउस को क्षैतिज मंच पर स्थानांतरित करें, फिर कैनुला को वेंटिलेटर पर एडाप्टर में संलग्न करें और गहरी मुद्रास्फीति के बाद, श्वसन प्रतिरोध को मापने से पहले माउस को 60 सेकंड तक हवादार करें।एक बार प्रक्रिया पूरी हो जाने के बाद, माउस को एक गर्म मंच पर स्थानांतरित करें और सहज श्वसन को प्रोत्साहित करने के लिए हल्के अंगुली या पूंछ पिंच के माध्यम से निरंतर उत्तेजना प्रदान करें। एक बार सहज श्वसन मनाया जाता है, नेत्रहीन जानवर की निगरानी करने के लिए जारी है। जब श्वसन दर सामान्य हो जाती है, तो हब के स्तर पर कैनुला को समझें और धीरे-धीरे ट्यूब को माउस से और दूर खींचें जब तक कि कैनुला जानवर के मुंह से पूरी तरह से हटा न जाए।एक बार extubated, पूरी तरह से आंचल तक निगरानी के साथ गर्मी के समर्थन के साथ एक साफ वसूली पिंजरे के लिए माउस हस्तांतरण । इस प्रतिनिधि प्रयोग में, श्वसन प्रतिरोध 0, 3, 10, और 17 दिनों पर मापा गया था, 25 सेंटीमीटर पानी के लिए एक गहरी मुद्रास्फीति के बाद मजबूर दोलन तकनीक का उपयोग कर यांत्रिक वेंटिलेशन के पांच और ६० सेकंड के लिए आयोजित किया । प्रत्येक तनाव के भीतर किसी भी समय बिंदुओं के बीच मापा श्वसन प्रतिरोध में कोई महत्वपूर्ण अंतर नहीं देखा गया, यह सुझाव देता है कि समय के साथ श्वसन प्रतिरोध में वृद्धि की अनुपस्थिति लगातार चार समय बिंदुओं पर श्वसन प्रणाली में कार्यात्मक रूप से महत्वपूर्ण इंटुबेशन ट्रॉमा-संबद्ध सूजन की कमी को इंगित करती है।इस तीतर प्रक्रिया का उपयोग प्रयोगात्मक पदार्थों की स्थापना और श्वसन समारोह की धारावाहिक निगरानी के लिए श्वासनली तक पहुंच प्रदान करने के लिए किया जा सकता है। यह तकनीक आक्रामक ट्रेकिओस्टोमी के बिना फेफड़ों के कार्य के आकलन की अनुमति देती है, जो एक ही माउस के भीतर पुरानी और प्रगतिशील बीमारियों में कई समय बिंदुओं पर निगरानी की सुविधा प्रदान करता है।

Research

JoVE Journal

Medicine

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