Name: streamlined sampling and cultivation of the pelagic cosmopolitan larvacean, oikopleura dioica
Uploaded: 2020-06-16T15:00:00
Duration: 11 min 55 s
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Nous sommes reconnaissants à Garth Ilsley pour son soutien à l’établissement du système culturel. Nous reconnaissons la contribution de Ritsuko Suyama et Sylvain Guillot aux premiers efforts d’échantillonnage et d’identification des espèces. Nous remercions tout particulièrement Hiroki Nishida, Takeshi Onuma et Tatsuya Omotezako pour leur généreux soutien et conseils tout au long de l’année, y compris la mise en place initiale du système local de culture et le partage des animaux et de la culture microalgale. Nous remercions également Daniel Chourrout, Jean-Marie Bouquet, Anne Aasjord, Cristian Cañestro et Alfonso Ferrández-Roldán d’avoir partagé leur expertise en matière d’échantillonnage et de culture. Jai Denton, Charles Plessy et Jeffrey Jolly ont fourni des commentaires précieux sur le manuscrit. Charlotte West a formulé une équation généralisée pour le calcul des algues. Enfin, nous remercions l’OIST pour le financement, Mary Collins et le Comité de sécurité du travail sur le terrain de l’OIST pour leurs conseils sur les procédures d’échantillonnage sécuritaires, le personnel de l’atelier d’usinage oist pour la construction d’équipements de culture et d’échantillonnage, et Koichi Toda pour la livraison d’eau de mer.

L’auteur n’a rien à déclarer.

Pour faciliter la flexibilité dans l’établissement de la culture O. dioica, il est important de comprendre l’habitat naturel des animaux. Les données saisonnières fournissent des informations sur les plages de paramètres physiques, qui peuvent être utilisées pour guider les conditions de culture en laboratoire. Il aide également à comprendre les fluctuations saisonnières de l’abondance des animaux. À Okinawa, O. dioica est le plus fiable de Juin à Octobre. Cependant, dans la baie de Tokyo, les populations atteignent un pic en février et octobre41. Bien que la culture d’O. dioica soit souvent signalée à 20 °C ou inférieure27,28,29, Okinawan O. dioica montre une meilleure survie à des températures supérieures à 20 °C; cela pourrait s’expliquer par le fait que la température minimale de l’eau de mer à okinawa est de ~20 °C (figure 6). L’abondance d’O. dioica pourrait également être influencée par les fleurs de phytoplancton42 et l’abondance des prédateurs43,44. Quel que soit l’endroit où O. dioica sont recueillis, la compréhension de la saisonnalité des populations locales maximise les chances d’échantillonnage et de succès de la culture.
Compte tenu de la saison et de l’emplacement appropriés, l’échantillonnage net est un moyen efficace de recueillir un grand nombre d’Oikopleura avec un minimum d’effort. Des filets de plancton de plus petite taille de maille (60-70 μm) peuvent également être utilisés pour recueillir toutes les étapes des animaux. Les animaux adultes sont rarement trouvés dans le filet, peut-être en raison de leur fragilité à la fin du cycle de vie. Par conséquent, l’identification des espèces suivie d’échantillonnage est obtenue par l’observation microscopique des cellules subchortales. Les individus matures apparaissent habituellement un ou deux jours après l’échantillonnage, car les animaux continuent de croître en laboratoire. Bien que l’échantillonnage net soit efficace, d’autres méthodes d’échantillonnage pourraient être nécessaires dans des circonstances différentes. Par exemple, l’échantillonnage net près des zones urbaines peut recueillir un grand nombre de phytoplancton, ce qui rend difficile l’isolement d’Oikopleura. Dans de tels cas, il est recommandé d’échantillonner simplement le seau pour recueillir l’échantillonnage de l’eau de mer de surface ou des bateaux dans des zones situées au-delà du port. Les résultats ont montré que le changement progressif de salinité dû à des jours consécutifs de pluie n’a pas affecté l’abondance de O. dioica; toutefois, il convient d’éviter l’échantillonnage à terre immédiatement après des phénomènes météorologiques extrêmes tels que les cyclones tropicaux. Ces événements provoquent des changements biogéochimiques soudains et drastiques dans un plan d’eau abrité45,46. Le ruissellement des eaux pluviales peut transporter des polluants, des sédiments et des éléments nutritifs excédentaires, ce qui augmente la turbidité et la qualité inférieure de l’eau47. Le plancton qui filtre, comme Oikopleura,peut être particulièrement sensible à ces changements en raison de leur mode d’alimentation et de leur mobilité limitée. Dans de telles circonstances, nous recommandons de reporter l’échantillonnage de quelques jours jusqu’à ce que les conditions locales reviennent à la normale.
L’introduction d’un système de filtre en plusieurs étapes est essentielle pour maintenir de petits organismes qui filtrent comme O. dioica. En utilisant de l’eau de mer mal filtrée (par exemple, un maillage de 25 μm dans le système de culture précédent), la culture était souvent instable surtout pendant l’été, potentiellement en raison de l’abondance plus élevée de phytoplancton. Bien que certains phytoplanctons soient bénéfiques pour la croissance d’O. diocia, d’autres produisent des biotoxines qui peuvent causer un développement anormal des embryons d’O. diocia 48. En outre, une forte concentration de diatomées telles que Chaetoceros spp. sont potentiellement nocifs pour la croissance O. dioica car ils peuvent posséder de longs setae qui peuvent obstruer la maison et empêcher l’alimentation efficace49. Nous avons fréquemment observé des maisons de petits animaux obstrués par C. calcitrans setae; par conséquent, nous ne donnons maintenant C. calcitrans qu’aux animaux du jour 2 et plus (tableau 3).
Bien que ce n’était pas un problème ici, la culture à grande échelle à long terme de O. dioica peut connaître des baisses soudaines de la taille de la population en raison d’un goulot d’étranglement génétique; dans de tels cas, Martí-Solans et coll.29 recommandent d’ajouter de nouveaux individus sauvages à la culture toutes les 20 générations.
Le système de culture Oikopleura est flexible. Une culture stable peut être établie en une semaine. La culture à long terme d’O. dioica est possible sur un budget modeste avec des équipements non spécialisés. L’effort quotidien requis pour l’entretien de 5-10 béchers d’Oikopleura est généralement inférieur à 2 heures avec 2 personnes. O. dioica peut également être maintenu dans l’eau de mer artificielle, ce qui est bénéfique pour ceux qui n’ont pas accès à l’eau de mer naturelle28. Le stockage à long terme des aliments aux algues est possible en utilisant la culture solide et la cryoconservation29. En outre, O. dioica sperme peut être cryoconservé, et rester viable pendant plus d’un an50. Tous ces facteurs signifient que les cultures peuvent être facilement rétablies. Enfin, l’expérience passée avec la culture accidentelle de Pleurobrachia sp. peut suggérer que le système de culture développé pour Oikopleura pourrait potentiellement être étendu à une communauté plus large d’organismes pélagiques fragiles.
O. dioica continue de fournir des informations puissantes sur divers domaines biologiques. Une compréhension de la saisonnalité locale, un système culturel méticuleux, et quelques individus dévoués permettent d’établir une culture efficace avec peu d’effort. Le système de culture Oikopleura fournit les ressources de base pour étudier un large éventail de domaines biologiques liés à l’écologie, au développement, à la génomique et à l’évolution de cet accord marin unique.

Les organismes modèles ont joué un rôle déterminant dans la résolution de nombreuses questions biologiques, y compris celles relatives au développement, à la génétique et à la physiologie. En outre, d’autres organismes modèles facilitent les nouvelles découvertes et sont donc essentiels pour mieux comprendre la nature1,2. Le zooplancton marin sont divers groupes d’organismes qui jouent un rôle important dans les écosystèmes océaniques3,4,5,6. Malgré leur abondance et leur importance écologique, les organismes gélatineux tels que les tuniciers planctoniques sont souvent sous-représentés dans les études sur la biodiversité du plancton parce que leur transparence et leur fragilité rendent la collecte et l’identification sur le terrain difficiles7,,8. Les techniques d’échantillonnage adaptées et la culture en laboratoire permettent une observation plus étroite des animaux in vitro, ce qui a permis d’approfondir les connaissances en biologie des tuniciers planctoniques9,10,11,12.
Les larvacéens (appendices) sont une classe de tuniciers marins de natation libre comprenant environ 70 espèces décrites dans le mondeentier 8,13. Comme ils sont l’un des groupes les plus abondants au sein des communautés de zooplancton14,15,16,17, les larvaceans représentent une source de nourriture primaire pour les organismes planctoniques plus grands tels que les larves de poissons18,19. Contrairement aux ascidiens-les tuniciers sessile-larvaceans conservent une morphologie têtard-like et restent planctoniques tout au long de leur vie20. Chaque animal vit à l’intérieur d’une structure auto-construite et complexe d’alimentation par filtre connue sous le nom de maison. Ils accumulent des particules dans leurs maisons en créant des courants d’eau par le mouvement ondulant de leurs queues21. Les maisons obstruées sont jetées tout au long de la journée, dont certaines forment des agrégats de carbone et finissent par couler au fond des fonds marins22; ainsi, les larvacéens jouent un rôle majeur dans le flux mondial de carbone23. La plupart des espèces vivraient dans la zone pélagique dans les 100 m supérieurs de la colonned’eau 13; cependant, le bathochordaeus larvacean géant est connu pour habiter les profondeurs de 300 m24. Une étude sur Bathochordaeus dans la baie de Monterey, en Californie, a révélé que les animaux servent également de vecteur biologique de microplastiques, suggérant une importance potentielle dans la compréhension du rôle des appendices dans le transport vertical et la distribution des microplastiques dans les océans25.
Oikopleura dioica, une espèce de larvacean, a attiré l’attention ces dernières années en tant qu’organisme modèle en raison de plusieurs caractéristiques remarquables. Il est généralement rapporté dans les océans du monde. Il est particulièrement abondant dans les eaux côtières26, ce qui permet un échantillonnage facile de la rive. Une culture stable à long terme est possible avec l’eau de mer naturelle et artificielle27,28,29. Les temps de production dépendants de la température sont aussi courts que 4-9 jours dans des conditions de laboratoire. Il a une fécondité élevée avec chaque femelle capable de produire >300 œufs tout au long de l’année. En tant que tunicier, il occupe une position phylogénétique importante pour comprendre l’évolution de l’accord30,31. À 70 Mo, O. dioica a le plus petit génome identifié parmi tous les chordates32. Parmi les larvacéens, O. dioica est la seule espèce non hermaphroditique décrite jusqu’à présent33.
La première culture O. dioica réussie avec des microalgues cultivées en laboratoire a été rapportée par Paffenhöfer34. Le protocole de culture original utilisant des moteurs synchrones et des palettes a été développé par Fenaux et Gorsky35 et plus tard adopté par plusieurs laboratoires. Plus récemment, Fujii et coll.36 ont signalé que la culture d’O. dioica dans l’eau de mer artificielle, un système de culture robuste et une collecte sur le terrain ont été décrits par Bouquet et coll.27 et un protocole optimisé pour un système simplifié et abordable a été signalé par Marti-Solans et coll.29. Mis à part le système traditionnel de culture Oikopleura, une conception nouvellement signalée avec un réservoir d’élevage à double tube a également le potentiel de la culture Oikopleura sp. 37.
Nous présentons un protocole détaillé pour l’initiation d’une monoculture O. dioica basée sur une combinaison de protocoles développés par les principaux groupes de recherche Oikopleura au Sars International Centre for Marine Molecular Biology27, l’Université de Barcelone29, Osaka University28, et nos propres observations. Dans les protocoles culturels publiés précédemment, des informations détaillées sur la composition des milieux d’algues, les techniques d’échantillonnage à terre et l’identification d’Oikopleura n’ont été décrites qu’à peu près, laissant beaucoup d’ambiguïté. Ici, à l’aide de l’information visuelle dans le protocole vidéo, nous avons rassemblé toutes les informations essentielles nécessaires pour mettre en place une culture O. dioica à partir de zéro d’une manière simple, étape par étape. Nous décrivons comment distinguer O. dioica d’une autre espèce fréquemment signalée, O. longicauda, qui est l’une des étapes les plus difficiles. Bien que les systèmes de culture existants soient applicables à la culture d’O. dioica dans le monde entier, nous soulignons l’importance de l’ajustement du protocole basé sur les conditions environnementales locales. L’information présentée combine des données largement publiées ainsi que des connaissances acquises grâce à l’expérience. Le protocole actuel convient parfaitement aux chercheurs intéressés à établir une culture à partir de zéro.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Activated charcoal</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C2764-2.5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alluminum pulley</td>
			<td>Rainbow Products</td>
			<td>10604-10607</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biotin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B4501-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boric acid</td>
			<td>Wako</td>
			<td>021-02195</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cobalamin (B12)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>V2876-100MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cobalt(II) chloride hexahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>036-03682</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper(II) sulfate pentahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>039-04412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Disodium edetate hydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>044-29525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexaammonium heptamolybdate tetrahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>019-03212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hexagon wrench</td>
			<td>Anex</td>
			<td>No.6600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hydrochloric acid</td>
			<td>Wako</td>
			<td>080-01066</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iron(III) chloride hexahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>091-00872</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jebao programmable auto dosing pump</td>
			<td>Jebao</td>
			<td>DP-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnet pump</td>
			<td>REI-SEA</td>
			<td>RMD-201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manganese(II) chloride tetrahydrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>134-15302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polypropylene wound cartridge filter</td>
			<td>Advantec</td>
			<td>TCW-10N-PPS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>TCW-5N-PPS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>TCW-1N-PPS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Screwless terminal block</td>
			<td>SATO PARTS</td>
			<td>SL4500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Simple plankton net</td>
			<td>RIGO, Japan</td>
			<td>5512-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium metasilicate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>307815-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium nitrate</td>
			<td>Wako</td>
			<td>195-02545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium phosphate monobasic anhydrous</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>194740</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptomycin sulfate salt</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6501-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Synchronous electric motor</td>
			<td>Servo</td>
			<td>D5N6Z15M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thiamin hydrochloride</td>
			<td>Wako</td>
			<td>201-00852</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV sterilizer</td>
			<td>Iwaki</td>
			<td>UVF-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zinc chloride</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>194858</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

streamlined sampling and cultivation of the pelagic cosmopolitan larvacean, oikopleura dioica

Oikopleura dioica est un chordat planctonique avec une capacité exceptionnelle d’alimentation par filtre, un temps de génération rapide, un développement précoce conservé et un génome compact. Pour ces raisons, il est considéré comme un organisme modèle utile pour les études écologiques marines, la biologie du développement évolutionnaire, et la génomique. Comme la recherche nécessite souvent un approvisionnement régulier en ressources animales, il est utile d’établir un système fiable de culture à faible entretien. Nous décrivons ici une méthode étape par étape pour établir une culture O. dioica. Nous décrivons comment sélectionner les sites d’échantillonnage potentiels, les méthodes de collecte, l’identification des animaux ciblés et la mise en place du système de culture. Nous fournissons des conseils de dépannage basés sur nos propres expériences. Nous soulignons également les facteurs critiques qui contribuent à maintenir un système culturel robuste. Bien que le protocole de culture fourni ici soit optimisé pour O. dioica,nous espérons que notre technique d’échantillonnage et notre configuration culturelle inspireront de nouvelles idées pour maintenir d’autres invertébrés pélagiques fragiles.

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Streamlined Sampling and Cultivation of the Pelagic Cosmopolitan Larvacean, Oikopleura dioica

Oikopleura dioica est un organisme modèle tunicier dans divers domaines de la biologie. Nous décrivons les méthodes d’échantillonnage, l’identification des espèces, la configuration de la culture et les protocoles de culture pour les animaux et les aliments pour algues. Nous soulignons les facteurs clés qui ont contribué à renforcer le système culturel et discutons des problèmes et des résolutions possibles.

Échantillonnage simplifié et culture du Larvacean cosmopolite pélagique, Oikopleura dioica

Oikopleura dioica is a planktonic chordate with exceptional filter-feeding ability, rapid generation time, conserved early development, and a compact ...

Ce protocole montre visuellement comment établir un système de culture fiable à long terme pour le tunicate pélagique marin Oikopleura dioica. Le système de culture Oikopleura fournit les ressources de base pour étudier un large éventail de domaines biologiques liés à l’écologie, au développement, à la génomique et à l’évolution. Cette espèce a un cycle de vie court, une fécondité élevée, et elle peut être facilement récoltée sur le rivage, ce qui en fait un excellent organisme modèle.Bien que ce protocole soit optimisé pour O.dioica, nous espérons qu’il pourra être appliqué à d’autres organismes planctoniques. Pour commencer, initier des algues pour soutenir la culture Oikopleura, en commençant par l’autoclaving l’eau de mer filtrée. Pour initier une culture de stock de Chaetoceros calcitrans, 60 mils d’eau de mer autoclavée ont été complétés par les microlitres suivants: 30 microlitres de vitamines, 30 microlitres de solution A, 15 microlitres de silicate de sodium, et 60 microlitres de streptomycine.Enfin, 30 microlitres de C.calcitrans provenant d’une culture boursière antérieure ont été ajoutés en tant qu’inoculant. Reportez-vous au tableau deux du manuscrit concernant les volumes de suppléments et d’inoculation pour les autres espèces d’algues et les types de culture. Après l’inoculation, le stock et les sous-cultures sont maintenus dans un incubateur à 17 degrés Celsius avec un éclairage continu.Après environ 10 jours, la croissance des algues est confirmée par les flacons devenant colorés. Lorsque cela se produit, déplacez les cultures de stock vers le stockage à long terme à quatre degrés Celsius pendant un mois tout en maintenant la sous-culture dans le même incubateur. Pour créer une culture de travail, ajouter les suppléments nécessaires à 400 mils d’eau de mer autoclavée et inoculer avec 100 mils de la sous-culture précédente.Scellez le flacon avec un bouchon en caoutchouc, insérez une pipette jetable d’un mil, et déplacez-les à une station d’algues et maintenez-les à température ambiante avec une photopériode de huit heures et une aération constante. Faites tourbillonner manuellement les cultures d’algues deux fois par jour pour empêcher l’agrégation au fond du flacon. Une fois que les cultures d’algues ont été établies, prélever des échantillons sur le terrain sur un site local.Jetez un filet de plancton et laissez l’extrémité de la morue couler d’un à deux mètres sous la surface. Remorquer le filet à une vitesse d’environ 5 à un mètre par seconde. Continuer le remorquage d’avant en arrière pendant deux à cinq minutes.Le temps de remorquage doit être ajusté en fonction de l’abondance du plancton sur place. Après le remorquage, soulevez soigneusement le filet et transférez lentement le contenu de l’extrémité de la morue à une bouteille en verre de 500 mil. Remplissez la bouteille sur la jante pour éviter les bulles d’air qui pourraient causer du stress aux animaux pendant le transport.À ce stade, la présence d’Oikopleura peut être confirmée en regardant les bouteilles d’échantillon sur un fond sombre. Toutefois, une observation microscopique est nécessaire pour l’identification au niveau des espèces. Répétez ce processus jusqu’à ce que trois bouteilles de 500 mil aient été collectées.Recueillir l’eau de mer de surface pour enregistrer la salinité, la température et la concentration de chlorophylle à l’moyen d’un profileur CTD. De plus, recueillir de 10 à 15 litres d’eau de mer sur place pour aider à acclimater les animaux aux conditions de laboratoire. Pour acclimater les animaux, préparez un rapport un pour un de l’eau de mer de surface du site de l’échantillon et de l’eau de mer filtrée maintenue en laboratoire.Le volume final doit être ajusté entre cinq et 10 litres, selon la concentration de l’échantillon de plancton. Ajouter délicatement l’échantillon de 500 mil au bécher préparé. À l’aide d’une pagaie fixée à un moteur synchrone tournant à 15 RPM, gardez le plancton en suspension pendant la nuit.Le lendemain matin, vérifiez la présence d’Oikopleura à l’œil nu. Transférez les animaux dans une boîte de Pétri et observez-les au microscope à champ foncé réglé entre 20 et 40 fois pour une identification positive. Oikopleura sont caractérisés comme des animaux en forme de têtard ondulant leur queue à l’intérieur d’une maison translucide.Pour confirmer O.dioica, recherchez des mâles matures avec des 90 ou des femelles jaunes avec des œufs. Si les animaux sont immatures, recherchez la présence de deux cellules subchordales à la moitié distale de la queue. Ceux-ci sont présents chez les animaux matures et immatures.Une fois que l’espèce est confirmée, transférez-les dans une nouvelle boîte de Pétri. Répétez ce processus jusqu’à ce que 10 à 20 individus aient été confirmés au niveau des espèces. Si aucun O.dioica n’est trouvé, gardez le bécher en remuant pendant un jour ou deux de plus.Les petits O.dioica qui n’étaient pas observables au départ continueront de croître et de devenir plus faciles à voir. Si aucun n’apparaît après une semaine, jetez l’échantillon et essayez à nouveau l’échantillonnage. Afin d’établir une monoculture, isoler 120 O.dioica d’un échantillon de champ dans cinq litres d’eau de mer filtrée.Le lendemain matin, recherchez des mâles matures identifiés par les 9es jaunes et des femelles avec des œufs qui apparaissent comme des sphères chatoyantes et dorées. Préparer un bécher reproducteur en transférant doucement 15 mâles et 30 femelles avec une pipette à oisons de cinq mil à un bécher contenant 2,5 litres d’eau de mer filtrée. Pour minimiser le stress physique pendant le transfert manuel, relâchez lentement les animaux sous la surface de la nouvelle eau de mer.Permettre aux adultes isolés de frayer naturellement. Après le frai, une fécondation réussie peut être confirmée en extrayant de cinq à 10 mils d’eau de mer du fond du bécher reproducteur et en identifiant les œufs avec des clivages au microscope. Le premier matin après le frai, le premier jour, une nouvelle génération de jeunes animaux avec des maisons gonflées devrait apparaître dans le bécher.Utilisez un bécher portatif de 500 mil pour transférer délicatement les animaux dans un nouveau bécher contenant 7,5 litres d’eau de mer fraîche filtrée. Versez lentement le contenu à la surface pour minimiser les turbulences et les forces de cisaillement. Le deuxième matin suivant le frai, deuxième jour, transférez manuellement 150 animaux à un nouveau bécher contenant cinq litres d’eau de mer fraîche filtrée.Le troisième matin après le frai, troisième jour, transférez manuellement 120 animaux dans un nouveau bécher avec cinq litres d’eau de mer fraîche et filtrée. Au quatrième jour, les animaux adultes sexuellement matures devraient être présents. Recueillir 15 mâles et 30 femelles pour un nouveau bécher de frai avec 2,5 litres d’eau de mer filtrée pour initier la prochaine génération.Ce processus est répété et maintenu pour la vie de la culture. Afin de maintenir une monoculture d’O.dioica, les algues alimentaires sont préparées quotidiennement à partir de cultures de travail. Les animaux sont nourris trois fois par jour.Préparer les aliments quotidiens en mesurant l’absorption de la culture de travail à l’aide d’un spectrophotomètre fixé à 660 nanomètres. Les valeurs d’absorption, les volumes de culture o.dioica cibles et la maturité animale sont placés dans une feuille de calcul préparée basée sur une courbe de croissance des algues précédemment déterminée pour calculer le volume exact d’algues nécessaires à l’alimentation de la journée. Pipette les volumes calculés en tubes de 50 mil, et centrifugeuse à 5000g pendant cinq minutes à température ambiante.Versez lentement le surnatant, et pipette soigneusement de haut en bas pour résuspendre les algues granulées. Remplissez les tubes de leur volume d’origine avec de l’eau de mer fraîche et filtrée. D’après le tableau quotidien de l’alimentation des algues de la feuille de calcul, alimentez la quantité spécifiée à chaque bécher à 9 .m.12 .m et 17 .m. Une pompe de dosage automatisée peut être réglée pour nourrir les animaux à 17 .m.le week-end sans la présence d’un personnel de culte. Après chaque alimentation, maintenez les algues préparées à quatre degrés Celsius jusqu’à ce qu’elles soient prêtes à être utilisées pour l’aliment suivant. O.dioica peut être recueilli dans un port par le remorquage en douceur d’un filet de plancton modifié équipé d’un maillage de 100 microns et d’une extrémité de morue non filtrante.L’échantillonnage effectué entre 2015 et 2019 a montré des variations saisonnières de la présence d’O.dioica dans les ports d’Okinawa. La température de l’eau de mer de surface semblait influencer la présence des animaux. O.dioica dominait lorsque la température de l’eau de mer de surface était de 28 degrés ou plus.O.dioica a coexisté avec Oikopleura longicauda à des températures comprises entre 24 et 27 degrés. Cependant, O.longicauda a dominé à des températures inférieures à 23 degrés. Les changements de salinité n’étaient pas corrélés avec l’abondance d’O.dioica.Les trois facteurs les plus importants pour établir des systèmes de culture O.dioica stables sont le maintien d’une haute qualité de l’eau avec un système de filtration en plusieurs étapes, l’identification d’un régime alimentaire optimal, de préférence par la création de courbes standard des algues, et la préparation de beakers reproducteurs avec un nombre suffisant de mâles et de femelles. Suivant le protocole fourni, le cycle de vie d’O.dioica est de quatre jours à 23 degrés. Nous avons établi de façon fiable six populations indépendantes d’O.dioica, qui ont toutes duré plus de 20 générations.En conclusion, l’établissement d’une culture stable de l’O.dioica peut se faire rapidement et de manière rentable. Avec une configuration appropriée, une culture stable peut être réalisée en une semaine. En conjonction avec son petit génome et son cycle de vie rapide, O.dioica est ainsi une puissante espèce modèle d’chordate.O.dioica peut être maintenu dans l’eau de mer artificielle et naturelle. Le stockage à long terme des aliments algales est possible en utilisant la culture solide et la cryopréservation. En outre, le sperme d’O.dioica peut également être cryopréservé et rester viable pendant plus d’un an.O.dioica continue de fournir des informations puissantes sur divers domaines biologiques. Une compréhension de la saisonnalité locale, un système culturel méticuleux et quelques individus dévoués permettent d’établir une culture efficace avec peu d’efforts.

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Cultivation of the Marine Pelagic Tunicate Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) for Experimental Studies

Cultivation of the Marine Pelagic Tunicate Dolioletta gegenbauri Uljanin 1884 for Experimental Studies

Cultivation du Tunicate pélagique marin Dolioletta gegenbauri (Uljanin 1884) pour les études expérimentales

Gelatinous zooplanktons play a crucial role in ocean ecosystems. However, it is generally difficult to investigate their physiology, growth, fecundity, ...

Sampling for Estimating Frankliniella Species Flower Thrips and Orius Species Predators in Field Experiments

Sampling for Estimating Frankliniella Species Flower Thrips and Orius Species Predators in Field Experiments

Échantillonnage pour estimer les espèces Frankliniella Flower Thrips et Orius Species Predators in Field Experiments

The western flower thrips, Frankliniella occidentalis (Pergande), is a polyphagous pest that has been spread worldwide. The extensive use of insecticides ...