Name: characterization of amyloid structures in aging c. elegans using fluorescence lifetime imaging
Uploaded: 2020-03-27T15:00:00
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La souche muscle-Q40-MRFP fournie par la CCG, qui est financée par le Bureau des programmes d’infrastructure de recherche des NIH (P40 OD010440). Le neuronal-Q40-CFP était un bon cadeau du Morimoto Lab. Nous reconnaissons le DFG (KI-1988/5-1 à JK, neuroCure PhD fellowship par le Groupe d’excellence NeuroCure à MLP), EMBO (bourse à court terme à MLP) et la Société des biologistes (subventions de voyage à CG et MLP) pour le financement. Nous reconnaissons également l’installation d’imagerie par microscopie lumineuse avancée du Centre max Delbrack de médecine moléculaire de Berlin pour avoir fourni la configuration pour l’image des constructions YFP.

1. Synchronisation de C. elegans
<ol><li>Synchroniser C. elegans soit par traitement de solution d’hypochlorite alcaline ou via la ponte simple pour 4 h à 20 oC8.</li>
	<li>Cultivez et maintenez les nématodes à 20 oC sur les plaques moyennes de croissance des nématodes (NGM) ensemencées avec OP50 E. coli selon les procédures standard9. Vieillissez les nématodes jusqu’au stade ou au jour du développement désiré. REMARQUE : Dans c...

<ol>
	<li>Klaips, C. L., Jayaraj, G. G., Hartl, F. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathways+of+cellular+proteostasis+in+aging+and+disease.">Pathways of cellular proteostasis in aging and disease.</a> Journal of Cell Biology. 217 (1), 51-63 (2018).</li><li>Kikis, E. 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W., Phillips, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-resolved+fluorescence+microscopy.">Time-resolved fluorescence microscopy.</a> Photochemical and Photobiological Sciences. 4 (1), 13-22 (2005).</li></ol>

Le protocole présenté ici décrit une technique à base de microscopie pour identifier les espèces agrégées dans le système modèle C. elegans. FLIM peut caractériser avec précision la présence d’espèces agrégées et solubles fusionnées à un fluorophore par mesure de leurs caries de fluorescence à vie. Lorsqu’une protéine de fusion commence à agréger sa durée de vie moyenne enregistrée passera d’une valeur plus élevée à une valeur inférieurede 16. La propensio...

L’agrégation protéique se produit à la fois dans le vieillissement et la maladie. Les voies qui mènent à la formation et au dépôt de grands amyloïdes ou d’inclusions amorphes sont difficiles à suivre et leur cinétique est tout aussi difficile à démêler. Les protéines peuvent se tromper en raison de mutations intrinsèques dans leurs séquences de codage, comme dans le cas des maladies génétiques. Les protéines se déplient également parce que le réseau de protéostasie (PN) qui les maintient solubles et correctement pliés est altéré, comme cela arrive pendant le vieillissement. Le PN comprend les chaperons moléculaires et les machines de dégradation et est responsable de la biogenèse, le pliage, le trafic et la dégradation des protéines1.
C. elegans est apparu comme un modèle pour étudier le vieillissement et la maladie en raison de sa courte durée de vie, la nature isogénique, et la facilité de manipulation génétique. Plusieurs souches transgéniques C. elegans qui expriment des protéines pathogènes humaines dans les tissus vulnérables ont été créées. Fait important, bon nombre des souches contenant des protéines sujettes à l’agrégation récapitulent la marque des troubles amyloïdes, la formation de grandes inclusions. Grâce au corps transparent de C. elegans, ces agrégats peuvent être visualisés in vivo, non invasivement et nontructivement2. Générer n’importe quelle protéine d’intérêt (POI) dans la fusion avec un fluorophore permet d’étudier ses emplacements, le trafic, le réseau d’interaction, et le destin général.
Nous présentons un protocole pour surveiller l’agrégation des protéines pathogènes dans la microscopie imageuse vivante et vieillissante de C. eleganpar l’intermédiaire de la microscopie imageuse à vie de fluorescence (FLIM). FLIM est une technique puissante basée sur la durée de vie d’un fluorophore, plutôt que sur ses spectres d’émission. La durée de vie (tau,) est définie comme le temps moyen requis par un photon pour se décomposer de son état excité de retour à son état au sol. La durée de vie d’une molécule donnée est calculée avec la technique de domaine temporel du comptage du photon unique en corrélation temporelle (TCSPC). Dans TCSPC-FLIM, la fonction de désintégration fluorescente est obtenue en excitant le fluorophore avec des impulsions laser courtes et à haute fréquence et en mesurant les heures d’arrivée du photon émis à un détecteur en ce qui concerne les impulsions. Lors de la numérisation d’un échantillon, un tableau de données tridimensionnel est créé pour chaque pixel : le tableau comprend des informations sur la distribution des photons dans leurs coordonnées spatiales x,y et leur courbe de désintégration temporelle. Un échantillon donné devient donc une carte des vies révélant des informations sur la structure de la protéine, la liaison et l’environnement3,4. Chaque protéine fluorescente possède une durée de vie intrinsèque et précisément définie, généralement de quelques nanosecondes (ns), dépendante de ses propriétés physiochimiques. Fait important, la durée de vie d’un fluorophore est indépendante de sa concentration, de son intensité fluorescente et de la méthodologie d’imagerie. Cependant, au sein d’un système biologique, il peut être affecté par des facteurs environnementaux tels que le pH, la température, les concentrations d’ions, la saturation en oxygène et ses partenaires d’interaction. Les durées de vie sont également sensibles aux changements structurels internes et à l’orientation. Le fusion d’un fluorophore à un POI entraîne un changement dans sa vie et, par conséquent, des informations sur le comportement de la protéine fusionnée. Lorsqu’un fluorophore est entouré ou encapsulé dans un environnement étroitement lié, comme les feuilles bêta antiparallel d’une structure amyloïde, il perd de l’énergie de façon non radiative, un processus connu sous le nom d’étanchéité5. L’étanchéité du fluorophore entraîne un raccourcissement de sa durée de vie apparente. Lorsqu’elle est soluble, la durée de vie d’une protéine restera plus proche de sa valeur d’origine et plus élevée. En revanche, quand une protéine commence à s’agréger, sa durée de vie passera inévitablement à une valeur inférieure6,7. Par conséquent, il devient possible de surveiller la propension à l’agrégation de toute protéine amyloïde-formant à différents âges dans la vie C. elegans.
Ici, nous décrivons un protocole pour analyser l’agrégation d’une protéine de fusion comprenant différentes étendues de polyglutamine (CAG, Q) (Q40, Q44, et Q85). Nous physions comment la technique peut être appliquée également à différents fluorophores, tels que la protéine fluorescente cyane (PCP), la protéine fluorescente jaune (YFP) et la protéine fluorescente rouge monomérique (mRFP); et dans tous les tissus de C. elegans, y compris les neurones, les muscles et l’intestin. En outre, dans le contexte de la protéostasie, la FLIM est un outil très utile pour observer les changements lors de l’épuisement des chaperons moléculaires. Abattre l’un des principaux chaperons moléculaires, protéine de choc thermique 1 (hsp-1), via l’interférence de l’ARN produit un mauvais pliage prématuré des protéines. L’augmentation de la charge d’agrégation en raison du vieillissement, de la maladie, ou des chaperons déficients, est alors mesurée comme une diminution de la durée de vie de fluorescence.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Agar-Agar Kobe I</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>5210.2</td>
			<td>NGM component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ahringer Library hsp-1 siRNA</td>
			<td>Source BioScience UK Limited</td>
			<td>F26D10.3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ampicillin</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>K029.3</td>
			<td>Antibiotic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B&#38;H DCS-120 SPC-150</td>
			<td>Becker &#38; Hickl GmbH</td>
			<td></td>
			<td>FLIM Aquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>B&#38;H SPC830-SPC Image</td>
			<td>Becker &#38; Hickl GmbH</td>
			<td></td>
			<td>FLIM Aquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Bacto Peptone</td>
			<td>BD-Bionsciences</td>
			<td>211677</td>
			<td>NGM component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C. elegans iQ44-YFP</td>
			<td>CAENORHABDITIS GENETICS CENTER (CGC)</td>
			<td>OG412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C. elegans iQ85-YFP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kind gift from Morimoto Lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C. elegans mQ40-RFP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kind gift from Morimoto Lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C. elegans nQ40-CFP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Kind gift from Morimoto Lab</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Deckgl&#228;ser-18x18mm</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>0657.2</td>
			<td>Cover slips</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl-&#946;-D-thiogalactopyranosid (IPTG)</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>2316.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica M165 FC</td>
			<td>Leica Camera AG</td>
			<td></td>
			<td>Mounting Stereomicroscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leica TCS SP5</td>
			<td>Leica Camera AG</td>
			<td></td>
			<td>Confocal Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Levamisole Hydrochloride</td>
			<td>AppliChem GmbH</td>
			<td>A4341</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OP50 Escherichia coli</td>
			<td>CAENORHABDITIS GENETICS CENTER (CGC)</td>
			<td>OP50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PicoQuant PicoHarp300</td>
			<td>PicoQuant GmbH</td>
			<td></td>
			<td>FLIM Aquisition software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Azide</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>K305.1</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>3957.2</td>
			<td>NGM component</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard-Objekttr&#228;ger</td>
			<td>Carl Roth GmbH + Co. KG</td>
			<td>0656.1</td>
			<td>Glass slides</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Agarose</td>
			<td>Bio &#38; Sell GmbH</td>
			<td>BS20.46.500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss AxioObserver.Z1</td>
			<td>Carl Zeiss AG</td>
			<td></td>
			<td>Confocal Microscope</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zeiss LSM510-Meta NLO</td>
			<td>Carl Zeiss AG</td>
			<td></td>
			<td>Confocal Microscope</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

characterization of amyloid structures in aging c. elegans using fluorescence lifetime imaging

Les fibrilles amyloïdes sont associées à un certain nombre de maladies neurodégénératives comme la maladie de Huntington, la maladie de Parkinson ou la maladie d’Alzheimer. Ces fibrilles amyloïdes peuvent séquestrer des protéines métastables endogènes ainsi que des composants du réseau de protéostasie (PN) et exacerber ainsi les mauvais pliages de protéine dans la cellule. Il existe un nombre limité d’outils disponibles pour évaluer le processus d’agrégation des protéines amyloïdes chez un animal. Nous présentons un protocole pour la microscopie à vie de fluorescence (FLIM) qui permet la surveillance ainsi que la quantification de la fibrilisation amyloïde dans des cellules spécifiques, telles que les neurones, d’une manière non invasive et avec la progression du vieillissement et sur la perturbation de le PN. La FLIM est indépendante des niveaux d’expression du fluorophore et permet une analyse du processus d’agrégation sans autre coloration ni blanchiment. Les fluorophores sont étanchéités lorsqu’elles sont à proximité des structures amyloïdes, ce qui entraîne une diminution de la durée de vie de la fluorescence. L’étanchéité est directement corrélée avec l’agrégation de la protéine amyloïde. FLIM est une technique polyvalente qui peut être appliquée pour comparer le processus de fibrilisation de différentes protéines amyloïdes, stimuli environnementaux, ou des antécédents génétiques in vivo d’une manière non invasive.

Le protocole montre comment surveiller avec précision la formation d’espèces agrégées dans les C. elegansvivants, tant pendant son vieillissement naturel que lorsqu’elles sont soumises au stress. Nous avons sélectionné quatre souches différentes de nématodes transgéniques exprimant des protéines de polyglutamine de 40Q, 44Q, ou 85Q répétitions. Ces protéines sont synthétisées dans différents tissus et ont été fusionnées à différents fluorophores. Les souc...

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Characterization of Amyloid Structures in Aging C. Elegans Using Fluorescence Lifetime Imaging

L’imagerie à vie de fluorescence surveille, quantifie et distingue les tendances d’agrégation des protéines dans les modèles vivants, vieillissants et stressés de la maladie de C. elegans.

Caractérisation des structures amyloïdes dans le vieillissement C. Elegans à l’aide de l’imagerie à vie de fluorescence

Amyloid fibrils are associated with a number of neurodegenerative diseases such as Huntington&#39;s, Parkinson&#39;s, or Alzheimer&#39;s disease. These ...

La méthode nous permet de distinguer clairement les structures intégrées des protéines amyloïdes des homologues solubles et même accumulés. La technique est exécutée in vivo d’une manière non invasive avec peu ou pas d’effets secondaires toxiques. Comme il dépend des propriétés fluorescentes du fluorophore lui-même, il est très robuste et reproductible au fil du temps.FLIM a été utilisé dans le domaine du diagnostic du cancer. Cependant, nous l’employons pour étudier les mécanismes de base de l’agrégation des protéines qui sont en effet pertinents pour les maladies neurodégénératives. La méthodologie peut être utilisée dans le domaine de l’agrégation protéique.Tant que la protéine associée à la maladie est étiquetée avec une sonde fluorescente, elle peut être suivie et surveillée au fil du temps. Les composés et les stratégies qui favorisent ou empêchent l’agrégation peuvent être étudiés avec succès. Tout système biologique qui permet d’être visualisé par microscopie légère convient à la FLIM in vivo ou ex vivo, par exemple dans la culture cellulaire, dans les échantillons fixated ou permeabilized et dans n’importe quel milieu nécessaire.Assurez-vous de tester les propriétés de votre fluorophore sélectionné dans le nématode avant d’obtenir des données expérimentales et de tester que la configuration est entièrement fonctionnelle avant d’acquérir des mesures. Pour commencer, cultivez et maintenez les nématodes à 20 degrés Celsius sur les plaques NGM. Age les nématodes jusqu’au quatrième jour de la vie que les jeunes adultes et le huitième jour de la vie que les adultes âgés.Le jour de l’imagerie, commencez par préparer les diapositives d’imagerie. Placer l’agarose et l’eau distillée double à une concentration de 3% de poids en volume. Transférer dans un four à micro-ondes pour faire fondre, puis laisser refroidir légèrement.Couper la pointe d’une pointe de pipette d’un millilitre et prendre environ 200 microlitres de l’agarose fondue. Pipette l’agarose sur une glissière de verre propre et placez immédiatement une deuxième sur le dessus en évitant la formation de bulles. Laissez sécher les glissières et retirez délicatement la glissière supérieure en verre.Le résultat est une glissade en verre avec une surface même agarose où les nématodes seront positionnés. Une fois que la configuration d’imagerie est prête à l’emploi, travaillant sous un microscope stéréo, placez une goutte de 10 microlitres de composé anesthésique sur un tampon d’agarose et transférez doucement cinq à 10 nématodes dedans. Utilisez une pointe de cils pour séparer les nématodes.Gardez-les proches les uns des autres mais ne touchant pas pour permettre une localisation plus facile des nématodes lors de l’acquisition d’images. Superposer soigneusement les nématodes avec un coverslip. Moins d’une heure après le montage, prendre des mesures.Assurez-vous que les nématodes sont complètement immobiles. Ouvrez le logiciel d’acquisition FLIM. Localisez le bouton onglet et appuyez sur activer les sorties.Placez la glissière avec le C.elegans monté sur la scène et à l’aide d’un objectif de grossissement 10X en mode transmission, localisez la position des nématodes sur la diapositive. Retirez la glissière, passez l’objectif à un objectif de grossissement 63X et appliquez le milieu d’immersion requis. Placez la glissade sur la scène et localisez les nématodes.Commencez à numériser l’échantillon. Sélectionnez une région d’intérêt et concentrez-vous sur son plan de projection maximum. Sur l’interface du logiciel FLIM, prévisualisez le nombre de photons détectés.La valeur ADC doit être entre une fois 10 à la quatrième et une fois 10 à la cinquième. Si nécessaire, déplacez l’accent sur un plan différent ou augmentez la puissance laser pour recueillir plus de photons. Assurez-vous d’éviter le carambolage photon, mais de recueillir une quantité suffisante de photons pour créer un bon ajustement et la mesure à vie.Dans la barre de menu, sélectionnez l’onglet pour définir les paramètres d’acquisition. Sélectionnez la synchronisation d’analyse pour permettre la détection d’un seul photon. Définissez l’acquisition à un temps fixe ou à un nombre fixe de photons.Appuyez sur commencer l’acquisition. Ouvrez le logiciel et importez des fichiers de données FLIM via le fichier, chargez les données FLIM. Chargez tous les échantillons à partir d’une seule condition, même s’ils sont obtenus dans différentes sessions et à partir de différentes répétitions biologiques.Si nécessaire, segment à signaler nématode pour de nombreuses images FLIM via segmentation, gestionnaire de segmentation. Faites glisser l’outil de culture autour de la zone d’intérêt jusqu’à ce qu’il soit mis en évidence. Une fois terminé, appuyez sur OK. Sélectionnez une petite région où apparaît l’image basée sur l’intensité d’un C.elegans.La courbe de décomposition de cette région apparaît dans la grande fenêtre de décomposition sur le côté droit de l’interface. Pour extrapoler la durée de vie, sur l’onglet données, définissez une valeur minimale intégrée arbitraire entre 40 et 300 pour exclure tous les pixels trop faibles pour produire un bon ajustement. Sélectionnez un minimum de temps et un nombre maximum de temps pour limiter le signal FLIM à ces valeurs.Ne modifiez pas le photon de dénombrement prédéfinis d’un. Entrez le taux de répétition dans le mégahertz du laser utilisé lors de l’acquisition. Entrez une valeur maximale de porte pour exclure tous les pixels saturés.Sur l’onglet durée de vie, sélectionnez un raccord global à utiliser. Ne modifiez aucun autre paramètre, sauf le nombre de sélection exponentielle s’il est connu que la désintégration de fluorescence choisie est multi-exponentielle et présente plus d’une seule durée de vie. Téléchargez l’IRF via le menu IRF.Pour estimer le décalage IRF, sélectionnez IRF, estimer le décalage IRF. Un ensemble de valeurs s’affiche automatiquement sur l’onglet IRF. Une fois que cela est établi, ne modifiez pas d’autres paramètres de cet onglet.Une fois que tous les paramètres sont définis, appuyez sur l’ensemble de données d’ajustement. L’ajustement résultant mis en évidence dans une ligne bleue devrait se chevaucher avec tous les événements. Un bon ajustement est obtenu lorsque tous les événements sont alignés le long de l’ajustement.Cliquez sur l’onglet paramètres situé dans les menus en haut à droite de l’interface du logiciel et sélectionnez statistique, moyenne pondérée, et vérifiez que la valeur carrée chi est aussi proche que possible d’un. La valeur à vie de l’image sélectionnée est ainsi révélée comme tau one. Exportez toute information d’intérêt par le biais de fichiers, d’images d’intensité d’exportation, d’une table de résultats adaptée, d’images, d’histogrammes.Des cartes représentatives de C.elegans exprimant la DP Q40 musclée le quatrième jour ou le huitième jour de la vie sont présentées ici. Le tronçon Q plus long de l’IQ85 était plus enclin à l’agrégation et a montré un décalage à vie de fluorescence dans l’histogramme déjà au quatrième jour de la vie. En fait, au quatrième jour, la formation de foyers a été observée pour IQ85 alors qu’il était encore absent dans IQ44.Sur le vieillissement, cependant, IQ44 a également montré la formation de foyers et donc une durée de vie réduite de fluorescence. Enfin, la formation de foyers n’a pas été détectée et n’a pas diminué la durée de vie de fluorescence dans la souche NQ40CFP. Pour cette souche, il n’y avait que des changements subtils non significatifs à la durée de vie moyenne de fluorescence au vieillissement.Une fois que le modèle nématode est établi, la quantité de photons recueillis est primordiale pour obtenir un bon ajustement à vie. La méthode peut être davantage conjointe avec différentes techniques telles que le transfert d’énergie de résonance de Forster, fret, récupération de fluorescence après photobleaching, FRAP, ou mesure. Toutes ces adaptations fournissent des informations supplémentaires sur les propriétés des études protéiques et sa forme agrégée.Dans le domaine de l’agrégation protéique et de l’homéostasie protéique, la technique a permis d’étudier toute perturbation imposée au système, la distribution de différentes espèces de protéines, et le trafic et en général la différence et l’importance des fractions de protéines solubles et insolubles au sein de l’organisme vivant. L’azide de sodium anesthésique est toxique et doit être manipulé avec des gants et des lunettes et dilué sous une hotte de fumée. Parce que la technique est basée sur la microscopie, il est important de suivre tous les avertissements liés au travail avec les lasers.

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Characterization of Amyloid Structures in Aging C. Elegans Using Fluorescence Lifetime Imaging

Imaging Amyloid Tissues Stained with Luminescent Conjugated Oligothiophenes by Hyperspectral Confocal Microscopy and Fluorescence Lifetime Imaging

Imagerie des tissus amyloïdes colorées avec Luminescent thiol conjugués par Hyperspectral confocale microscopie et imagerie de Fluorescence Lifetime

Proteins that deposit as amyloid in tissues throughout the body can be the cause or consequence of a large number of diseases. Among these we find ...

Recherche

Biochimie

Structural Characterization of Mannan Cell Wall Polysaccharides in Plants Using PACE

Caractérisation des Polysaccharides pariétaux Mannan chez les plantes à l’aide de rythme

Plant cell wall polysaccharides are notoriously difficult to analyze, and most methods require expensive equipment, skilled operators, and large amounts ...

A Simple Method for High Throughput Chemical Screening in Caenorhabditis Elegans

A Simple Method for High Throughput Chemical Screening in Caenorhabditis Elegans

Une méthode Simple pour le criblage à haut débit chimique chez Caenorhabditis Elegans

Caenorhabditis elegans is a useful organism for testing chemical effects on physiology. Whole organism small molecule screens offer significant advantages ...

Growing Protein Crystals with Distinct Dimensions Using Automated Crystallization Coupled with In Situ Dynamic Light Scattering

Growing Protein Crystals with Distinct Dimensions Using Automated Crystallization Coupled with In Situ Dynamic Light Scattering

Des cristaux de protéine croissante avec des Dimensions distinctes à l’aide d’automatisé cristallisation couplée avec In Situ diffusion dynamique de la lumière

The automated crystallization device is a patented technique1 especially developed for monitoring protein crystallization experiments with the aim to ...

Use of Two Dimensional Semi-denaturing Detergent Agarose Gel Electrophoresis to Confirm Size Heterogeneity of Amyloid or Amyloid-like Fibers

Utilisation de deux dimensions semi dénaturation détergent Gel d’agarose pour confirmer l’hétérogénéité de la taille des fibres amyloïdes ou type amyloïde

Amyloid or amyloid-like fibers have been associated with many human diseases, and are now being discovered to be important for many signaling pathways. ...

Calibration-free In Vitro Quantification of Protein Homo-oligomerization Using Commercial Instrumentation and Free, Open Source Brightness Analysis Software

Calibration-free In Vitro Quantification of Protein Homo-oligomerization Using Commercial Instrumentation and Free, Open Source Brightness Analysis Software

Exempt de calibration In Vitro la Quantification des protéines Homo-oligomérisation à l’aide d’instruments commerciaux et Open Source gratuit, logiciel d’analyse de luminosité

Number and brightness is a calibration-free fluorescence fluctuation spectroscopy (FFS) technique for detecting protein homo-oligomerization. It can be ...

Rapid Fluorescence-based Characterization of Single Extracellular Vesicles in Human Blood with Nanoparticle-tracking Analysis

Caractérisation de basés sur la Fluorescence rapide unique vésicules extracellulaire dans le sang humain avec analyse de suivi des nanoparticules

Extracellular vesicles (EVs), including exosomes, are specialized membranous nano-sized vesicles found in bodily fluids that are constitutively released ...

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles In Vivo

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for ...

Interactions with and Membrane Permeabilization of Brain Mitochondria by Amyloid Fibrils

Interactions avec et perméabilisation des membranes des mitochondries cérébrales par amyloïde Fibrils

A growing body of evidence indicates that membrane permeabilization, including internal membranes such as mitochondria, is a common feature and primary ...

SUMO-Binding Entities (SUBEs) as Tools for the Enrichment, Isolation, Identification, and Characterization of the SUMO Proteome in Liver Cancer

SUMO-Binding Entities SUBEs as Tools for the Enrichment, Isolation, Identification, and Characterization of the SUMO Proteome in Liver Cancer

SumO-Binding Entities (SUBEs) comme outils pour l'enrichissement, l'isolement, l'identification et la caractérisation du protéome SUMO dans le cancer du foie

Post-translational modification is a key mechanism regulating protein homeostasis and function in eukaryotic cells. Among all ubiquitin-like proteins in ...