Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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저자들은 루시아 로사스, 로렌 두리틀, 리사 조셉, 린지 퍼거슨의 기술 지원과 동물 보호 지원을 위한 대학 실험실 동물 자원에 감사드립니다. 이 작품은 NIH T35OD010977 및 R01-HL102469에 의해 지원됩니다.

여기에 설명된 모든 동물 활동은 오하이오 주립 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회(IACUC)의 승인을 받았으며 AAALAC 공인 시설에서 수행되었습니다.
1. 절차 준비
<ol><li>삽관 플랫폼을 구성합니다. 적절한 플랫폼 경사를 달성하려면 3인치(7.6cm) 3링 바인더를 사용하십시오. 3-0 실크 또는 다른 스레드 재료의 15-20cm 길이를 반으로 접고 기울어진 플랫폼의 상단에 실의 끝을 테이...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

경피 적 기관 시각화 기술을 사용하여 삽관은 표준 피부 절개 방법에 대한 세련된 접근 방식을 제공합니다. 몇 가지 주요 단계에 특별한주의를 기울여 삽관을 쉽고 빠르게 달성 할 수 있습니다. 동물은 부드러운 후퇴에 고정 된 마우스와 삽관 플랫폼에 등도 recumly에 정사각형으로 배치해야합니다. 이렇게 하면 동물을 수직 정렬과 삽관에 대한 적절한 위치로 확장합니다. 또한, 제모 크림은 30-45 s ?...

실험실 마우스는 인간 호흡기 질환에 대한 일반적인 동물 모델입니다. 따라서, 치료 및 호흡 역학의 측정의 주입 모두를 목적으로 마우스 삽관에 대한 몇 가지 게시 된 방법이 있다. 기재된 절차의 대부분은 후두경 또는 광섬유 광원11, 2,23,34,4,5,,66,7과같은 특수 장비를 사용하여 구강을 통한 구강 을 통한 글로티스의 시각화가 필요합니다. 그러나, 이것은 상대적으로 큰 캐뉼라가 필요할 때, 연구원의 견해를 모호하게 할 수 있기 때문에 어려울 수 있습니다. Limjunyawong 등8은 작은 절단 절개가 기관의 시각화를 허용하는 복부 목의 중간선을 따라 이루어지는 삽관의 방법으로 이러한 우려를 해결했습니다. 절차에 따라 절개는 조직 접착제로 닫힙됩니다.
빈번한 반복된 삽관을 요구하는 연구 결과를 위해, 이 사이트의 연속적인 절개 및 폐쇄는 복부 목에 피부 여백 및 조직 외상의 신부전을 요구합니다. 경구 삽관에 대한 경피적 기관 시각화 접근법의 목적은 마우스에서 반복된 삽관 연구뿐만 아니라 단일 삽관 이벤트에 특히 적합한 정제된 비침습적 기술을 제공하는 것입니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

문헌은 기관에서 캐뉼라 배치의 직접적인 확인을 위해 구강 또는 복부 목에 절개를 통해 글로티스의 시각화를 필요로하는 마우스 삽관에 대한 몇 가지 방법을 설명합니다. 이러한 절차에 의해 피험자에게 유도된 상대적 어려움 또는 조직 외상은 종적 연구를 수행하는 조사자의 능력에 장애가 될 수 있다. 이 문서는 복부 목에서 모발을 제거하기 위해 제모를 사용한 후 마우스의 물리적 조작이 피부의 정도에 관계없이 orotracheal 삽관을 위한 기관의 경피적 시각화를 허용하는 기술을 보여줍니다. 착 색. 이 방법은 대상에 무해하고 쉽게 뮤린 해부학의 제한된 이해로 달성된다. 이 정제된 접근법은 질병의 진행을 모니터링하거나 치료의 주입을 모니터링하는 데 필요할 수 있는 반복적인 삽관을 용이하게 합니다. 이 방법을 사용하면 호흡기 질환의 마우스 모델에서 폐 기능을 측정하는 데 필요한 동물 및 기술 기술의 감소가 발생할 수 있다.

기준선 폐 기능의 직렬 모니터링 18주령 암컷 BALB/c 및 10주령 C57BL/6 마우스(각 균주의 n=3)를 0일째, 3일, 10일 및 17일에 기재된 방법을 사용하여 삽관하였다. 매일 삽관에 이어, 피험자는 100%산소(재료표)를공급받은 기계식 인공호흡기에 연결하였다. 호흡 저항성(Rrs)은 5s에 대해 25 cmH2O로깊은 인플레이션을 따라 60s에 대한 강제 진동 기술을 사용하여 측정하였다. 생...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

이 문서의 목적은 실험실 마우스의 정교한 삽관 방법을 설명하는 것입니다. 이 방법은 비침습적이며, 따라서 호흡기 기능의 연속 모니터링 및 / 또는 폐로의 치료 의 주입을 필요로하는 연구에 이상적입니다.

마우스에서 반복된 Orotracheal 삽관

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

이 프로토콜은 연구원이 개별 마우스에 있는 폐 기능의 반복 측정을 능력을 발휘하는 것을 허용할 것입니다, 실험가가 감소하고 각 실험에 필요한 마우스의 수를 감소시킵니다. 이 프로토콜의 주요 장점은 구강 또는 목의 외상성 해부를 통해 기관의 시각화를 필요로하지 않는다는 것입니다. 이 방법은 천식, COPD, 폐기종 및 폐 섬유증과 같은 만성 및 진보적인 폐 질환을 연구하는 연구자에게 특별한 가치가 있을 것입니다.이 프로토콜의 시각적 데모는 복부 목의 피부를 통해 기관을 식별하는 방법을 이해하는 것이 방법의 중심이기 때문에 중요합니다. 앤드류 넬슨과 함께 기술을 시연하는 것은 내 실험실에서 수의사 케이트 놀란이 될 것입니다. 삽관 플랫폼을 만들려면 15~20cm 길이의 3-0 실크를 반으로 접고 스레드 끝을 3인치 3링 바인더 의 상단에 테이프로 묶습니다.적절한 크기와 길이의 캐뉼라를 선택하고 카테터의 말단 끝에서 벨을 자른다. 연마 용지로 절단 된 표면을 부드럽게하여 둥근 팁을 만들고 베벨에서 약 1 센티미터 떨어진 캐뉼라에서 약간 구부러집니다. 재료가 준비되면 마취 된 마우스에서 발가락 꼬집어 에 대한 응답부족을 확인하고 플랫폼의 각진 표면 의 상단에있는 실크 실 주위의 상부 절개를 연결하여 마우스를 supine 위치에 놓습니다.마우스가 등갈 에 정사각형으로 배치되면, 부드럽게 꼬리의 기초를 잡고 테이블쪽으로 꼬리를 철회. 꼬리 의 바닥에 테이프 조각을 놓고 마우스를 고정하고 복부 자궁 경부 부위에 탈모 크림을 바르습니다. 30~45초 후에는 마른 거즈를 사용하여 크림을 제거하고 식염수 또는 증류수로 피부를 완전히 헹구십시오.지배적이지 않은 손에 집게를 사용하여, 캐뉼라의 도입을 위해 입을 충분히 열어주는 방식으로 혀를 부드럽게 철회합니다. 지배적 인 손으로, 약간의 굴곡에 해반되는 끝이 동물의 입의 지붕에 대해 있도록 입으로 캐뉼라를 진행합니다. 주브리움이 타액 땀샘을 대체하고 기관지를 덮는 근육을 평평하게 하기 위해 주브리움에 도달할 때까지 혀를 풀어 주며 복부 목을 따라 밀폐된 집게의 평평한 가장자리를 밀어내십시오.기관체는 흰색 선으로 경피적으로 나타납니다. 필요한 경우, 코달 방향으로 피부에 긴장을 유지하면서 집게를 회전하여 측면 변위 타액 선이 최고조에 달하고 기관 주위의 대비를 더 높입니다. 손목의 동시 굴곡으로 지배적 인 손을 수호하고 캐뉼라의 황실 끝을 동시에 잡는 동시에 캐뉼라를 전진시다.캐뉼라가 제대로 배치된 경우 기관 내에서 관찰됩니다. 적절한 배치를 확인하려면 폐 인플레이션 전구를 캐뉼라에 연결하고 장치의 동시 우울증과 흉부 확장을 관찰하십시오. 캐뉼라를 대체하지 않고, 조심스럽게 삽관 플랫폼에서 마우스의 절개를 풀고 마우스를 수평 플랫폼에 옮은 다음, 공실기의 어댑터에 캐뉼라를 부착하고 깊은 인플레이션에 따라 호흡 저항을 측정하기 전에 60 초 동안 마우스를 환기시하십시오.절차가 완료되면 마우스를 따뜻하게 한 플랫폼으로 옮기고 가벼운 발가락 이나 꼬리 핀치를 통해 일정한 자극을 제공하여 자발적인 호흡을 장려합니다. 일단 자발적인 호흡이 관찰되면, 시각적으로 동물을 감시합니다. 호흡 속도가 정상으로 돌아오면 허브 수준에서 캐뉼라를 잡고 동물의 입에서 캐뉼라가 완전히 제거 될 때까지 마우스에서 조심스럽게 튜브를 밀고 멀리 당깁니다.일단 추방되면, 완전히 외래때까지 모니터링과 열 지원깨끗한 복구 케이지로 마우스를 전송합니다. 본 대표적인 실험에서, 호흡저항은 기계적 환기의 5및 60초 동안 25cm의 물에서 깊은 인플레이션에 따라 강제 진동 기술을 사용하여 0, 3, 10 및 17일에 측정하였다. 각 균주 내에서 측정된 호흡 저항에 있는 유의한 다름은 각 긴장 내의 시간 점 사이에서 관찰되지 않았으며, 시간이 지남에 따라 호흡 저항의 증가의 부재가 4개의 연속적인 시간 점을 통해 호흡기에서 기능적으로 중요한 삽관 외상 관련 염증의 부족을 나타낸다는 것을 건의합니다.이 관관 절차는 실험 물질의 설치 및 호흡기 기능의 직렬 모니터링을 위한 기관에 대한 액세스를 제공하는 데 사용할 수 있습니다. 이 기술은 침습적 기관 절제술없이 폐 기능의 평가를 허용, 동일한 마우스 내에서 만성 및 진보적 인 질병의 여러 시간 지점에서 모니터링을 용이하게.

Research

JoVE Journal

Medicine

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연구

의학

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