Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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Gli autori ringraziano Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph e Lindsey Ferguson per la loro assistenza tecnica e il Laboratorio universitario Animal Resources per il loro supporto alla cura degli animali. Questo lavoro è finanziato da NIH T35OD010977 e R01-HL102469.

Tutte le attività animali qui descritte sono state approvate dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) della Ohio State University e sono state condotte in strutture accreditate da AAALAC.
1. Preparazione della procedura
<ol><li>Costruire la piattaforma di intubazione. Per ottenere la pendenza della piattaforma appropriata, utilizzare un legante a 3 anelli da 3 pollici (7,6 cm). Piegare a metà una lunghezza di 15-20 cm di seta 3-0 o altro materiale filettatura e aderire alle...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

L'intubazione mediante la tecnica di visualizzazione tracheale transcutanea offre un approccio raffinato al metodo standard di incisione cutanea. Con particolare attenzione a diversi passaggi chiave, l'intubazione può essere facilmente e rapidamente raggiunta. L'animale deve essere posizionato esattamente in recumbency dorsale sulla piattaforma di intubazione con il mouse fissato in delicata retrazione. Questo estenderà l'animale in allineamento verticale e corretto posizionamento per l'intubazione. Inoltre, la crema d...

Il topo di laboratorio è un modello animale comune per le malattie respiratorie umane. Così, ci sono diversi metodi pubblicati per l'intubazione del topo allo scopo sia di instillazione dei trattamenti e misurazione della meccanica respiratoria. La maggior parte delle procedure descritte richiede la visualizzazione della glottide attraverso la cavità orale con attrezzature specializzate come un largoscopio o una fonte di luce in fibraottica 1,2,3,4,5,6,7. Tuttavia, questo può essere difficile quando è necessaria una cannula relativamente grande, in quanto può oscurare la visione del ricercatore. Limjunyawong et al.8 hanno affrontato questa preoccupazione con un metodo di intubazione in cui una piccola incisione cutanea viene fatta lungo la linea mediana del collo ventrale che consente la visualizzazione della trachea. Dopo la procedura, l'incisione è chiusa con adesivo tissutale.
Per gli studi che richiedono frequenti intubazioni ripetute, incisione e chiusura successive di questo sito richiede il debridement dei margini della pelle e il trauma tissutale al collo ventrale. Lo scopo dell'approccio di visualizzazione tracheale transcutanea all'intubazione orale è quello di fornire una tecnica raffinata e non invasiva specificamente adatta per ripetuti studi di intubazione, nonché singoli eventi di intubazione nei topi.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

La letteratura descrive diversi metodi per l'intubazione del topo che richiedono la visualizzazione della glottide attraverso la cavità orale o l'incisione nel collo ventrale per la conferma diretta del posizionamento della cannula nella trachea. La difficoltà relativa o il trauma tissutale indotto al soggetto da tali procedure può essere un ostacolo alla capacità di un ricercatore di eseguire studi longitudinali. Questo articolo illustra una tecnica in cui la manipolazione fisica del topo dopo l'uso di un depilatorio per rimuovere i capelli dal collo ventrale consente la visualizzazione transcutanea della trachea per l'intubazione orotracheale indipendentemente dal grado di pelle Pigmentazione. Questo metodo è innocuo per il soggetto e facilmente raggiungibile con una comprensione limitata dell'anatomia murina. Questo approccio raffinato facilita l'intubazione ripetuta, che può essere necessaria per monitorare la progressione della malattia o l'instillazione dei trattamenti. L'utilizzo di questo metodo può comportare una riduzione del numero di animali e abilità tecniche necessarie per misurare la funzione polmonare nei modelli murini delle malattie respiratorie.

Monitoraggio seriale della funzione polmonare di base Diciotto-settimana-vecchia femmina BALB/c e 10-settimana-vecchio C57BL/6 topi (n - 3 di ogni ceppo) sono stati intubati utilizzando il metodo descritto il giorno 0, 3, 10 e 17. A seguito di intubazione ogni giorno, il soggetto è stato collegato ad un ventilatore meccanico fornito con ossigeno al 100% (Tabella dei materiali). La resistenza respiratoria (Rrs) è stata misurata utilizzando la tecnica di oscillazione forzata per 60 s ...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

L'obiettivo di questo articolo è quello di descrivere un metodo raffinato di intubazione del topo di laboratorio. Il metodo non è invasivo e, quindi, ideale per studi che richiedono il monitoraggio seriale della funzione respiratoria e/o l'instillazione di trattamenti nel polmone.

Intubazione orotrachea ripetuta nei topi

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Questo protocollo consentirà ai ricercatori di eseguire misurazioni ripetute della funzione polmonare nei singoli topi, diminuendo la variabilità sperimentale e riducendo il numero di topi necessari per ogni esperimento. Il vantaggio principale di questo protocollo è che non richiede la visualizzazione della trachea attraverso la cavità orale o la dissezione traumatica del collo per l'intubazione. Questo metodo sarà di particolare valore per i ricercatori che studiano malattie polmonari croniche e progressive come asma, BPCO, enfisema e fibrosi polmonare.La dimostrazione visiva di questo protocollo è fondamentale perché comprendere come identificare la trachea attraverso la pelle del collo ventrale è centrale nel metodo. A dimostrare la tecnica con Andrew Nelson sarà Kate Nolan, una veterinaria del mio laboratorio. Per creare una piattaforma di intubazione, piegare una lunghezza da 15 a 20 centimetri di seta 3-0 a metà e rastremare le estremità del filo sulla parte superiore di un legante a tre anelli da tre pollici.Selezionare una cannula della dimensione e della lunghezza appropriate e tagliare una smussatura sulla punta distale del catetere. Lisciare la superficie tagliata con carta abrasiva per creare una punta arrotondata e fare delicatamente una leggera piegatura nella cannula a circa un centimetro dalla smussatura. Quando i materiali sono pronti, confermare la mancanza di risposta al dito del piedi in un mouse anestetizzato e agganciare gli incisivi superiori intorno al filo di seta nella parte superiore della superficie angolata della piattaforma per sospendere il mouse in posizione supina.Una volta che il topo è posizionato in posizione quadrata in recumbency dorsale, afferrare delicatamente la base della coda e ritrarre la coda verso il tavolo. Posizionare un pezzo di nastro sulla base della coda per fissare il mouse e applicare la crema depilatoria sulla regione ventrale-cervicale. Dopo 30-45 secondi, utilizzare una garza secca per rimuovere la crema e risciacquare accuratamente la pelle con acqua salina o distillata.Usando le forcep nella mano non dominante, ritrarre delicatamente la lingua in un modo che apre sufficientemente la bocca per l'introduzione della cannula. Con la mano dominante, far avanzare la cannula nella bocca in modo tale che la fine che è distale alla leggera piegatura sia contro il tetto della bocca dell'animale. Rilasciare la lingua e far scorrere il bordo piatto delle forcette chiuse caudally lungo il collo ventrale fino a raggiungere il manubrium per spostare lateralmente le ghiandole salivari e appiattire il muscolo che copre la trachea.La trachea apparirà trascutaneamente come una linea bianca. Se necessario, ruotare le forcep in direzione craniodorsale mantenendo la tensione sulla pelle in direzione caudale per far raggiungere il picco delle ghiandole salivari spostate lateralmente e creare più contrasto intorno alla trachea. Supinando la mano dominante con flessione simultanea del polso, far avanzare la cannula mentre si pesca contemporaneamente la punta distale della cannula ventrally.Se la cannula è stata posizionata correttamente, sarà osservata all'interno della trachea. Per confermare un corretto posizionamento, collegare un bulbo di gonfiaggio polmonare alla cannula e osservare l'espansione toracica con depressione simultanea del dispositivo. Senza spostare la cannula, sganciare con cura gli incisivi del mouse dalla piattaforma di intubazione e trasferire il mouse su una piattaforma orizzontale, quindi attaccare la cannula all'adattatore sul ventilatore e, a seguito di una profonda inflazione, ventilare il mouse per 60 secondi prima di misurare la resistenza respiratoria.Una volta completata la procedura, trasferire il mouse su una piattaforma riscaldata e fornire una stimolazione costante tramite dita o pizzichi di coda leggeri per incoraggiare la respirazione spontanea. Una volta osservata la respirazione spontanea, continuare a monitorare visivamente l'animale. Quando il tasso di respirazione ritorna alla normalità, afferrare la cannula a livello del mozzo e tirare delicatamente il tubo cranially e lontano dal mouse fino a quando la cannula non viene completamente rimossa dalla bocca dell'animale.Una volta estato, trasferire il mouse in una gabbia di recupero pulita con supporto termico con monitoraggio fino a completo ambulatorio. In questo esperimento rappresentativo, la resistenza respiratoria è stata misurata nei giorni 0, 3, 10 e 17, utilizzando la tecnica dell'oscillazione forzata a seguito di un'inflazione profonda a 25 centimetri di acqua trattenuta per cinque e 60 secondi di ventilazione meccanica. Non sono state osservate differenze significative nella resistenza respiratoria misurata tra uno qualsiasi dei punti di tempo all'interno di ogni ceppo, suggerendo che l'assenza di un aumento della resistenza respiratoria nel tempo indica una mancanza di infiammazione funzionalmente significativa associata a traumi da intubazione nell'apparato respiratorio in quattro punti di tempo consecutivi.Questa procedura di intubazione può essere utilizzata per fornire l'accesso alla trachea per l'installazione di sostanze sperimentali e il monitoraggio seriale della funzione respiratoria. Questa tecnica consente la valutazione della funzione polmonare senza tracheostomia invasiva, facilitando il monitoraggio in più punti di tempo nelle malattie croniche e progressive all'interno dello stesso topo.

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