Name: preparation of drosophila larval and pupal testes for analysis of cell division in live, intact tissue
Uploaded: 2020-05-19T14:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue at JoVE.com

Dit werk werd ondersteund door het ministerie van Defensie start-up fondsen aan J.T.S.

1. Dieren, hulpmiddelen en media voorbereiden op dissectie
<ol><li>Kruis mannelijke en vrouwelijke vliegen om nakomelingen van het gewenste genotype te verkrijgen. Nuttige transgene markers voor de identificatie en enscenering van meiotische spermatocyten omvatten GFP-tubuline om de meiotische spindel en RFP-histone 2A te labelen om chromsomes8te etiketteren. Gebruik vijf tot tien vrouwtjes per kruis en onderhoud kruisen op standaard vliegvoedsel in flacons in een 25 °C incubator totdat derde i...

<ol>
	<li>Khodjakov, A., Rieder, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+the+division+process+in+living+tissue+culture+cells.">Imaging the division process in living tissue culture cells.</a> Methods. 38 (1), 2-16 (2006).</li><li>Ong, J. Y., Torres, J. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+the+mechanisms+of+cell+division.">Dissecting the mechanisms of cell division.</a> The Journal of Biological Chemistry. 294 (30), 11382-11390 (2019).</li><li>Levine, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+cycling+through+development.">Cell cycling through development.</a> Development. 131 (10), 2241-2246 (2004).</li><li>Gross, S. M., Rotwein, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Unraveling+Growth+Factor+Signaling+and+Cell+Cycle+Progression+in+Individual+Fibroblasts.">Unraveling Growth Factor Signaling and Cell Cycle Progression in Individual Fibroblasts.</a> The Journal of Biological Chemistry. 291 (28), 14628-14638 (2016).</li><li>Mittelman, D., Wilson, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fractured+genome+of+HeLa+cells.">The fractured genome of HeLa cells.</a> Genome Biology. 14 (4), 111 (2013).</li><li>Bury, L., Coelho, P. A., Glover, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+Meiosis+to+Mitosis:+The+Astonishing+Flexibility+of+Cell+Division+Mechanisms+in+Early+Mammalian+Development.">From Meiosis to Mitosis: The Astonishing Flexibility of Cell Division Mechanisms in Early Mammalian Development.</a> Current Topics in Developmental Biology. 120, 125-171 (2016).</li><li>Giansanti, M. G., Fuller, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=What+Drosophila+spermatocytes+tell+us+about+the+mechanisms+underlying+cytokinesis.">What Drosophila spermatocytes tell us about the mechanisms underlying cytokinesis.</a> Cytoskeleton. 69 (11), 869-881 (2012).</li><li>Karabasheva, D., Smyth, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel,+dynein-independent+mechanism+focuses+the+endoplasmic+reticulum+around+spindle+poles+in+dividing+Drosophila+spermatocytes.">A novel, dynein-independent mechanism focuses the endoplasmic reticulum around spindle poles in dividing Drosophila spermatocytes.</a> Scientific Reports. 9 (1), 12456 (2019).</li><li>Polevoy, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dual+roles+for+the+Drosophila+PI+4-kinase+four+wheel+drive+in+localizing+Rab11+during+cytokinesis.">Dual roles for the Drosophila PI 4-kinase four wheel drive in localizing Rab11 during cytokinesis.</a> Journal of Cell Biology. 187 (6), 847-858 (2009).</li><li>Rebollo, E., Llamazares, S., Reina, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+noncentrosomal+microtubules+to+spindle+assembly+in+Drosophila+spermatocytes.">Contribution of noncentrosomal microtubules to spindle assembly in Drosophila spermatocytes.</a> PLoS Biology. 2 (1), 8 (2004).</li><li>Smyth, J. T., Schoborg, T. A., Bergman, Z. J., Riggs, B., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proper+symmetric+and+asymmetric+endoplasmic+reticulum+partitioning+requires+astral+microtubules.">Proper symmetric and asymmetric endoplasmic reticulum partitioning requires astral microtubules.</a> Open Biology. 5 (8), (2015).</li><li>Demarco, R. S., Eikenes, &. #. 1. 9. 7. ;. H., Haglund, K., Jones, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+spermatogenesis+in+Drosophila+melanogaster.">Investigating spermatogenesis in Drosophila melanogaster.</a> Methods. 68 (1), 218-227 (2014).</li><li>Fuller, M. T., Bate, M., Martinez-Arias, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Development of Drosophila melanogaster. , 71-147 (1993).</li><li>Dunleavy, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Cell+Cycle+Timing+of+Centromeric+Chromatin+Assembly+in+Drosophila+Meiosis+Is+Distinct+from+Mitosis+Yet+Requires+CAL1+and+CENP-C.">The Cell Cycle Timing of Centromeric Chromatin Assembly in Drosophila Meiosis Is Distinct from Mitosis Yet Requires CAL1 and CENP-C.</a> PLOS Biology. 10 (12), 1001460 (2012).</li><li>Fabian, L., Brill, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+spermiogenesis:+Big+things+come+from+little+packages.">Drosophila spermiogenesis: Big things come from little packages.</a> Spermatogenesis. 2 (3), 197-212 (2012).</li><li>Ramm, S. A., Scharer, L., Ehmcke, J., Wistuba, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sperm+competition+and+the+evolution+of+spermatogenesis.">Sperm competition and the evolution of spermatogenesis.</a> Molecular Human Reproduction. 20 (12), 1169-1179 (2014).</li><li>Savoian, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopy+Methods+for+Analysis+of+Spindle+Dynamics+in+Meiotic+Drosophila+Spermatocytes.">Microscopy Methods for Analysis of Spindle Dynamics in Meiotic Drosophila Spermatocytes.</a> Methods in Molecular Biology. 1471, 265-276 (2017).</li><li>Sitaram, P., Hainline, S. G., Lee, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytological+analysis+of+spermatogenesis:+live+and+fixed+preparations+of+Drosophila+testes.">Cytological analysis of spermatogenesis: live and fixed preparations of Drosophila testes.</a> Journal of Visualized Experiments. (83), e51058 (2014).</li><li>Zamore, P. D., Ma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+Drosophila+melanogaster+testes.">Isolation of Drosophila melanogaster testes.</a> Journal of Visualized Experiments. (51), (2011).</li><li>Lerit, D. A., Plevock, K. M., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+Drosophila+larval+neuroblasts.">Live imaging of Drosophila larval neuroblasts.</a> Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).</li><li>Belloni, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+in+Cog7+affect+Golgi+structure,+meiotic+cytokinesis+and+sperm+development+during+Drosophila+spermatogenesis.">Mutations in Cog7 affect Golgi structure, meiotic cytokinesis and sperm development during Drosophila spermatogenesis.</a> Journal of Cell Science. 125 (22), 5441-5452 (2012).</li><li>Harel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistence+of+major+nuclear+envelope+antigens+in+an+envelope-like+structure+during+mitosis+in+Drosophila+melanogaster+embryos.">Persistence of major nuclear envelope antigens in an envelope-like structure during mitosis in Drosophila melanogaster embryos.</a> Journal of Cell Science. 94 (3), 463-470 (1989).</li><li>Katsani, K. R., Karess, R. E., Dostatni, N., Doye, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+dynamics+of+Drosophila+nuclear+envelope+components.">In vivo dynamics of Drosophila nuclear envelope components.</a> Mol Biol Cell. 19 (9), 3652-3666 (2008).</li><li>Tates, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cytodifferentiation during spermatogenesis in Drosophila melanogaster: An electron microscope study. , (1971).</li><li>Gartner, S. M., Rathke, C., Renkawitz-Pohl, R., Awe, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ex+vivo+culture+of+Drosophila+pupal+testis+and+single+male+germ-line+cysts:+dissection,+imaging,+and+pharmacological+treatment.">Ex vivo culture of Drosophila pupal testis and single male germ-line cysts: dissection, imaging, and pharmacological treatment.</a> Journal of Visualized Experiments. (91), 51868 (2014).</li><li>Ohkura, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiosis:+an+overview+of+key+differences+from+mitosis.">Meiosis: an overview of key differences from mitosis.</a> Cold Spring Harbor perspectives in biology. 7 (5), (2015).</li><li>Friedman, J. R., Webster, B. M., Mastronarde, D. N., Verhey, K. J., Voeltz, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ER+sliding+dynamics+and+ER-mitochondrial+contacts+occur+on+acetylated+microtubules.">ER sliding dynamics and ER-mitochondrial contacts occur on acetylated microtubules.</a> Journal of Cell Biology. 190 (3), 363-375 (2010).</li><li>Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methanol-acetone+fixation+of+Drosophila+testes.">Methanol-acetone fixation of Drosophila testes.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2011 (10), 1270-1272 (2011).</li><li>Bonaccorsi, S., Giansanti, M. G., Cenci, G., Gatti, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Paraformaldehyde+fixation+of+Drosophila+testes.">Paraformaldehyde fixation of Drosophila testes.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2012 (1), 102-104 (2012).</li></ol>

We hebben een protocol beschreven voor de voorbereiding van larve of vroege pupal Drosophila-teelballen, geoptimaliseerd voor langdurige, live beeldvorming van spermatocytenceldeling. Dit is een krachtige methode voor de analyse van celdeling in de fysiologische context van intact weefsel. De kracht van deze methode wordt verder uitgebreid in combinatie met Drosophila genetische hulpmiddelen, zoals specifieke genmutaties, weefselspecifieke RNAi-gemedieerde onderdrukking en fluorescerend gelabelde eiwit-...

Celdeling wordt vaak bestudeerd met behulp van cellijnen gekweekt in cultuur1. Hoewel we een schat aan waardevol inzicht en begrip van fundamentele mechanismen uit deze studies hebben opgedaan2,kunnen cellen die in cultuur worden gekweekt de fysiologie van celdeling niet volledig samenvatten omdat het voorkomt in intact, levend weefsel. In intacte weefsels en organen moeten cellen zich bijvoorbeeld op de juiste plaats en op het juiste moment verdelen, zodat nageslachtcellen zich goed in het weefsel bevinden, zodat ze passende differentiatie of functionele programma's kunnen ondergaan, zodat celproliferatie goed wordt gecoördineerd met weefselgroei of homeostase3. Voor cellen die in cultuur worden gekweekt, wordt celdeling over het algemeen geregeld door groeifactoren in het kweekmedium4, en dus kunnen we niet van deze cellen leren hoe in vivo omgevingsfactoren zoals weefselarchitectuur of ontwikkelingssignalering het delingproces beïnvloeden. Het is ook belangrijk op te merken dat veel van de cellijnen die worden gebruikt om celdeling te bestuderen, zoals HeLa en U2OS-cellen, waren afgeleid van gemetastaseerde tumoren5. Daarom zijn veel aspecten van de basisfysiologie van deze kankercellen, zoals celcyclus regulerende mechanismen en chromosomale stabiliteit, waarschijnlijk veranderd in vergelijking met gezonde cellen. Volledig begrip van de fysiologie van de celdeling hangt daarom af van ons vermogen om delende cellen in hun eigen, in vivo omgevingen te bestuderen die fysiologische regulerende mechanismen en weefselarchitectuur behouden.
Vooruitgang bij het begrijpen van de werking van celdeling in intacte weefsels en organen wordt belemmerd door moeilijkheden die inherent zijn aan in vivo of ex vivo analyse. Ten eerste kan het moeilijk of onmogelijk zijn om toegang te krijgen tot delende cellen voor microscopische analyse in grote organen of dikke weefsels. Ten tweede is het vaak moeilijk te voorspellen wanneer individuele cellen zich in vivo zullen verdelen. Ten derde kan de weefselfysiologie snel verslechteren tijdens de ex vivo-cultuur. In dit protocol beschrijven we gemakkelijk toegankelijke methoden voor live en vaste analyse van Drosophila melanogaster spermatocyten omdat ze meiotische celdelingen ondergaan binnen volledig intacte teelballen. Deze cellen zijn ideaal voor live, ex vivo analyse omdat ze gemakkelijk toegankelijk zijn met standaard optische methoden zoals confocale microscopie, ze verdelen op voorspelbare tijden en locaties, en intacte teelballen kunnen worden gehandhaafd in ex vivo cultuur voor ongeveer 24 uur. Bovendien zijn Drosophila spermatocyten grote ronde cellen (ongeveer 20-30 μm in diameter) die niet van vorm veranderen wanneer ze zich verdelen, waardoor ze ideaal zijn voor hoge resolutie, time-lapse beeldvorming van cellulaire componenten zoals het spindelapparaat en cytoplasmale organellen. Hoewel deze cellen meiose ondergaan in tegenstelling tot mitose, zijn veel van de essentiële celdelingprocessen zeer vergelijkbaar tussen deze twee celdelingmechanismen6. Deze voordelen, gecombineerd met krachtige Drosophila genetische hulpmiddelen, hebben Drosophila spermatocyten een veelgebruikt model voor ex vivo analyse van essentiële celdelingprocessen met inbegrip van asvorming en regelgeving, cytokinese, en organelle het remodelleren en het verdelen7gemaakt,8,9,10,11.
Spermatocyten zijn cellen die zich in het meinotische stadium van spermatogenese bevinden. In Drosophilabegint spermatogenese met een groep kiembaanstamcellen die zich in een klein gebied bevinden of "hub" op één pool van de testis12,13. Deze cellen delen door een asymmetrische mitose, die aanleiding geeft tot een enkele gedifferentieerde spermatogonium. Spermatogonia ondergaan vervolgens vier synchrone mitosen om een groep van 16 cellen te produceren die nauw verbonden blijven binnen een enkele cyste. In dit stadium gaan de cellen over van een mitotische naar een menotische celcyclus en worden ze spermatocyten genoemd. Spermatocyten brengen ongeveer twee tot drie dagen door in een verlengde G2-fase van de celcyclus, waarin ze dramatisch groeien en cytologische veranderingen ondergaan in de voorbereiding op de twee meiotische divisies en de daaropvolgendezaadsperma13,14. De hele groep van 16 spermatocyten binnen een enkele cyste gaat vervolgens tegelijkertijd de eerste meiotische divisie in. Zo kunnen verschillende meiotische spermatocyten tegelijkertijd worden afgebeeld terwijl ze door celdeling gaan. De eerste meiotische divisie gaat ongeveer 1,5 uur te werk en wordt vrijwel onmiddellijk gevolgd door de tweede menotische divisie, die in totaal 64 spermatids oplevert die zich gaan onderscheiden in volwassen spermatozoa.
Een uniek voordeel van het gebruik van spermatocyten om celdeling in levend, intact weefsel te bestuderen, is dat groepen of cysten van cellen voortdurend vooruitgang boeken in de verschillende stadia van spermatogenese, en cellen in alle stadia van spermatogenese kunnen meestal worden geïdentificeerd in een bepaalde testis (zie figuur 3A). Daarom is het relatief eenvoudig om meiotische cellen in hele teelballen te vinden. Over het algemeen richten we onze analyses op de eerste in plaats van op tweede meiose, omdat deze cellen veel groter en beter vatbaar zijn voor beeldvorming met hoge resolutie, maar het hele proces dat beide meiotic-divisies omvat, kan met succes worden weergegeven. Er moet ook worden opgemerkt dat het algemene protocol voor testisvoorbereiding en -cultuur ook kan worden gebruikt om andere processen van spermatogenese te analyseren, zoals de eerdere mitotische stamcel- of spermatogonale divisies of de cytologische veranderingen die optreden als spermatids rijpen in spermatozoa15. Veel van deze aspecten van spermatogenese zijn zeer bewaard gebleven tussen Drosophila en mensen16.
Drosophila spermatocyten beginnen de meiotische fase van spermatogenese te bereiken tijdens het derde instar larve stadium van Drosophila ontwikkeling13. Daarom kunnen teelballen geïsoleerd vanaf levenscyclusstadia die beginnen met derde instarlarven en met inbegrip van poppen en volwassenen worden gebruikt voor de analyse van delende spermatocyten. Er zijn verschillende uitstekende protocollen beschikbaar voor de extractie van teelballen van volwassen mannelijke vliegen voor levende en vaste analyse van spermatogenese17,18,19. Deze protocollen kunnen de voorkeur hebben voor het bestuderen van late stadia van spermatogenese of als genetische markers die alleen zichtbaar zijn bij volwassenen moeten worden gebruikt. Het protocol richt zich in plaats daarvan op testisvoorbereiding van larven en vroege poppen, omdat teelballen in deze stadia verschillende voordelen hebben die specifiek relevant zijn voor celdelinganalyse door hoge resolutie, time-lapse microscopie. Ten eerste zijn teelballen van larven en poppen kleiner dan die van volwassenen en zijn de cellen in het orgaan minder druk. Hierdoor kunnen delende spermatocyten vaak worden afgebeeld in de buurt van het buitenoppervlak van larve teelballen, zonder dat ze door meerdere lagen lichtverstrooiend weefsel hoeven te dringen. Ten tweede bewegen volwassen teelballen ritmisch als gevolg van samentrekkingen van de bijgevoegde accessoireorganen, en deze bewegingen maken time-lapse beeldvorming van individuele cellen uitdagend. En ten derde, larve teelballen zijn voordelig bij het bestuderen van genmutaties die pop of volwassen dodelijkheid veroorzaken. Onze methoden zijn geoptimaliseerd voor de lange termijn cultuur van teelballen op de microscoop fase, waardoor beeldvorming van meerdere rondes van celdeling of de progressie van individuele cellen door meerdere stadia van spermatogenese in hetzelfde preparaat. We beschrijven ook een protocol voor fixatie en immunostaining van hele teelballen. Over het algemeen zijn onze protocollen bijzonder nuttig voor diegenen die geïnteresseerd zijn in het bestuderen van celdeling in intact weefsel, en de mogelijkheid om spermatocytenanalyse te combineren met zeer hardnekkige Drosophila genetische hulpmiddelen maakt dit een bijzonder krachtige aanpak.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>5&#34; Dissecting Probe</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>08-965-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5.75&#34; Glass Pasteur Pipet</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-678-20A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP9703-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #5 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11252-20</td>
			<td>Straight forcepts with fine tips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frosted Microscope Slides</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-544-2</td>
			<td>Slides for mounting fixed tissue, with frosted writing surface</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halocarbon oil 700</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H8898-100 mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lumox Dish 50</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>SAR946077410</td>
			<td>Gas-permeable tissue culture dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glass</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-541-B</td>
			<td>22x22 mm, #1.5 glass coverslip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minutien Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-15</td>
			<td>Insect pins used to make scalpel tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nickel Plated Pin Holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26018-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde 32% Solution, EM Grade</td>
			<td>Electron Microsocopy Sciences</td>
			<td>15714</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plan Beveled Edge Microscope Slides</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>12-549-5</td>
			<td>Slides used for dissections</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PYREX Spot Plates</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>13-748B</td>
			<td>9-well glass dissecting dish</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schneider&#39;s Drosophila medium</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>21720-024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Filter, 0.22 &#181;m</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>SLGS033SB</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP151-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectashield</td>
			<td>Vector Labs</td>
			<td>H-1000</td>
			<td>Microscopy mounting medium</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

preparation of drosophila larval and pupal testes for analysis of cell division in live, intact tissue

Experimentele analyse van cellen die zich verdelen in levende, intacte weefsels en organen is essentieel voor ons begrip van hoe celdeling integreert met ontwikkeling, weefselhomeostase en ziekteprocessen. Drosophila spermatocyten die meiose ondergaan zijn ideaal voor deze analyse omdat (1) hele Drosophila-testes die spermatocyten bevatten relatief eenvoudig te bereiden zijn op microscopie, (2) de grote afmetingen van de spermatocyten maken ze zeer geschikt voor beeldvorming met hoge resolutie en (3) krachtige Drosophila genetische hulpmiddelen kunnen worden geïntegreerd met in vivo analyse. Hier presenteren we een gemakkelijk toegankelijk protocol voor de voorbereiding van hele teelballen van Drosophila derde instar larven en vroege poppen. We beschrijven hoe je meiotische spermatocyten identificeren in voorbereide hele teelballen en hoe ze in beeld kunnen worden gebracht door time-lapse microscopie. Protocollen voor fixatie en immunostaining hele teelballen zijn ook voorzien. Het gebruik van larve teelballen heeft verschillende voordelen ten opzichte van beschikbare protocollen die volwassen teelballen gebruiken voor spermatocytenanalyse. Het belangrijkste is dat larve teelballen kleiner en minder vol zijn met cellen dan volwassen teelballen, en dit vergemakkelijkt sterk hoge resolutie beeldvorming van spermatocyten. Om deze voordelen en de toepassingen van de protocollen aan te tonen, presenteren we resultaten die de herverdeling van het endoplasmatische reticulum tonen met betrekking tot spindelmicrotubuli tijdens celdeling in een enkele spermatocyten die zijn afgebeeld door time-lapse confocale microscopie. De protocollen kunnen worden gecombineerd met expressie van een willekeurig aantal fluorescerende gelabelde eiwitten of organellemarkers, evenals genmutaties en andere genetische hulpmiddelen, waardoor deze benadering bijzonder krachtig is voor de analyse van celdelingmechanismen in de fysiologische context van hele weefsels en organen.

Wanneer dit protocol met succes wordt uitgevoerd, blijven teelballen volledig intact voor beeldvorming door confocale microscopie of andere fluorescentiemicroscopiemethoden. Zoals te zien in figuur 3A, wordt de cellulaire organisatie van de teelballen bewaard en is de progressie van celdifferentiatie van het ene uiteinde van de testis naar de andere, waaronder spermatogonie, spermatocyten en haploid-spermatids zichtbaar. GFP-tubulin is een nuttige marker voor het identificeren van delende sp...

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue at JoVE.com

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Het doel van dit protocol is om celdeling in intact weefsel te analyseren door levende en vaste celmicroscopie met drosophila meiotic spermatocyten. Het protocol laat zien hoe hele, intacte teelballen van Drosophila larven en vroege poppen te isoleren, en hoe ze te verwerken en te monteren voor microscopie.

Voorbereiding van Drosophila Larval en Pupal Testes voor analyse van celafdeling in levend, intact weefsel

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...

Dit protocol kan worden gebruikt om de mechanismen van celdeling te analyseren in de context van het leven, intact weefsel met behulp van fluorescentiemicroscopie. Het belangrijkste voordeel van deze techniek is dat de oorspronkelijke fysiologische omgevingen van cellen behouden blijven, terwijl ze ook live beeldvorming over lange tijdscursussen mogelijk maken. Het belangrijkste onderdeel van deze techniek is ervoor te zorgen dat de teelballen niet beschadigd raken tijdens dissectie of montage.Dit is een vaardigheid die wordt verworven met een beetje tijd en praktijk. Visuele demonstratie van deze methode is van cruciaal belang, omdat het laat zien hoe de teelballen te identificeren en te isoleren, en hoe ze te monteren voor beeldvorming zonder beschadiging van het weefsel. Bereid dieren, gereedschappen en media voor zoals beschreven in het manuscript.Voordat u met de dissectie begint, gebruikt u de met de media gevulde filterspuit om drie druppels media te verdrijven die elk 50 microliter aan de bovenkant, het midden en de onderkant van een glazen schuif hebben. Met behulp van een ontledende sonde, breng vijf tot 10 derde instar larven of vroege poppen naar de bovenste druppel van de media op de dia. Roer de larven en poppen in de media voorzichtig met de ontledende sonde om voedsel of vuil te verwijderen.Gebruik de ontleedsonde om een enkele larven of poppen op zijn kant te draaien. Kijk voor de twee bilaterale teelballen die verschijnen als doorschijnende ovale structuren op het achterste derde van het lichaam. Dieren die geen teelballen hebben, zijn vrouwelijk en moeten worden weggegooid.Wanneer een mannelijke larven of poppen wordt gevonden en schoon is, verplaats het naar de tweede druppel media. Herhaal dit totdat drie of vier mannelijke larven of poppen zijn overgebracht naar de tweede druppel media. Dan werken in de tweede druppel van de media, pak een enkel dier met een paar tangen in het midden van de regio, net voor de teelballen.Gebruik een tweede paar tangen om het dier voorzichtig doormidden te scheuren. Met behulp van een paar tangen, houd het achterste uiteinde van het dier naar beneden op de glazen glijbaan. Vanaf net naast de tang, duw naar beneden op de cuticula met behulp van de rand van de scalpel.Beweeg de scalpel naar het snijkant van het dier. Dit zal verdrijven van het dier inwendige organen, waaronder de darmen, vet lichamen, en teelballen. De teelballen zijn kleurloos en bijna transparante ovale organen ingebed in linten van vet lichaam.Voorzichtig plagen uit elkaar de teelballen van de rest van de organen. Om de teelballen één voor één over te brengen, steek je de rand van de scalpel onder het vetlichaam in, til je het weefsel uit de media en verplaats het snel naar de derde druppel. Als er nog niet genoeg vet lichaam nog steeds bevestigd aan de teelballen om het weefsel op te heffen met de scalpel gebruik maken van een glas Pasteur pipet die is voorbedacht met dissectie medium.Werken in de derde druppel van medium, gebruik maken van de scherpe kant van de scalpel om voorzichtig weg te snijden overtollig vet lichaam van de teelballen, waardoor slechts een kleine rand van vet lichaam rond de randen. Gebruik eerst de filterspuit om een enkele druppel van Schneiders medium ongeveer 30 microliters op het midden van een 50 millimeter gaspermeabele kweekschaal te deponeren. Met behulp van de scalpel tool of een vooraf geteste Pasteur pipet overdracht tot vijf van de bereide teelballen aan de druppel op de schotel.Gebruik vervolgens het scalpelgereedschap om de teelballen voorzichtig op het gaspermeesbare membraan en in het midden van de druppel medium te duwen. Met behulp van een een milliliter spuit, plaats vier druppels halocarbon olie op het gas doorlatend membraan rond de druppel van medium. De plaatsen van de druppels moeten overeenkomen met de vier hoeken van een 22 millimeter klasse coverslip.Dan lijn de hoeken van een 22 millimeter glazen coverslip met de vier druppels halocarbon olie en zachtjes lager de coverslip op de media en olie. Laat de coverslip te regelen, en voor de media met de teelballen de verspreiding tussen de druppels olie. Plaats het kweekgerecht onder een ontledende microscoop.Als u overtollige media wilt verwijderen, plaatst u de hoek van een delicate taakdwgen onder de omdekplaat. Wick weg genoeg media voor de glazen coverslip om gewoon contact te maken met het oppervlak van de grootste testis. Verwijder niet te veel media en laat de coverslip te ver zakken.Dit zal druk uitoefenen op de teelballen en kan ervoor zorgen dat ze scheuren. Tot slot, plaats een druppel onderdompeling olie op de glazen coverslip net boven de teelballen. Draai de schotel, en leg het op de microscoop podium.Verplaats de 40 of 60 X microscoop doelstelling in de olie totdat het net onder de teelballen. Gebruik uitgezonden licht om een enkele testis te vinden en in beeld te brengen. Plaats 0,5 milliliter van 8% paraformaldehyde in PBSTx in een put van een negen goed ontleden schotel.Gebruik een glazen Pasteur pipet om tot 10 van de teelballen naar de put over te brengen. Zorg ervoor dat de teelballen op de bodem van de put liggen. Breng de teelballen na 20 minuten over naar een put met 0,5 milliliter PBSTx.Was de teelballen door vijf minuten zachtjes te roeren. Was nog twee keer in nieuwe putten met verse PBSTx. Bereid een verdunning van het primaire antilichaam in een 1,5 milliliter microcentrifuge buis zoals beschreven in het manuscript.Breng vervolgens de teelballen van de negen goed glazen ontleden schotel naar de buis. Incubeer de buis 's nachts op vier graden Celsius met zachte schommelen of nutatie. De procedure voor het beitsen van de teelballen met het secundaire antilichaam is vergelijkbaar.Zie het manuscript voor meer informatie. Breng eerst met behulp van een Pasteur pipet de teelballen van de negen putplaat over op een glazen microscopieschaar. Gebruik indien nodig de rand van de scalpel om de teelballen op het oppervlak van de dia te duwen.Gebruik vervolgens de hoek van een delicate taak af te vegen om overtollige vloeistof van de teelballen af te voeren. Verwijder zoveel mogelijk vloeistof. Breng vervolgens een 30 tot 50 microliter druppel microscopie montagemedium aan op de teelballen.Tot slot, plaats een 22 millimeter coverslip op de druppel van montage medium. Laat de coverslip te regelen, en de montage medium te verspreiden onder de coverslip. Breng indien nodig een zachte druk uit op de afdekken om overtollig montagemedium uit te persen en laat de afdekken op het oppervlak van de teelballen rusten.Wanneer dit protocol met succes wordt uitgevoerd, blijft de cellulaire organisatie van de teelballen behouden en is de progressie van celdifferentiatie van het ene uiteinde van de testis naar het andere zichtbaar. Spermatocyten op het punt om te beginnen meiose en die in metafase kan worden geïdentificeerd. In teelballen die met behulp van dit protocol worden voorbereid, toont live beeldvormingsanalyse de dynamische reorganisatie van het endoplasmatische reticulum en microbuisjes bij het verdelen van spermatocyten.Zoals beschreven in het protocol, moet grote zorg worden genomen om geen druk uit te oefenen die ervoor zorgt dat de teelballen barsten. Cysten van spermatocyten stromen snel uit een gescheurde testis, waardoor live time lapse imaging moeilijk is. Dit protocol is geoptimaliseerd voor beeldvorming die spermatocyten in levend, intact weefsel verdeelt.Daarom is het essentieel dat de teelballen niet beschadigd raken tijdens dissectie of montage. Onze methode moet ook geschikt zijn voor beeldvormingstechnieken met superresolutie, zoals gestructureerde verlichtingsmicroscopie, die nieuwe inzichten bieden in dynamische subcellulaire processen die de celdeling regelen.

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Live-beeldvorming van de<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Preparation of Mitochondrial Enriched Fractions for Metabolic Analysis in Drosophila

Voorbereiding van mitochondriaal verrijkte fracties voor Metabole analyse in<em&gt; Drosophila</em

Since mitochondria play roles in amino acid metabolism, carbohydrate metabolism and fatty acid oxidation, defects in mitochondrial function often ...

Observing Mitotic Division and Dynamics in a Live Zebrafish Embryo

Observeren mitotische deling en Dynamiek in een live zebravis embryo

Mitosis is critical for organismal growth and differentiation. The process is highly dynamic and requires ordered events to accomplish proper chromatin ...

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In Vitro Ovule Cultivation for Live-cell Imaging of Zygote Polarization and Embryo Patterning in Arabidopsis thaliana

In Vitro Zaadknop teelt voor Live-cel Imaging van Zygote polarisatie en Embryo patronen in Arabidopsis thaliana

In most flowering plants, the zygote and embryo are hidden deep in the mother tissue, and thus it has long been a mystery of how they develop dynamically; ...

Live Imaging of Mouse Secondary Palate Fusion

The fusion of the secondary palatal shelves to form the intact secondary palate is a key process in mammalian development and its disruption can lead to ...

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

Methoden voor Imaging intracellulaire pH van de follikel stamcel overdrachtslijn in Live Drosophila eierstokweefsel

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

Dissectie en kleuring van Drosophila pop eierstokken

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a ...

Dissection of the Drosophila Pupal Retina for Immunohistochemistry, Western Analysis, and RNA Isolation

Dissection of the Drosophila Pupal Retina for Immunohistochemistry, Western Analysis, and RNA Isolation

Dissectie van de Drosophila pop netvlies voor Immunohistochemistry, westelijke analyse en RNA isolatie

The Drosophila pupal retina provides an excellent model system for the study of morphogenetic processes during development. In this paper, we present a ...

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Live Imaging and Analysis of Muscle Contractions in Drosophila Embryo

Live beeldvorming en analyse van spiercontracties in Drosophila embryo

Coordinated muscle contractions are a form of rhythmic behavior seen early during development in Drosophila embryos. Neuronal sensory feedback circuits ...