Name: in vivo targeting of neural progenitor cells in ferret neocortex by in utero electroporation
Uploaded: 2020-05-06T14:30:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Targeting of Neural Progenitor Cells in Ferret Neocortex by In Utero Electroporation at JoVE.com

Nous sommes reconnaissants aux services et aux installations de l’Institut Max Planck de biologie cellulaire moléculaire et de génétique pour le soutien exceptionnel apporté, notamment toute l’équipe des services biomédicaux (BMS) pour l’excellente élevage des furets et J. Peychl et son équipe de l’installation de microscopie légère. Nous sommes particulièrement reconnaissants à Katrin Reppe et Anna Pfeffer du BMS pour leur soutien vétérinaire exceptionnel et à Lei Xing du groupe Huttner pour leur aide aux chirurgies du furet.

Toutes les procédures expérimentales ont été menées en accord avec la législation allemande sur le bien-être des animaux après approbation par landesdirektion Sachsen (licences TVV 2/2015 et TVV 21/2017).
1. Préparation à l’électroporation in utero
<ol><li>Préparer le mélange d’ADN. Dans ce protocole, une concentration finale de 1 μg/μL de pGFP est utilisée. Dissoudre l’ADN dans PBS et compléter avec 0,1% Vert rapide pour faciliter la visualisation. Une fois préparé,...

L’électroporation in utero chez le furet est une technique importante, avec des avantages et des inconvénients par rapport à d’autres méthodes. Il y a des étapes et des limitations critiques à cette méthode, ainsi que des modifications potentielles et des applications futures à garder à l’esprit.
Depuis les travaux pionniers de Victor Borrell et de ses collègues sur la manipulation génétique du néocortex de furet postnatal par électroporation ou injection virale<sup class="...

Le néocortex est la feuille extérieure du cerveau des mammifères et le siège des fonctions cognitives supérieures1,2,3,4,5. Afin d’obtenir une manipulation génétique aiguë dans le néocortex mammifère in vivo au cours du développement embryonnaire, deux méthodes différentes ont été explorées : l’infection virale6 et l’électroporation in utero7. Les deux méthodes permettent un ciblage efficace des cellules néocorticales, mais souffrent de certaines limitations. Le principal avantage de l’électroporation in utero par rapport à l’infection virale est la capacité d’atteindre la spécificité spatiale dans le néocortex, qui est atteint en régulant la direction du champ électrique.
Depuis l’électroporation a été montré pour faciliter l’entrée de l’ADN dans les cellules in vitro8, il a été appliqué pour fournir l’ADN dans divers vertébrés in vivo. En neurosciences développementales, l’électroporation in utero du néocortex de souris a été rapportée pour la première fois en 20019,10. Cette méthode consiste en une injection du mélange d’ADN dans le ventricule latéral du cerveau embryonnaire et l’application ultérieure du champ électrique à l’aide d’électrodes de pince à épiler, ce qui permet la précision spatiale7,11. L’électroporation in utero a depuis été appliquée pour délivrer des acides nucléiques afin de manipuler l’expression de gènes endogènes ou électrotopiques ajoutés dans le néocortex de souris. D’importants progrès ont été réalisés récemment en appliquant la méthodologie de l’édition du génome à médiation CRISPR/Cas9 via l’électroporation in utero dans le néocortex de souris pour effectuer (1) la perturbation des gènes dans les neurones postmitotes12,13 et les cellules progénitrices neuronales14, et (2) génome15 et épigénome16 édition.
Très peu de temps après le premier rapport chez la souris, l’électroporation in utero a été appliquée au rat embryonnaire néocortex17,18. Les non-rongeurs sont restés un défi jusqu’à ce que la première électroporation in utero des furets, un petit carnivore, a été signalé en 201219,20. Depuis lors, l’électroporation in utero des furets a été appliquée pour étudier les mécanismes du développement du néocortex en étiquetant les progéniteurs et neurones neuronaux20,21,22,23, manipulant l’expression des gènes endogènes, y compris l’utilisation de la technologie CRISPR/Cas924, et en livrant des gènes ectopiques21,22,25, y compris les gènes spécifiques à l’homme26. En outre, l’électroporation in utero des furets a été utilisée pour traiter les caractéristiques du développement du néocortex humain dans des conditions pathologiques27,28.
Dans le contexte du développement du néocortex, les avantages de l’utilisation des furets comme organisme modèle par rapport aux souris sont dus au fait que les furets récapitulent mieux une série de caractéristiques humaines. Au niveau anatomique, les furets présentent un modèle caractéristique de pliage cortical, qui est également présent chez l’homme et la plupart des autres primates, mais est complètement absent chez les souris ou les rats4,29,30,31. Au niveau histologique, les furets ont deux zones germinales subventriculaires distinctes, appelées zones subventriculaires intérieures et extérieures (ISVZ et OSVZ, respectivement)32,33, séparées par la couche interne de fibre23. Ces caractéristiques sont également partagées avec les primates, y compris les humains, mais pas avec des souris34. L’ISVZ et l’OSVZ chez les furets et les humains sont peuplés de cellules progénitrices neuronales abondantes, tandis que la zone subventriculaire (SVZ) des souris ne contient que des progéniteurs neuronaux clairsemés21,32,35,36. Au niveau cellulaire, les furets présentent une forte proportion d’un sous-type d’ancêtres neuronaux appelés glies radiaux basaux ou externes (bRG ou oRG, respectivement), qui sont jugés instrumentaux pour l’expansion évolutive du néocortex mammifère34,37,38. bRG sont donc très abondants dans le néocortex foetal humain et embryonnaire furet, mais ils sont très rares dans le néocortex de souris embryonnaire35,36. En outre, furet bRG montre une hétérogénéité morphologique similaire à celle de l’homme bRG, de loin supérieure à la souris bRG21. Enfin, au niveau moléculaire, le développement du néocortex de furet montre des modèles d’expression génique très semblables à ceux du néocortex humain fœtal, qui sont présumés contrôler le développement du pliage cortical, entre autres39.
Les caractéristiques biologiques et moléculaires des cellules du furet bRG les rendent très prolifératifs, semblables à l’homme bRG. Il en résulte une production accrue de neurones et le développement d’un néocortex34élargi et très complexe. Ces caractéristiques font des furets d’excellents organismes modèles pour étudier les caractéristiques humaines du développement du néocortex qui ne peuvent pas être modélisées chez les souris26,40. Pour tirer pleinement parti du furet comme organisme modèle, la méthode présentée a été développée. Il se compose d’électroporation in utero d’embryons de furet E33 avec un plasmide exprimant GFP (pGFP) sous le contrôle d’un promoteur omniprésent, CAG. Les embryons électroporés peuvent ensuite être analysés de façon embryonnaire ou postnatale. Afin de réduire le nombre d’animaux sacrifiés, les furets femelles (jills) sont stérilisés par hystérectomie et donnés pour adoption comme animaux de compagnie. Si les embryons ciblés sont récoltés à des stades embryonnaires, une deuxième chirurgie est effectuée et les embryons sont enlevés par une césarienne, tandis que les jills sont hystérectomies. Si les embryons ciblés sont analysés à des stades postnatals, les jills sont hystérectomies après que les chiots ont été sevrés ou sacrifiés. Par conséquent, un protocole pour l’hystérectomie des jills est également présenté.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309628</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 Vicryl suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>V392ZG</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aluminium spray</td>
			<td>cp-pharma</td>
			<td>98017</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amoxicilin+clavulanic acid (Synulox RTU)</td>
			<td>WDT</td>
			<td>6301</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cappilary holder</td>
			<td>WPI</td>
			<td>MPH6S12</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dexpanthenol Ointment solution</td>
			<td>Bayer</td>
			<td>6029009.00.00</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drape sheet 45x75cm</td>
			<td>Hartmann</td>
			<td>2513052</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrode Tweezer, platinum plated 5mm</td>
			<td>BTX</td>
			<td>45-0489</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electroporator</td>
			<td>BTX</td>
			<td>ECM830</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast Green</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7258-25G</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferret Mustela putorius furo</td>
			<td>Marshall</td>
			<td>NA</td>
			<td>Experimental organism</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber optic light source</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>KL1500LCD</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Allgaier instrumente</td>
			<td>08-033-130</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps 3C-SA</td>
			<td>Rubis Tech</td>
			<td>3C-SA</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps 55</td>
			<td>Dumostar</td>
			<td>11295-51</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps 5-SA</td>
			<td>Rubis Tech</td>
			<td>5-SA</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze swabs large</td>
			<td>Hartmann</td>
			<td>401723</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze swabs small</td>
			<td>Hartmann</td>
			<td>401721</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFAP antibody</td>
			<td>Dako</td>
			<td>Z0334</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GFP antibody</td>
			<td>Aves labs</td>
			<td>GFP1020</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass cappilaries (Borosilicate glass with filament, OD:1.2mm, ID: 0.69mm, 10cm length)</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>BF120-69-10</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Bela-pharm</td>
			<td>K4011-02</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat pad</td>
			<td>Hans Dinslage</td>
			<td>Sanitas SHK18</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iodine (Betadine solution 100 mg/ml)</td>
			<td>Meda</td>
			<td>997437</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isofluran</td>
			<td>CP</td>
			<td>21311</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Loading tips 20&#181;l</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>#5242 956.003</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metamizol</td>
			<td>WDT</td>
			<td>99012</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metzenbaum dissecting scissors</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BC600R</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>Model P-97</td>
			<td>Electroporation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pCAGGS-GFP</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>From Kalebic et al., eLife, 2018</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PCNA antibody</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>CBL407</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pH3 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab10543</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>294200104</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shaver</td>
			<td>Braun</td>
			<td>EP100</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sox2 antibody</td>
			<td>R+D Systems</td>
			<td>AF2018</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical clamp 13cm</td>
			<td>WDT</td>
			<td>27080</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical double spoon (Williger)</td>
			<td>WDT</td>
			<td>27232</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drape</td>
			<td>WDT</td>
			<td>28800</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical scissors small</td>
			<td>FST</td>
			<td>14090-09</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suturing needle holder</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BM149R</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tbr2 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab23345</td>
			<td>Antibody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer pipette 3ml</td>
			<td>Fischer scientific</td>
			<td>13439108</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Water bath</td>
			<td>Julabo</td>
			<td>TW2</td>
			<td>Surgery</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vivo targeting of neural progenitor cells in ferret neocortex by in utero electroporation

La manipulation de l’expression des gènes in vivo au cours du développement embryonnaire est la méthode de choix lors de l’analyse du rôle des gènes individuels au cours du développement des mammifères. L’électroporation in utero est une technique clé pour la manipulation de l’expression génique dans le cerveau embryonnaire des mammifères in vivo. Un protocole pour l’électroporation in utero du néocortex embryonnaire des furets, un petit carnivore, est présenté ici. Le furet est de plus en plus utilisé comme modèle pour le développement du néocortex, parce que son néocortex présente une série de caractéristiques anatomiques, histologiques, cellulaires et moléculaires qui sont également présents chez les primates humains et non humains, mais absents dans les modèles de rongeurs, tels que la souris ou le rat. L’électroporation in utero a été exécutée au jour embryonnaire (E) 33, un stade de midneurogenesis dans le furet. L’électroporation in utero cible les cellules progénitrices neuronales qui tapissent les ventricules latéraux du cerveau. Pendant la neurogenèse, ces cellules progénitrices donnent naissance à tous les autres types de cellules neuronales. Ces travaux montrent des résultats et des analyses représentatifs à l’E37, jour postnatal (P) 1, et P16, correspondant à 4, 9 et 24 jours après l’électroporation in utero, respectivement. À un stade précoce, la progéniture des cellules ciblées se compose principalement de divers sous-types de progéniteur neuronal, alors qu’à des stades ultérieurs la plupart des cellules étiquetées sont des neurones postmitotiques. Ainsi, l’électroporation in utero permet l’étude de l’effet de la manipulation génétique sur les caractéristiques cellulaires et moléculaires de divers types de cellules neuronales. Grâce à son effet sur diverses populations cellulaires, l’électroporation in utero peut également être utilisée pour la manipulation des caractéristiques histologiques et anatomiques du néocortex de furet. Fait important, tous ces effets sont aigus et sont effectués avec une spécificité spatiotemporal déterminée par l’utilisateur.

L’électroporation in utero des furets à l’E33 a eu comme conséquence le ciblage des cellules progénitrices neuronales qui tapissent la surface ventriculaire du néocortex embryonnaire (figure 1). Ces cellules sont appelées progéniteurs apiques et sont très prolifératives, donnant lieu à tous les autres types de cellules pendant le développement. Sur la division asymétrique, les progéniteurs apiques ont généré un autre progénieur apical et une cellule plus différenciée, ...

Watch this Scientific Journal Video about In Vivo Targeting of Neural Progenitor Cells in Ferret Neocortex by In Utero Electroporation at JoVE.com

In Vivo Targeting of Neural Progenitor Cells in Ferret Neocortex by In Utero Electroporation

Présenté ici est un protocole pour effectuer la manipulation génétique dans le cerveau de furet embryonnaire en utilisant l’électroporation in utero. Cette méthode permet de cibler les cellules progénitrices neuronales dans le néocortex in vivo.

In Vivo Ciblage des cellules progénitrices neuronales dans le néocortex de Ferret par In Utero Electroporation

Manipulation of gene expression in vivo during embryonic development is the method of choice when analyzing the role of individual genes during mammalian ...

Ce protocole nous permet d’effectuer une manipulation génétique in vivo dans un modèle animal clé qui nous permet d’étudier l’expansion et le pliage d’un néocortex en développement. Le principal avantage de cette méthode est d’utiliser une grande spécificité spatiale et temporelle pour cibler les cellules souches neurales qui sont le type de cellule clé pour le développement du cerveau. Avant de commencer l’intervention, tirez des capillaires en verre sur un pull de micro pipette et utilisez des forceps pour couper la partie distale du capillaire pour ajuster le diamètre de la pointe capillaire.Le jour embryonnaire 33, ajouter la concentration appropriée d’ADN dans PBS, complétée par 0,1% Vert rapide avec mélange doux, et placer un furet femelle à jeun de 3 heures, anesthésié, enceinte sur une table d’opération avec un coussin chauffant. Confirmez le niveau approprié de sedation en touchant la peau périoculaire et en pinçant la peau entre les deuxième et troisième ou troisième orteils des deux membres postérieurs. L’isoflurane peut causer des effets indésirables, y compris des nausées et des étourdissements.Lors de la manipulation de l’isoflurane sous forme liquide, utilisez l’équipement de protection. Pendant la chirurgie, utilisez les bidons appropriés pour capturer le gaz. Injecter l’animal sous-cutanée avec analgésique, antibiotique et glucose, et placer de l’onguent sur les yeux de l’animal.Utilisez des tondeuses pour raser l’abdomen et nettoyer la peau exposée avec une solution d’eau, de savon et d’iode. Ensuite, séchez la peau avec des écouvillons de gaze et désinfectez avec de l’alcool et des gommages à l’iode. Pour une électroporation in utero, placez un drapé stérile sur l’animal et utilisez un scalpel pour faire une incision cutanée d’environ 5 centimètres au linea alba.Utilisez des ciseaux pour couper à travers la couche musculaire et placer des écouvillons de gaze autour du site d’incision. Mouiller la gaze avec PBS et placer l’utérus sur les écouvillons. À l’aide d’une pipette avec une longue pointe, chargez l’un des capillaires en verre tirés avec 5 microlitres de solution d’ADN par embryon à injecter.Fixez le capillaire chargé à un support et connectez l’autre côté du support à un tube et à un embout buccal. Localiser la tête du premier embryon et placer une source de lumière à fibres optiques à côté de la tête. En utilisant l’iris pigmenté comme point de référence, pénétrer la peau, le crâne et le tissu cérébral avec la pointe du capillaire en verre et utiliser le pipetage de la bouche pour faciliter la livraison de 3-5 microlitres de la solution d’injection dans le ventricule de l’un des hémisphères cérébraux.Puisque la solution injectée contient 0.1% vert rapide, une injection réussie aura comme conséquence une coloration vert foncé du ventricule injecté, qui sera maintenant visible comme structure en forme de rein. Après l’injection, placez les électrodes de la pince à épiler sur l’utérus au-dessus de la tête de l’embryon avec le pôle positif au-dessus de la zone à cibler et le pôle négatif sous la zone injectée. Réglez la longueur d’impulsion de l’électroporate à 50 millisecondes, la tension d’impulsion à 100 volts, l’intervalle d’impulsion à une seconde, et le nombre d’impulsions à cinq.Lorsque tous les paramètres ont été définis, appuyez sur Pulse » et déposez rapidement plusieurs gouttes de PBS chaud sur l’embryon électroporé. Lorsque tous les embryons ont été électroporés, retournez l’utérus dans la cavité péritonéale et utilisez une suture 4-0 pour fermer la couche musculaire avec le péritoine. Fermez la peau de la même manière et couvrez la plaie d’un spray en aluminium.Puis remettre l’animal dans sa cage avec une source de chaleur et de surveillance jusqu’à ce que la charge complète. Quatre jours après l’électroporation au jour embryonnaire 37, la plupart des cellules ciblées et leur progéniture sont encore dans les zones germinales et les cellules sont rarement observées plus basally dans la plaque corticale. L’identité progénitrice peut être examinée par immunofluorésence pour les marqueurs des cellules cyclistes, telles que PCNA, tandis qu’un sous-ensemble d’progéniteurs subissant la mitose peut être montré par des marqueurs tels que phospho-histone 3.Au jour zéro postnatal, huit jours après l’électroporation, la descendance des cellules ciblées s’est propagée à toutes les couches histologiques. À l’aide d’une combinaison de marqueurs de facteurs de transcription, différentes populations d’ancêtre basal peuvent être révélées. Par exemple, Sox2 est un marqueur de cellules progénitrices prolifératives, y compris les gliales radiales basales.Et la protéine cérébrale T-box 2 est un marqueur des progéniteurs basiques neurogéniques, qui sont principalement des progéniteurs intermédiaires. Au jour postnatal 16, la majorité des cellules ciblées cessent de se diviser et de se différencier en neurones et en gliales, le jour postnatal du furet 16 néocortex présentant le modèle pliant caractéristique. L’électroporation in utero des embryons de furet est une méthode extrêmement puissante pour étudier la fonction des gènes.Il nous a permis d’étudier les gènes qui ont été impliqués dans l’expansion du néocortex dans l’évolution, y compris les gènes spécifiques à l’homme. Et en utilisant cette méthode puissante, nous avons en effet été en mesure de découvrir les principales caractéristiques de la façon dont l’expansion évolutive du néocortex humain a probablement fonctionné.

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Combinant endocrinologie du comportement et l&#39;économie expérimentale: Décision de la testostérone et social Rendre

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

Recherche

Neurosciences

In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In utero Electroporation followed by Primary Neuronal Culture for Studying Gene Function in Subset of Cortical Neurons

In utero électroporation suivie par la culture neuronale primaire pour étudier la fonction des gènes dans un sous-ensemble des neurones corticaux

In vitro study of primary neuronal cultures allows for quantitative analyses of neurite outgrowth. In order to study how genetic alterations affect ...

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Imagerie time-lapse en direct de relation clonale cellules progénitrices neurales dans le cerveau antérieur développement Zebrafish

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

La transfection des cellules ganglionnaires de la rétine de la souris par In vivo L&#39;électroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Imagerie des cellules vivantes des cellules sensorielles de précurseurs d&#39;organes en Intact Drosophile Les chrysalides

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

Souris dans Utero électroporation: contrôlé Transefection Gene spatio-temporelle

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Functional Neuroimaging Using Ultrasonic Blood-brain Barrier Disruption and Manganese-enhanced MRI

Utilisation de neuro-imagerie fonctionnelle par ultrasons rupture de la barrière hémato-encéphalique et le manganèse-IRM

Although mice are the dominant model system for studying the genetic and molecular underpinnings of neuroscience, functional neuroimaging in mice remains ...

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Expansion of Embryonic and Adult Neural Stem Cells by In Utero Electroporation or Viral Stereotaxic Injection

Expansion du embryonnaires et cellules souches neurales adultes par<em&gt; In Utero</em&gt; Électroporation ou virale par injection stéréotaxique

Somatic stem cells can divide to generate additional stem cells (expansion) or more differentiated cell types (differentiation), which is fundamental for ...

Generation of Topically Transgenic Rats by In utero Electroporation and In vivo Bioluminescence Screening

Generation of Topically Transgenic Rats by In utero Electroporation and In vivo Bioluminescence Screening

Génération de rats transgéniques par voie topique<em&gt; In utero</em&gt; L&#39;électroporation et<em&gt; In vivo</em&gt; Bioluminescence dépistage

 In utero electroporation (IUE) is a technique which allows genetic modification of cells in the brain for investigating neuronal development. So far, the ...

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultaneous ex vivo Functional Testing of Two Retinas by in vivo Electroretinogram System

Simultané<em&gt; Ex vivo</em&gt; Tests fonctionnels de deux rétines par<em&gt; In vivo</em&gt; Système Électrorétinogramme

An In vivo electroretinogram (ERG) signal is composed of several overlapping components originating from different retinal cell types, as well as noise ...