Name: repeated orotracheal intubation in mice
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00
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Los autores agradecen a Lucia Rosas, Lauren Doolittle, Lisa Joseph y Lindsey Ferguson por su asistencia técnica y el Laboratorio Universitario de Recursos Animales por su apoyo al cuidado animal. Este trabajo está financiado por NIH T35OD010977 y R01-HL102469.

Todas las actividades de animales descritas aquí han sido aprobadas por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Estatal de Ohio y se llevaron a cabo en instalaciones acreditadas por AAALAC.
1. Preparación del procedimiento
<ol><li>Construir la plataforma de intubación. Para lograr la pendiente de plataforma adecuada, utilice un aglutinante de tres pulgadas (7,6 cm) de 3 anillos. Doble una longitud de 15 a 20 cm de seda u otro material de rosca por l...

<ol>
	<li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li><li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies.">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li><li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse,+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models.">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li><li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice.">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia &amp; Analgesia. 88 (2), 179 (1999).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li><li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li><li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation.">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318 (2013).</li><li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research.">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964 (2015).</li><li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography.">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li><li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique.">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107 (2013).</li></ol>

La intubación mediante la técnica de visualización traqueal transcutánea ofrece un enfoque refinado al método de incisión cutánea estándar. Con especial atención a varios pasos clave, la intubación se puede lograr fácil y rápidamente. El animal debe colocarse directamente en la reclinación dorsal en la plataforma de intubación con el ratón asegurado en una suave retracción. Esto extenderá al animal en la alineación vertical y el posicionamiento adecuado para la intubación. Además, la crema depilatoria...

El ratón de laboratorio es un modelo animal común para las enfermedades respiratorias humanas. Por lo tanto, existen varios métodos publicados para la intubación de ratones con el fin tanto de instanición de tratamientos y medición de la mecánica respiratoria. La mayoría de los procedimientos descritos requieren la visualización de la glotis a través de la cavidad oral con equipos especializados como un laringoscopio o fuente de luz de fibra óptica1,2,3,4,5,6,7. Sin embargo, esto puede ser difícil cuando se requiere una cánula relativamente grande, ya que puede oscurecer la visión del investigador. 8 han abordado esta preocupación con un método de intubación en el que se realiza una pequeña incisión cutánea a lo largo de la línea media del cuello ventral que permite la visualización de la tráquea. Después del procedimiento, la incisión se cierra con adhesivo tisular.
Para los estudios que requieren intubaciones repetidas frecuentes, la incisación sucesiva y el cierre de este sitio requiere el desbridamiento de los márgenes de la piel y traumatismos tisulares en el cuello ventral. El propósito del enfoque de visualización traqueal transcutánea a la intubación oral es proporcionar una técnica refinada y no invasiva específicamente adecuada para estudios de intubación repetida, así como eventos de intubación individual en ratones.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>18Gx1 1/4&#34; intravenous catheter, Safelet</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>#14-841-14</td>
			<td>Cannula for intubation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% ethanol, 10L</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>25467025</td>
			<td>Cleaning cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Abrasive paper (sandpaper)</td>
			<td>Porter-Cable</td>
			<td>74001201</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine sterile solution) injection (100 mg/ml)</td>
			<td>Akorn Animal Health</td>
			<td>NDC# 59399-111-50</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blue labeling tape (0.5 in x 14 yds)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>15966</td>
			<td>Restraint on intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture without needle, nonsterile, (3-0)</td>
			<td>Henry Schein</td>
			<td>Item #1007842</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Isothermal Pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39DP</td>
			<td>Mouse thermoregulation and recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deltaphase Operating Board</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>39OP</td>
			<td>Mouse recovery (prior to extubation)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>15230253</td>
			<td>Cleaning mouse following depilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye Scissors, angled, sharp/sharp</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-8437</td>
			<td>Cannula preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FlexiVent (FX Module 2)</td>
			<td>Scireq</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Record lung function data (not required to perform procedure, used in this study to validate procedure)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze sponges</td>
			<td>Fisher scientific</td>
			<td>13-761-52</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy-Duty 3&#34; 3-Ring View Binders</td>
			<td>Staples</td>
			<td>24690CT</td>
			<td>Intubation platform</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instat Software</td>
			<td>Graphpad</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin syringe (0.5 cc, U100)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>329461</td>
			<td>Anesthesia administration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine HCl Injection, USP (100 mg/ml)</td>
			<td>Llyod Laoratories</td>
			<td>List No. 4871</td>
			<td>Anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lung inflation bulb</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-9083</td>
			<td>Confirm cannula placement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Forceps, Curved, Smooth</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-0445</td>
			<td>Retract tongue and create tension on neck for cannula visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nair (hair removal lotion), 9 oz bottle</td>
			<td>Church &#38; Dwight</td>
			<td>42010440</td>
			<td>Hair removal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile saline (0.9%), 10 ml</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9054335</td>
			<td>Anesthesia, cleaning skin following hair removal</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

repeated orotracheal intubation in mice

La literatura describe varios métodos para la intubación del ratón que requieren la visualización de la glotis a través de la cavidad oral o la incisión en el cuello ventral para la confirmación directa de la colocación de cánulas en la tráquea. La dificultad relativa o el trauma tisular inducido al sujeto por tales procedimientos puede ser un impedimento para la capacidad de un investigador para realizar estudios longitudinales. Este artículo ilustra una técnica en la que la manipulación física del ratón después del uso de un depilatorio para eliminar el vello del cuello ventral permite la visualización transcutánea de la tráquea para la intubación orotraqueal independientemente del grado de piel Pigmentación. Este método es inocuo para el sujeto y se logra fácilmente con una comprensión limitada de la anatomía murina. Este enfoque refinado facilita la intubación repetida, que puede ser necesaria para controlar la progresión de la enfermedad o la instilación de los tratamientos. El uso de este método puede resultar en una reducción del número de animales y la habilidad técnica necesaria para medir la función pulmonar en modelos de ratón de enfermedad respiratoria.

Monitorización en serie de la función pulmonar basal Las hembras de dieciocho semanas de edad BALB/c y los ratones C57BL/6 de 10 semanas de edad (n.o 3 de cada cepa) fueron intubados utilizando el método descrito los días 0, 3, 10 y 17. Después de la intubación en cada día, el sujeto se conectó a un respirador mecánico suministrado con 100% de oxígeno(Tabla de Materiales). La resistencia respiratoria (Rrs) se midió utilizando la técnica de oscilación forzada durante 60 s ...

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Repeated Orotracheal Intubation in Mice

El objetivo de este artículo es describir un método refinado de intubación del ratón de laboratorio. El método no es invasivo y, por lo tanto, ideal para estudios que requieren monitorización en serie de la función respiratoria y/o inscripción de tratamientos en el pulmón.

Intubación orotraqueal repetida en ratones

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Este protocolo permitirá a los investigadores realizar mediciones repetidas de la función pulmonar en ratones individuales, disminuyendo la variabilidad experimental y reduciendo el número de ratones necesarios para cada experimento. La principal ventaja de este protocolo es que no requiere visualización de la tráquea a través de la cavidad oral o disección traumática del cuello para la intubación. Este método será de particular valor para los investigadores que estudian enfermedades pulmonares crónicas y progresivas como asma, EPOC, enfisema y fibrosis pulmonar.La demostración visual de este protocolo es fundamental porque entender cómo identificar la tráquea a través de la piel del cuello ventral es fundamental para el método. Demostrando la técnica con Andrew Nelson estará Kate Nolan, una veterinaria de mi laboratorio. Para crear una plataforma de intubación, doble una longitud de 15 a 20 centímetros de seda de 3-0 por la mitad y pegue los extremos del hilo en la parte superior de un aglutinante de tres pulgadas.Seleccione una cánula del tamaño y la longitud adecuados y corte un bisel en la punta distal del catéter. Suaviza la superficie de corte con papel abrasivo para crear una punta redondeada y suavemente haz una ligera curvatura en la cánula aproximadamente a un centímetro del bisel. Cuando los materiales estén listos, confirme la falta de respuesta al pellizco del dedo del final en un ratón anestesiado y enganche los incisivos superiores alrededor del hilo de seda en la parte superior de la superficie en ángulo de la plataforma para suspender el ratón en la posición supina.Una vez que el ratón está cuadrado en la reclinación dorsal, agarre suavemente la base de la cola y retraiga la cola hacia la mesa. Coloque un trozo de cinta sobre la base de la cola para asegurar el ratón y aplique crema depilatoria en la región ventral-cervical. Después de 30 a 45 segundos, use gasa seca para eliminar la crema y enjuague bien la piel con agua salina o destilada.Usando fórceps en la mano no dominante, retraiga suavemente la lengua de una manera que abra suficientemente la boca para la introducción de la cánula. Con la mano dominante, avanzar la cánula en la boca de tal manera que el extremo que es distal a la ligera curva es contra el techo de la boca del animal. Suelte la lengua y deslice el borde plano de los fórceps cerrados caudalmente a lo largo del cuello ventral hasta que se alcance el manubrio para desplazar lateralmente las glándulas salivales y aplanar el músculo que cubre la tráquea.La tráquea aparecerá transcutáneamente como una línea blanca. Si es necesario, gire los fórceps en una dirección craneodorsal manteniendo la tensión en la piel en una dirección caudal para hacer que las glándulas salivales desplazadas lateralmente sumen el pico y para crear más contraste alrededor de la tráquea. Supinando la mano dominante con flexión simultánea de la muñeca, avanzar la cánula mientras simultáneamente angling la punta distal de la cánula ventralmente.Si la cánula se ha colocado correctamente, se observará dentro de la tráquea. Para confirmar una colocación adecuada, conecte una bombilla de inflado pulmonar a la cánula y observe la expansión torácica con depresión simultánea del dispositivo. Sin desplazar la cánula, desenganchar cuidadosamente los incisivos del ratón de la plataforma de intubación y transferir el ratón a una plataforma horizontal, luego conecte la cánula al adaptador en el respirador y, después de una profunda inflación, ventile el ratón durante 60 segundos antes de medir la resistencia respiratoria.Una vez completado el procedimiento, transfiera el ratón a una plataforma calentada y proporcione una estimulación constante a través de pellizcos ligeros para los dedos del dedo o de la cola para fomentar la respiración espontánea. Una vez observada la respiración espontánea, continúe monitoreando visualmente al animal. Cuando la velocidad de respiración vuelva a la normalidad, agarre la cánula a la altura del cubo y tire suavemente del tubo nitidmente del ratón hasta que la cánula se retire por completo de la boca del animal.Una vez extubado, transfiera el ratón a una jaula de recuperación limpia con soporte térmico con monitoreo hasta que esté completamente ambulatorio. En este experimento representativo, la resistencia respiratoria se midió en los días 0, 3, 10 y 17, utilizando la técnica de oscilación forzada después de una inflación profunda a 25 centímetros de agua mantenida durante cinco y 60 segundos de ventilación mecánica. No se observaron diferencias significativas en la resistencia respiratoria medida entre ninguno de los puntos de tiempo dentro de cada cepa, lo que sugiere que la ausencia de un aumento de la resistencia respiratoria a lo largo del tiempo indica una falta de inflamación asociada a trauma de intubación funcionalmente significativa en el sistema respiratorio durante cuatro puntos de tiempo sucesivos.Este procedimiento de intubación se puede utilizar para proporcionar acceso a la tráquea para la instalación de sustancias experimentales y el monitoreo en serie de la función respiratoria. Esta técnica permite la evaluación de la función pulmonar sin traqueotomía invasiva, facilitando el seguimiento en múltiples puntos de tiempo en enfermedades crónicas y progresivas dentro del mismo ratón.

Research

JoVE Journal

Medicine

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Investigación

Medicina

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Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...