Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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著者らは、ルチア・ローザス、ローレン・ドゥーリトル、リサ・ジョセフ、リンジー・ファーガソンの技術支援と、大学実験動物資源に対する動物ケア支援に感謝している。この作品はNIH T35OD010977およびR01-HL102469によって資金提供されています。

ここに記載されているすべての動物活動は、オハイオ州立大学の施設動物のケアと使用委員会(IACUC)によって承認され、AAALAC認定施設で行われました。
1. 手続き準備
<ol><li>挿管プラットフォームを構築します。適切なプラットフォームの傾斜を達成するには、3インチ(7.6 cm)の3リングバインダーを使用してください。長さ 15~20 cm の 3~0 シルクまたはその他の糸材質を半分?...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

経皮的気管可視化技術を用いた挿管は、標準的な皮膚切開法に対する洗練されたアプローチを提供する。いくつかの重要なステップに特別な注意を払って、挿管は容易かつ迅速に達成することができる。動物は穏やかな引き込みで固定されたマウスと挿管プラットフォームの後尻の不用に真正面に置かれなければなりません。これは、垂直整列に動物を拡張し、挿管のための適切な位置.さら...

実験室用マウスは、ヒト呼吸器疾患の一般的な動物モデルです。したがって、治療の吸入と呼吸力学の測定の両方を目的としたマウス挿管のためのいくつかの公表された方法があります。記載された手順のほとんどは、喉頭鏡または光,ファイバー光源,,1、2、3、4、5、6、72などの特殊な装置を用いて口腔1を通してグロティスの視覚化6を必要とする7。,345しかし、研究者の見解をあいまいにすることができるので、比較的大きなカニューレが必要な場合、これは困難な場合があります。Limjunyawongら8は、小さな切開が腹管の首の正中線に沿って行われる挿管の方法でこの懸念に対処し、気管の視覚化を可能にした。手順に従って、切開部は、組織接着剤で閉じる。
頻繁に繰り返される挿管を必要とする研究のために、このサイトの連続的な切開および閉鎖は、腹側頸部に皮膚マージンおよび組織外傷の脱ブリードを必要とする。口腔挿管への経皮的気管可視化アプローチの目的は、マウスにおける単一の挿管イベントと同様に、繰り返し挿管試験に特に適した洗練された非侵襲的な手法を提供することにある。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

文献は、口腔を通して、または腹管のカニューレ配置を直接確認するために腹側頸部の切開を通して、神経節の視覚化を必要とするマウス挿管のためのいくつかの方法を記述する。このような処置によって被験者に誘発される相対的な困難または組織外傷は、長手方向の研究を行う研究者の能力を妨げる可能性がある。この記事では、脱毛剤を使用して腹側頸部から毛髪を取り除くマウスの物理的操作により、皮膚の程度に関係なく口腔内挿管のための気管の経皮的な視覚化が可能になる技術を示します。色素 沈着。この方法は、被験者に無害であり、マウスの解剖学の限定的な理解と容易に達成される。この洗練されたアプローチは、繰り返し挿管を容易にし、疾患の進行または治療の点込を監視するために必要な場合があります。この方法を用い、呼吸器疾患のマウスモデルにおける肺機能の測定に必要な動物数および技術スキルの減少をもたらす可能性がある。

ベースライン肺機能の逐次モニタリング 18週齢の雌BALB/cおよび10週齢のC57BL/6マウス(n=各株の3)は、0日目、3日、10日、および17日目に記載された方法を用いて挿管した。毎日挿管に続いて、被験者は100%酸素を供給する機械式人工呼吸器に接続した(材料表)。呼吸抵抗(Rrs)は、5sのために保持された25cmH2Oに深いインフレーションに続く60sのための強制発振技術を...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

この記事の目的は、実験室のマウスの挿管の洗練された方法を説明することです。この方法は非侵襲的であり、したがって、呼吸機能の連続モニタリングおよび/または肺への治療の注入を必要とする研究に理想的である。

マウスにおける反復性の耳管挿管

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

このプロトコルは、研究者が個々のマウスで肺機能の繰り返し測定を行うことを可能にし、実験のばらつきを減少させ、各実験に必要なマウスの数を減らします。このプロトコルの主な利点は、挿管のために口腔または頸部の外傷性解剖を通して気管の視覚化を必要としないことである。この方法は、喘息、COPD、肺気腫、肺線維症などの慢性および進行性肺疾患を研究する研究者にとって特に価値があります。このプロトコルの視覚的なデモンストレーションは、腹側頸部の皮膚を通して気管を識別する方法を理解することが方法の中心であるため、重要です。アンドリュー・ネルソンと一緒に技術を実証することは、私の研究室の獣医師ケイト・ノーランです。挿管プラットフォームを作成するには、長さ15~20センチメートルのシルクを半分に折り、糸の端を3インチの3リングバインダーの上部にテープで貼ります。適切なサイズと長さのカニューレを選択し、カテーテルの遠位先端でベベルをカットします。研磨紙でカット面を滑らかにして丸みを帯びた先端を作成し、ベベルから約1センチメートル離れたカニューレでわずかな曲げを静かにします。材料の準備ができたら、麻酔付きマウスのつまみつまみへの応答の欠如を確認し、プラットフォームの斜めの表面の上部にあるシルク糸の周りに上切開部をフックして、マウスを最大位置に吊り下げてください。マウスが底面の不順に配置されたら、尾の底をそっと握り、尾をテーブルに向かって引き込みます。尾の根元にテープを貼ってマウスを固定し、脱毛クリームを腹側頸部領域に塗布します。30~45秒後、ドライガーゼを使用してクリームを取り除き、生理食水または蒸留水で肌を十分に洗い流します。非支配的な手で鉗子を使用して、カニューレの導入のために口を十分に開く方法で舌を穏やかに引き込む。支配的な手で、わずかな曲がりに遠位している端が動物の口の屋根に対してになるようにカニューレを口の中に進めます。舌を離し、閉じた鉗子の平らな端を腹側頸部に沿って乾くようにスライドさせ、マニュバリウムに達して唾液腺を横方向に変位させ、気管を覆う筋肉を平らにする。気管は白い線として経皮的に現れます。必要に応じて、皮膚の緊張を尾方向に維持しながら、角膜方向に鉗子を回転させ、横に変位した唾液腺をピークにし、気管の周りによりコントラストを作り出します。手首の同時屈曲で支配的な手を支え、同時にカニューレ腹筋の遠位先端を釣りながらカニューレを進める。カニューレが適切に配置されていれば、気管内で観察されます。適切な配置を確認するには、肺インフレーション電球をカニューレに接続し、装置の同時うつ病で胸部膨張を観察します。カニューレを置き換えることなく、慎重に挿管プラットフォームからマウスの切歯を外し、水平プラットフォームにマウスを移し、ベンチレーターのアダプターにカニューレを取り付け、深いインフレに続いて、呼吸抵抗を測定する前にマウスを60秒間換気します。手順が完了したら、マウスを温めたプラットフォームに移し、軽いつま先または尾のピンチを介して一定の刺激を与え、自発的な呼吸を促します。自発的な呼吸が観察されたら、動物を目視で監視し続ける。呼吸速度が正常に戻ったら、ハブのレベルでカニューレをつかみ、カニューレが動物の口から完全に取り除かれるまで、チューブをマウスからそっと引き離します。チューブを取り出したら、完全に歩行するまで監視して熱サポートを備えたクリーンリカバリケージにマウスを移します。本代表的実験では、呼吸抵抗を0日目、3日目、10日目、17日目に測定し、深い膨張後の強制発振技術を用いて、5~60秒間の機械換気で25センチの水を保持した。測定された呼吸抵抗性の有意な差は各株内のどの時点間でも認められず、時間の経過とともに呼吸抵抗の増加がないことは、4つの連続した時間における呼吸器系における機能的に有意な挿管外傷関連炎症の欠如を示していることを示唆している。この挿管手順は、実験物質の設置および呼吸機能の連続モニタリングのための気管へのアクセスを提供するために使用することができる。この技術は、侵襲性気管切開術を伴わない肺機能の評価を可能にし、同じマウス内の慢性および進行性疾患における複数の時点でのモニタリングを容易にする。

Research

JoVE Journal

Medicine

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Basic Surgical Techniques in the GÃƒÆ’Ã‚Â¶ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

ゲッティンゲンミニ豚の基本的な手術テクニック：挿管、膀胱へのカテーテル挿入、大腿血管カテーテル法、およびTranscardial灌流

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