Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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Os autores agradecem a Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph e Lindsey Ferguson por sua assistência técnica e ao Laboratório Universitário recursos animais por seu apoio aos cuidados com animais. Este trabalho é financiado por NIH T35OD010977 e R01-HL102469.

Todas as atividades de animais aqui descritas foram aprovadas pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IACUC) da Universidade Estadual de Ohio e foram conduzidas em instalações credenciadas pela AAALAC.
1. Preparação do procedimento
<ol><li>Construa a plataforma de entubação. Para alcançar a inclinação da plataforma apropriada, utilize um aglutinante de 3,6 cm (três polegadas). Dobre um comprimento de 15-20 cm de seda 3-0 ou outro material de rosca ao meio e adere a...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

A intubação utilizando a técnica de visualização traqueal transcutânea oferece uma abordagem refinada ao método padrão de incisão cutânea. Com atenção especial a vários passos-chave, a intubação pode ser facilmente e rapidamente alcançada. O animal deve ser colocado diretamente em recumbência dorsal na plataforma de intubação com o rato preso em retração suave. Isso estenderá o animal para o alinhamento vertical e o posicionamento adequado para a intubação. Além disso, o creme depilatório não d...

O rato de laboratório é um modelo animal comum para doenças respiratórias humanas. Assim, existem vários métodos publicados para a intubação do rato para fins tanto de instilação de tratamentos quanto de medição da mecânica respiratória. A maioria dos procedimentos descritos requer visualização da gária através da cavidade oral com equipamentos especializados como laringoscópio ou fonte de luz de fibra óptica1,,2,,3,,4,,5,,6,7. No entanto, isso pode ser difícil quando uma cânula relativamente grande é necessária, pois pode obscurecer a visão do pesquisador. Limjunyawong et al.8 abordaram essa preocupação com um método de intubação no qual uma pequena incisão cutânea é feita ao longo da linha média do pescoço ventral permitindo a visualização da traqueia. Após o procedimento, a incisão é fechada com adesivo de tecido.
Para estudos que requerem intubações repetidas frequentes, a incisamento e o fechamento sucessivos deste local exigem debridamento das margens da pele e trauma tecidual no pescoço ventral. O objetivo da abordagem transcutânea de visualização traqueal para a intubação oral é fornecer uma técnica refinada e não invasiva especificamente adequada para estudos repetidos de intubação, bem como eventos de intubação única em camundongos.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

A literatura descreve vários métodos para intubação de camundongos que requerem visualização da grunagem através da cavidade oral ou incisão no pescoço ventral para confirmação direta da colocação da cânula na traqueia. A dificuldade relativa ou o trauma tecidual induzido ao sujeito por tais procedimentos pode ser um impedimento para a capacidade do pesquisador de realizar estudos longitudinares. Este artigo ilustra uma técnica na qual a manipulação física do camundongo após o uso de um depilatório para remover cabelos do pescoço ventral permite a visualização transcutânea da traqueia para intubação orotraqueal, independentemente do grau da pele Pigmentação. Este método é inócuo ao sujeito e facilmente alcançado com uma compreensão limitada da anatomia murina. Essa abordagem refinada facilita a intubação repetida, que pode ser necessária para monitorar a progressão da doença ou a instilação dos tratamentos. O uso deste método pode resultar em uma redução do número de animais e habilidade técnica necessária para medir a função pulmonar em modelos de camundongos de doenças respiratórias.

Monitoramento serial da função pulmonar da linha de base As fêmeas balb/c de dez semanas e os camundongos C57BL/6 de 10 semanas (n = 3 de cada cepa) foram entubados utilizando o método descrito nos dias 0, 3, 10 e 17. Após a intubação em cada dia, o sujeito foi conectado a um ventilador mecânico fornecido com 100% de oxigênio (Tabela de Materiais). A resistência respiratória (Rrs) foi medida utilizando-se a técnica de oscilação forçada para 60 s após uma inflação pro...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

O objetivo deste artigo é descrever um método refinado de intubação do rato de laboratório. O método é não invasivo e, portanto, ideal para estudos que requerem monitoramento serial da função respiratória e/ou instilação de tratamentos no pulmão.

Intubação Orotraqueal Repetida em Camundongos

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Este protocolo permitirá que os pesquisadores realizem medidas repetidas da função pulmonar em camundongos individuais, diminuindo a variabilidade experimental e reduzindo o número de camundongos necessários para cada experimento. A principal vantagem deste protocolo é que ele não requer visualização da traqueia através da cavidade oral ou dissecação traumática do pescoço para intubação. Esse método será de especial valor para os pesquisadores que estudam doenças pulmonares crônicas e progressivas, como asma, DPOC, enfisema e fibrose pulmonar.A demonstração visual deste protocolo é fundamental porque entender como identificar a traqueia através da pele do pescoço ventral é central para o método. Demonstrando a técnica com Andrew Nelson será Kate Nolan, veterinária do meu laboratório. Para criar uma plataforma de intubação, dobre um comprimento de 15 a 20 centímetros de seda de 3-0 ao meio e tape as extremidades do fio até o topo de um aglutinante de três anéis de três polegadas.Selecione uma cânula do tamanho e comprimento apropriados e corte um bisel na ponta distal do cateter. Suavize a superfície de corte com papel abrasivo para criar uma ponta arredondada e faça delicadamente uma leve curvação na cânula a aproximadamente um centímetro do bisel. Quando os materiais estiverem prontos, confirme a falta de resposta ao aperto do dedo do dedo em um rato anestesiado e enganque os incisivos superiores ao redor da linha de seda na parte superior da superfície angular da plataforma para suspender o mouse na posição supina.Uma vez que o mouse esteja posicionado diretamente em recumbência dorsal, segure suavemente a base da cauda e retraia a cauda em direção à mesa. Coloque um pedaço de fita sobre a base da cauda para fixar o mouse e aplique creme depilatório na região ventral-cervical. Após 30 a 45 segundos, use gaze seca para remover o creme e enxágue bem a pele com água salina ou destilada.Usando fórceps na mão não dominante, retraia suavemente a língua de uma maneira que abre suficientemente a boca para a introdução da cânula. Com a mão dominante, avance a cânula para a boca de tal forma que o final que é distal até a ligeira curva é contra o céu da boca do animal. Solte a língua e deslize a borda plana dos fórceps fechados caudalmente ao longo do pescoço ventral até que o manúbrio seja alcançado para deslocar lateralmente as glândulas salivares e achatar o músculo que cobre a traqueia.A traqueia aparecerá transcutânea como uma linha branca. Se necessário, gire os fórceps em uma direção craniodorsal mantendo a tensão na pele em uma direção caudal para fazer com que as glândulas salivares deslocadas lateralmente apequem o pico e crie mais contraste em torno da traqueia. Supintando a mão dominante com flexão simultânea do pulso, avance a cânula ao mesmo tempo em que angling a ponta distal da cânula ventrally.Se a cânula tiver sido devidamente colocada, ela será observada dentro da traqueia. Para confirmar uma colocação adequada, conecte uma lâmpada de inflação pulmonar à cânula e observe a expansão torácica com depressão simultânea do dispositivo. Sem deslocar a cânula, retire cuidadosamente os incisivos do mouse da plataforma de intubação e transfira o mouse para uma plataforma horizontal, em seguida, conecte a cânula ao adaptador no ventilador e, após uma inflação profunda, ventile o mouse por 60 segundos antes de medir a resistência respiratória.Uma vez concluído o procedimento, transfira o mouse para uma plataforma aquecida e forneça estimulação constante através de pinças leves ou traseiras para incentivar a respiração espontânea. Uma vez observada a respiração espontânea, continue monitorando visualmente o animal. Quando a taxa de respiração voltar ao normal, segure a cânula ao nível do cubo e puxe suavemente o tubo cranialmente e longe do rato até que a cânula seja completamente removida da boca do animal.Uma vez extubado, transfira o mouse para uma gaiola de recuperação limpa com suporte térmico com monitoramento até totalmente ambulatorial. Neste experimento representativo, a resistência respiratória foi medida nos dias 0, 3, 10 e 17, utilizando a técnica de oscilação forçada após uma inflação profunda de 25 centímetros de água mantida por cinco e 60 segundos de ventilação mecânica. Não foram observadas diferenças significativas na resistência respiratória medida entre qualquer um dos pontos de tempo dentro de cada cepa, sugerindo que a ausência de aumento da resistência respiratória ao longo do tempo indica falta de inflamação associada ao trauma de intubação funcionalmente significativa no sistema respiratório ao longo de quatro pontos de tempo consecutivos.Este procedimento de intubação pode ser utilizado para proporcionar acesso à traqueia para a instalação de substâncias experimentais e o monitoramento em série da função respiratória. Essa técnica permite a avaliação da função pulmonar sem traqueostomia invasiva, facilitando o monitoramento em múltiplos pontos de tempo em doenças crônicas e progressivas dentro do mesmo camundongo.

Research

JoVE Journal

Medicine

A Novel Rescue Technique for Difficult Intubation and Difficult Ventilation

A Técnica de Resgate Novel para intubação difícil e Ventilação Difícil

We describe a novel non surgical technique to maintain oxygenation and ventilation in a case of difficult intubation and difficult ventilation, which ...

Medicina

Transthoracic Echocardiography in Mice

Ecocardiografia transtorácica em Ratos

In recent years, murine models have become the primary avenue for studying the molecular mechanisms of cardiac dysfunction resulting from changes in gene ...

Guidelines for Elective Pediatric Fiberoptic Intubation

Diretrizes para Intubação Pediátrica Eletiva Fiberoptic

Fiberoptic intubation in pediatric patients is often required especially in difficult airways of syndromic patients i.e. Pierre Robin Syndrome. Small ...

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Basic Surgical Techniques in the GÃƒÆ’Ã‚Â¶ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Básico Técnicas Cirúrgicas na Minipig Göttingen: Intubação, cateterismo vesical, cateterização veia femoral e perfusão Transcardial

The emergence of the G&ouml;ttingen minipig in research of topics such as neuroscience, toxicology, diabetes, obesity, and experimental surgery reflects ...

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Entubação endotraqueal em Ratos<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia direta Usando um otoscópio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

Um método simples de intubação Lung Rato

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Não invasiva Intratraqueal intubação para estudar a Patologia e Fisiologia do Rato Lung

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Infusões artéria carótida para farmacocinéticas e farmacodinâmicas Análise de taxanos em Ratos

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Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intratraqueal (IMIT) instilação mediada por intubação: A não-invasiva, sistema de entrega Lung-specific

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Um método melhorado para rápida de intubação da traqueia em Ratos

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...