Name: induction of leptomeningeal cells modification via intracisternal injection
Uploaded: 2020-05-07T14:30:00
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Diese Studie wurde durch Stipendien des Schwedischen Forschungsrats, der Schwedischen Krebsgesellschaft, der Schwedischen Stiftung für Strategische Forschung, Knut och Alice Wallenbergs Stiftelse und des Strategischen Forschungsprogramms für Stammzellen und Regenerative Medizin am Karolinska Institutet (StratRegen) unterstützt.

Die hiermit vorgestellten chirurgischen Verfahren wurden von der Stockholmerin Norra Djurförsöksetiska Nämnd genehmigt und in Übereinstimmung mit den Spezifikationen des Forschungsinstituts (Karolinska-Institut, Schweden) durchgeführt.
HINWEIS: Die intrazisternale Injektion kann flexibel für mehrere Forschungszwecke angepasst werden. Wir stellen im Folgenden ein Verfahren vor, das entwickelt wurde, um Leptomeningealzellen effizient für die Schicksalskartierung auf der G...

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	<li>Vanlandewijck, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+molecular+atlas+of+cell+types+and+zonation+in+the+brain+vasculature.">A molecular atlas of cell types and zonation in the brain vasculature.</a> Nature. 554 (7693), 475-480 (2018).</li><li>Whish, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+inner+CSF-brain+barrier:+developmentally+controlled+access+to+the+brain+via+intercellular+junctions.">The inner CSF-brain barrier: developmentally controlled access to the brain via intercellular junctions.</a> Frontiers in Neuroscience. 9, 16 (2015).</li><li>Weller, R. O., Sharp, M. M., Christodoulides, M., Carare, R. O., Mollgard, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+meninges+as+barriers+and+facilitators+for+the+movement+of+fluid,+cells+and+pathogens+related+to+the+rodent+and+human+CNS.">The meninges as barriers and facilitators for the movement of fluid, cells and pathogens related to the rodent and human CNS.</a> Acta Neuropathologica. 135 (3), 363-385 (2018).</li><li>Choe, Y., Siegenthaler, J. A., Pleasure, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+cascade+of+morphogenic+signaling+initiated+by+the+meninges+controls+corpus+callosum+formation.">A cascade of morphogenic signaling initiated by the meninges controls corpus callosum formation.</a> Neuron. 73 (4), 698-712 (2012).</li><li>Siegenthaler, J. 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L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cannula+Implantation+into+the+Cisterna+Magna+of+Rodents.">Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).</li><li>Iliff, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+paravascular+pathway+facilitates+CSF+flow+through+the+brain+parenchyma+and+the+clearance+of+interstitial+solutes,+including+amyloid+beta.">A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta.</a> Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).</li><li>Coureuil, M., Lecuyer, H., Bourdoulous, S., Nassif, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+journey+into+the+brain:+insight+into+how+bacterial+pathogens+cross+blood-brain+barriers.">A journey into the brain: insight into how bacterial pathogens cross blood-brain barriers.</a> Nature Reviews Microbiology. 15 (3), 149-159 (2017).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li><li>Slezak, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+conditional+gene+manipulation+in+astroglial+cells.">Transgenic mice for conditional gene manipulation in astroglial cells.</a> Glia. 55 (15), 1565-1576 (2007).</li><li>Hardy, S. J., Christodoulides, M., Weller, R. O., Heckels, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+Neisseria+meningitidis+with+cells+of+the+human+meninges.">Interactions of Neisseria meningitidis with cells of the human meninges.</a> Molecular Microbiology. 36 (4), 817-829 (2000).</li><li>Colicchio, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+meningococcal+ABC-Type+L-glutamate+transporter+GltT+is+necessary+for+the+development+of+experimental+meningitis+in+mice.">The meningococcal ABC-Type L-glutamate transporter GltT is necessary for the development of experimental meningitis in mice.</a> Infection and Immunity. 77 (9), 3578-3587 (2009).</li><li>Ricci, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+matrix+metalloproteinases+attenuates+brain+damage+in+experimental+meningococcal+meningitis.">Inhibition of matrix metalloproteinases attenuates brain damage in experimental meningococcal meningitis.</a> BMC Infectious Diseases. 14, 726 (2014).</li></ol>

Das hier skizzierte Protokoll stellt ein einfaches und reproduzierbares Verfahren zur Kennzeichnung von Leptomeningealzellen für die Schicksalskartierung dar. Wir verwenden die intrazisternale Injektion von Endoxifen, einem aktiven Metaboliten von Tamoxifen, um die Expression von tdTomato fluoreszierendem Reporter in Cx30-CreER zu induzieren; R26R-tdTomatenmäuse12,13.
Im Vergleich zu anderen Protokollen, die für den Zugang zur Zereb...

Leptomeningeale Zellen sind eine fibroblastenartige Population von Zellen, die in einer dünnen Schicht organisiert sind, die das Gehirn überlagert und Gene exzessiiert, die in kollagenvernetzung (z. B. Dcn und Lum) und bei der Etablierung einer Hirn-Meningealbarriere (z. B. Cldn11)1,2beteiligt sind. Leptomeningeale Zellen sind in eine breite Palette von physiologischen Funktionen involviert, von der strengen Kontrolle über die Zerebrospinalflüssigkeit Drainage3, um Führung der neuronalen Vorläufer im sich entwickelnden Gehirn4,5. Eine aktuelle Studie hat auch vorgeschlagen, dass Leptomeninges beim Neugeborenen radialgliaartige Zellen beherbergen können, die in das Gehirn parenchyma wandern und sich zu funktionellen kortikalen Neuronen entwickeln6.
Leptomeningealzellen befinden sich in unmittelbarer Nähe zu Oberflächenastrozyten und teilen sich mit ihnen, sowie andere parenchymale Astroglia, Expression von Connexin-30 (Cx30)7. Das unten beschriebene chirurgische Verfahren ermöglicht eine weit verbreitete und spezifische Kennzeichnung dieser Meningealzellen über eine einmalige Abgabe von Endoxifen in die Zisternenmagna von transgenen Mäusen, die tdTomato in Cx30+ Zellen konditionell ausdrücken (d. h. mit einem CreER-loxP-System zur Schicksalskartierung). Endoxifen ist ein aktiver Metabolit von Tamoxifen und induziert eine Rekombination von CreER-exezierenden Zellen auf die gleiche Weise wie Tamoxifen. Es ist jedoch die empfohlene Lösung für die topische Anwendung, da es sich in 5-10% DMSO auflöst, anstatt hohe Konzentrationen von Ethanol. Darüber hinaus überschreitet Endoxifen nicht die Hirn-Meningeal-Barriere und ermöglicht somit eine spezifische Rekombination von Leptomeningealzellen, ohne die zugrunde liegende Cx30+ astrogliale Population zu kennnieren (siehe Repräsentative Ergebnisse).
Die hier vorgestellte Technik zielt darauf ab, die Verbindung manuell und sicher in die Zerebrospinalflüssigkeit zu injizieren, über den direkten Zugang zur Zisterne magna. Im Gegensatz zu anderen, invasiveren Verfahren, die eine Kraniotomie erfordern, ermöglicht dieser Ansatz, Verbindungen zu infundieren, ohne schäden am Schädel oder am Hirnparenchym zu verursachen. Daher ist es nicht mit der Induktion von Entzündungsreaktionen verbunden, die durch die Aktivierung von parenchymalen Gliazellen ausgelöst werden. Ähnlich wie bei anderen Injektionsstrategien, die vor8,9,10beschrieben wurden, beruht der gegenwärtige Ansatz auf der chirurgischen Exposition der atlanto-okzipitalen Duralmembran, die die Zisterne magna bedeckt, nach stumpfer Zerlegung der überlagernden Nackenmuskulatur. Im Gegensatz zu anderen Verfahren empfehlen wir jedoch die Verwendung einer an der Spitze gebogenen Nadel, die während der Verabreichung gegen den okzipitalen Knochen stabilisiert werden kann. Dadurch wird verhindert, dass die Nadel zu tief eindringt und das darunter liegende Kleinhirn und die Medulla beschädigt.
Dieses chirurgische Verfahren ist kompatibel mit Linienverfolgungsuntersuchungen, die darauf abzielen, Veränderungen in Zellidentitäten und Migrationsrouten durch parenchymale Schichten zu kartieren. Es kann auch an genetische Ablationsstudien angepasst werden, die die Rolle von Leptomeningealzellen bei Gesundheit und Krankheit untersuchen wollen, wie ihren Beitrag zur kortikalen Entwicklung5 oder die Verbreitung von bakterieller Meningitis3,11. Schließlich kann es verwendet werden, um zerebrospinale Flüssigkeit Bewegung zu verfolgen, in Kombination mit der Lieferung von fluoreszierenden Tracern bei Wildtieren.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anesthesia unit</td>
			<td>Univentor 410</td>
			<td>8323102</td>
			<td>Complete of vaporizer, chamber, and tubing that connects to chamber and mouse head holder</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia (Isoflurane)</td>
			<td>Baxter Medical AB</td>
			<td>000890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>PVP1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen</td>
			<td>Orion Pharma AB</td>
			<td>014920</td>
			<td>Commercial name Rymadil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cyanoacrylate glue</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td>0258.1</td>
			<td>Use silk 5-0 sutures, in alternative</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medbond Tissue Glue</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>50479</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endoxifen</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>E8284</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol 70%</td>
			<td>Histolab</td>
			<td>01370</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hamilton syringe (30G beveled needle)</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>80300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lidocaine</td>
			<td>Aspen Nordic</td>
			<td>520455</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse head holder</td>
			<td>Narishige International</td>
			<td>SGM-4</td>
			<td>With mouth piece for inhalational anhestetics. Alternatively, use a stereotactic frame</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15009-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaver</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>GT420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile absorption spears</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18105-01</td>
			<td>Sterile cotton swabs are also a good option</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical separator</td>
			<td>World Precision Instrument</td>
			<td>501897</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tweezers</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>11251-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viscotears</td>
			<td>Bausch&#38;Lomb Nordic AB</td>
			<td>541760</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

induction of leptomeningeal cells modification via intracisternal injection

Das hier skizzierte Protokoll beschreibt, wie man Lösungen sicher und manuell durch die Zisterne magna injiziert und gleichzeitig das Risiko einer Beschädigung des zugrunde liegenden Parenchyms eliminiert. Zuvor veröffentlichte Protokolle empfehlen die Verwendung von geraden Nadeln, die von der Duraloberfläche auf maximal 1-2 mm abgesenkt werden sollten. Der plötzliche Rückgang des Widerstands, sobald die Duralmembran durchlöchert wurde, macht es schwierig, die Nadel in einer stabilen Position zu halten. Unsere Methode verwendet stattdessen eine an der Spitze gebogene Nadel, die gegen den okzipitalen Knochen des Schädels stabilisiert werden kann, wodurch verhindert wird, dass die Spritze nach perforation der Duralmembran in das Gewebe eindringt. Das Verfahren ist einfach, reproduzierbar und verursacht keine lang anhaltenden Beschwerden bei den operierten Tieren. Wir beschreiben die intrazisternale Injektionsstrategie im Kontext der genetischen Schicksalskartierung von vaskulären Leptomeningealzellen. Die gleiche Technik kann darüber hinaus verwendet werden, um eine breite Palette von Forschungsfragen zu beantworten, wie die Untersuchung der Rolle von Leptomeningen in der Neuroentwicklung und die Verbreitung von bakteriellen Meningitis, durch genetische Ablation von Genen, die angeblich in diese Phänomene involviert sind. Darüber hinaus kann das Verfahren mit einem automatisierten Infusionssystem für eine konstante Abgabe kombiniert und zur Verfolgung der Bewegung von Zerebrospinalflüssigkeit durch Injektion fluoreszierender Moleküle verwendet werden.

Die intrazisternale Injektion von Endoxifen bei transgenen Mäusen, die CreER unter dem Cx30-Promotor13 exzieren, und einem induzierbaren fluoreszierenden Reporter ermöglicht eine spezifische Rekombination von Leptomeningealzellen, ohne die benachbarte Cx30-exezierende Oberfläche und parenchymale Astrozyten im Kortex zu kennlassen (Abbildung 1). Um Zugang zur Zisterne magna zu erhalten, wird das anästhesierte Tier mit seinem Körper...

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Induction of Leptomeningeal Cells Modification Via Intracisternal Injection

Wir beschreiben eine intrazisternale Injektion, die eine an der Spitze gebogene Nadel verwendet, die zum Schädel stabilisiert werden kann, wodurch das Risiko einer Schädigung des darunter liegenden Parenchyms beseitigt wird. Der Ansatz kann für die genetische Schicksalskartierung und Manipulation von Leptomeningealzellen und für die Verfolgung der Bewegung von Zerebrospinalflüssigkeit verwendet werden.

Induktion von Leptomeningealzellen Modifikation über intrazisternale Injektion

The protocol outlined here describes how to safely and manually inject solutions through the cisterna magna while eliminating the risk of damage to the ...

Unser chirurgisches Verfahren ermöglicht es der spezifischen Genbearbeitung von Leptomeningealzellen, ihre Funktion unter vielen physiologischen und pathologischen Bedingungen wie der Neuroentwicklung und der Ausbreitung der bakteriellen Meningitis zu untersuchen. Um Schäden während der intrazisternalen Abgabe von Endoxifen zu minimieren, verwenden wir eine gebogene Nadel, die gegen die kaudale Kante des Schädels gesichert werden kann, um zu verhindern, dass sie tiefer in das Gewebe eindringt. Das Verfahren kann verwendet werden, um die Rolle von Genen zu untersuchen, die Leptomeningealzellen durch Verlust und Gewinn von Funktionsexperimenten exzieren.Es kann auch angenommen werden, um den zerebrospinalen Flüssigkeitsfluss zu verfolgen. Die visuelle Demonstration dieser Methode wird eine erfolgreiche Identifizierung der Injektionsstelle für die intrazisternale Injektion und Verständnis dafür gewährleisten, wie die Nadel gegen den okzipitalen Knochen gesichert werden kann. Beginnen Sie mit der Vorbereitung einer Hamilton-Spritze mit einer 30 Gauge abgeschrägten Nadel für die Injektion.Verwenden Sie Zangen, um die Nadel auf 30 Grad drei Millimeter von der Spitze zu biegen. Als nächstes Endoxifen in 10% DMSO auf eine Konzentration von einem Milligramm pro Milliliter verdünnen und die Spritze verstauen. Anästhesisieren Sie das Tier in der Isofluran-Kammer.Stellen Sie dann den Mauskopfhalter so ein, dass sich das Mundstück etwa in einem 30-Grad-Winkel von der Oberfläche des OP-Tischs befindet, und fixieren Sie den Kopf des Tieres auf den Halter. Um die Zugänglichkeit zur Zisterne magna zu verbessern, positionieren Sie den Körper des Tieres etwa 30 Grad von der Oberfläche des Tisches mit dem Nachdruck nach unten geneigten Kopf, der einen Winkel von 120 Grad mit dem Rest des Körpers festlegt und den Nackenrücken ausdehnt, um den Zugang zur Cisterna magna zu erleichtern. Sobald das Tier richtig positioniert ist, ophthalmologische Salbe auftragen, den Nacken rasieren und den Bereich mit Alkoholtüchern und Betadine desinreinigen.Verwenden Sie eine chirurgische Schere, um einen Mittellinienschnitt zu machen, der auf der Ebene des okzipitalen Knochens beginnt und sich nach trägig ausdehnt. Trennen Sie vorsichtig das oberflächliche Bindegewebe und die Nackenmuskulatur, indem Sie seitlich von der Mittellinie mit feiner Spitzenpinzette ziehen, die die Duralmembran über der Zisternenmagnafreilage aussetzt. Positionieren Sie einen kleinen chirurgischen Separator, um die Visualisierung der Zisterne magna während des gesamten Verfahrens zu ermöglichen.Identifizieren Sie das kaudale Ende des Okzipitalknochens und setzen Sie die zuvor gebogene Nadel direkt darunter ein. Sobald die Dura perforiert ist, lassen Sie die gebogene Spitze der Nadel unter die Oberfläche eindringen, indem Sie die Spritze sanft nach oben und parallel zum Körper des Tieres ziehen, was für eine bessere Stabilität sorgt. Injizieren Sie die Verbindung langsam, um Interferenzen mit dem natürlichen Fluss der Zerebrospinalflüssigkeit zu vermeiden.Nach der Injektion die Nadel für eine Minute im Inneren ruhen lassen, dann vorsichtig mit Hilfe von feinen Spitzenzangen entfernen. Schließen Sie die Haut mit ein paar Tropfen Cyanoacrylat-Klebstoff und wenden Sie Lokalanästhetikum an der Injektionsstelle an. Entfernen Sie das Tier aus dem Halter und legen Sie es in einen sauberen Käfig auf einem Heizkissen.Dann stellen Sie sicher, das Tier zu überwachen, bis es das Bewusstsein wiedererlangt. Die intrazisternale Injektion von Endoxifen bei transgenen Mäusen, die CreER unter dem Cx30-Promotor exzieren, ermöglicht eine spezifische Rekombination von Leptomeningealzellen, ohne die benachbarten Cx30-Exzessen von Oberflächenastrozyten und parenchymalen Astrozyten im Kortex zu kennzeichnen. Dieses Injektionsprotokoll nutzt die physiologische Bewegung der Zerebrospinalflüssigkeit, so dass die Endoxifen-Lösung über den Subarachnoidenraum verteilt ist, um Leptomeningealzellen effizient neu zu kombinieren, die die Olfaktor-Lampen, Denkrinnen und Kleinhirnüberlagerungen überlagern.Die Lösung überschreitet nicht die Hirnmeningealbarriere oder kommt in Kontakt mit astroglialen Zellen des Parenchyms im Gegensatz zur systemischen Verabreichung durch orale Gavage. Die Rekombination von Leptomeningealzellen nach intrazisternaler Injektion wurde durch Pdgfr-alpha-Reaktivität identifiziert, während Oberflächen- und parenchymale Astrozyten, die Gfap exdrücken, unbeschriftet blieben. Beim Versuch dieses Experiments ist es wichtig, die Injektionsstelle für die intrazisternale Abgabe zu lokalisieren.Diese visuelle Demonstration bietet das technische Know-how, um das Verfahren durchzuführen und gleichzeitig das Risiko einer Beschädigung des neuronalen Gewebes unter ihm zu minimieren. Mit dieser Technik können Genablationsstudien durchgeführt werden, um die Rolle von Leptomeningealzellen bei der Kortikogenese und der Regulation der Zerebrospinalflüssigkeitsbildung zu untersuchen und zusätzliche Standorte für die Ausbreitung von Bakterien im Subarachnoidenraum zu identifizieren.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Live-Cell-Imaging von Sinnesorgan Vorläuferzellen im Intact Drosophila Puppen

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Forschung

Neurowissenschaften

Efficient Derivation of Human Neuronal Progenitors and Neurons from Pluripotent Human Embryonic Stem Cells with Small Molecule Induction

Effiziente Ableitung von humanen neuronalen Vorläuferzellen und Neuronen aus pluripotenten humanen embryonalen Stammzellen mit Small Molecule Induction

There is a large unfulfilled need for a clinically-suitable human neuronal cell source for repair or regeneration of the damaged central nervous system ...

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Erweiterung der embryonalen und adulten neuralen Stammzellen<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporation oder Viral stereotaktische Injektion

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Designing, Packaging, and Delivery of High Titer CRISPR Retro and Lentiviruses via Stereotaxic Injection

Planung, Verpackung und Lieferung von hohen Titern CRISPR Retro und Lentiviren über stereotaktische Injektion

Replication defective lentiviruses or retroviruses are capable of stably integrating transgenes into the genome of an infected host cell. This technique ...

An Alternative and Validated Injection Method for Accessing the Subretinal Space via a Transcleral Posterior Approach

An Alternative and Validated Injection Method for Accessing the Subretinal Space via a Transcleral Posterior Approach

Eine Alternative und Validated Injektionsmethode für den Zugriff auf den subretinalen Raum<i&gt; über</i&gt; A Transcleral dorsalen Zugang

Subretinal injections have been successfully used in both humans and rodents to deliver therapeutic interventions of proteins, viral agents, and cells to ...

In Vivo Direct Reprogramming of Resident Glial Cells into Interneurons by Intracerebral Injection of Viral Vectors

In Vivo Direkte Reprogrammierung von Resident Glial Cells in Interneurons durch Intracerebral Injection of Viral Vectors

Converting resident glia in the brain into functional and subtype-specific neurons in vivo provides a step forward towards the development of alternative ...

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

Hirntodinduktion bei Mäusen mit intraarterieller Blutdrucküberwachung und -beatmung mittels Tracheostomie

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Shuttle Box Assay as an Associative Learning Tool for Cognitive Assessment in Learning and Memory Studies using Adult Zebrafish

Shuttle Box Assay als assoziatives Lernwerkzeug zur kognitiven Beurteilung in Lern- und Gedächtnisstudien mit erwachsenen Zebrafischen

Cognitive deficits, including impaired learning and memory, are a primary symptom of various developmental and age-related neurodegenerative diseases and ...

Organotypic Cultures of Adult Human Cortex as an Ex vivo Model for Human Stem Cell Transplantation and Validation

Organotypic Cultures of Adult Human Cortex as an Ex vivo Model for Human Stem Cell Transplantation and Validation

Organotypische Kulturen des adulten humanen Kortex als Ex-vivo-Modell für die Transplantation und Validierung humaner Stammzellen

Neurodegenerative disorders are common and heterogeneous in terms of their symptoms and cellular affectation, making their study complicated due to the ...