Name: measurement of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle from mice
Uploaded: 2021-05-16T13:00:00
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice at JoVE.com

Dit werk werd ondersteund door subsidies van de Deense Raad voor Onafhankelijk Onderzoek - Medische Wetenschappen (FSS8020-00288B) en de Novo Nordisk Foundation (NNF160C0023046). Dit werk werd ook ondersteund door een onderzoekssubsidie aan Rasmus Kjøbsted van de Deense Diabetes Academie, die wordt gefinancierd door de Novo Nordisk Foundation, subsidienummer NNF17SA0031406. De auteurs willen Karina Olsen, Betina Bolmgren en Irene Bech Nielsen (Department of Nutrition, Exercise and Sports, Faculty of Science, University of Copenhagen) bedanken voor hun bekwame technische assistentie.

Procedures waarbij proefdieren betrokken zijn, moeten worden uitgevoerd in overeenstemming met de relevante richtlijnen en lokale wetgeving. Alle dierproeven die voor deze studie werden gebruikt, voldeden aan het Europees Verdrag inzake de bescherming van gewervelde dieren die worden gebruikt voor experimentele en andere wetenschappelijke doeleinden en werden goedgekeurd door de Deense inspectie voor dierproeven.
1. Voorbereiding van het experimentele apparaat en de hechtlussen
<p class="jov...

Intacte regulatie van glucoseopname in skeletspieren is belangrijk voor het behoud van de algehele gezondheid1. Onderzoek naar spierglucoseopname dient dus vaak als een primaire uitlezing bij het evalueren van verschillende gezondheidsveranderende interventies. Hier beschrijven we een ex vivo methode voor het meten van glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spieren van muizen als reactie op insuline en elektrisch geïnduceerde contracties. De methode is snel en betrouwbaar e...

Skeletspieren bezitten het vermogen om grote hoeveelheden glucose uit de extracellulaire ruimte te extraheren als reactie op insuline en lichaamsbeweging. Dit helpt om de glucosehomeostase van het hele lichaam te behouden en stelt de glucosetoevoer veilig in tijden van hoge energievraag. Aangezien intacte regulatie van de glucoseopname van de skeletspier belangrijk is gebleken voor de algehele gezondheid en fysieke prestaties 1,2, hebben metingen van spierglucoseopname tijdens verschillende aandoeningen veel aandacht gekregen. Bij mens en dier is de hyperinsulinemisch-euglycemische klem gebruikt als de gouden standaardtechniek om de insulinegevoeligheid in vivo te beoordelen 3,4. In tegenstelling tot bevindingen verkregen uit een orale glucosetolerantietest, vereist de hyperinsulinemisch-euglycemische klemtechniek geen intacte gastro-intestinale functie of insulinesecretie uit de pancreas en maakt het dus mogelijk insulineresponsen te vergelijken tussen proefpersonen die variaties vertonen in gastro-intestinale en / of pancreasfunctie. Metingen van spierglucoseopname in vivo tijdens inspanning bij mensen zijn vaak uitgevoerd sinds de jaren 19605. Eerst door het gebruik van arterioveneuze balanstechnieken6 en later door het gebruik van positronemissietomografie (PET) beeldvorming in combinatie met een positron emitterende glucose analoog bijv. 18F-Fluoro-deoxy-glucose7. Bij knaagdieren wordt de door inspanning gestimuleerde spierglucoseopname in vivo meestal uitgevoerd door het gebruik van radioactieve of stabiele isotoop-gelabelde glucoseanalogen 8,9,10.
Een aanvullende methode voor het meten van spierglucoseopname in vivo, is het isoleren en incuberen van kleine spieren van knaagdieren en vervolgens de glucoseopname te meten met behulp van radioactieve of stabiele isotoop-gelabelde glucoseanalogen 11,12,13. Deze methode maakt een nauwkeurige en betrouwbare kwantificering van glucoseopnamesnelheden in volwassen skeletspieren mogelijk en kan worden uitgevoerd in de aanwezigheid van verschillende insulineconcentraties en tijdens contractie opgewekt door elektrische stimulatie. Wat nog belangrijker is, metingen van glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde skeletspieren zijn van belang bij het onderzoeken van het spierstofwisselingsfenotype van muizen die verschillende interventies hebben ondergaan (bijv. Voeding, fysieke activiteit, infectie, therapeutica). Het geïsoleerde skeletspiermodel is ook een geschikt hulpmiddel voor farmacologische samengestelde tests die de glucoseopname op zich kunnen beïnvloeden en/of de insulinegevoeligheid kunnen wijzigen12,14. Op deze manier kan de werkzaamheid van verbindingen die zijn ontworpen om het spierglucosemetabolisme te reguleren, worden getest en geëvalueerd in een zeer gecontroleerde omgeving voordat vervolgens in vivo wordt getest in preklinische diermodellen.
Onder sommige omstandigheden kan metabole levensvatbaarheid een uitdaging vormen in het geïsoleerde en geïncubeerde skeletspiermodelsysteem. Het ontbreken van een bloedsomloop in de geïncubeerde spieren brengt immers met zich mee dat de afgifte van substraten (bijv. zuurstof en voedingsstoffen) volledig afhankelijk is van eenvoudige diffusie tussen de spiervezels en de omgeving. In dit verband is het van belang dat de geïncubeerde spieren klein en dun zijn en dus minder een barrière vormen voor zuurstofdiffusie tijdens incubatie15. Vooral tijdens langdurige incubaties gedurende enkele uren kunnen hypoxische toestanden zich ontwikkelen als gevolg van onvoldoende zuurstoftoevoer, wat resulteert in uitputting van spierenergie15. Hoewel verschillende markers van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde rattenspier eerder zijn gemeld naast de identificatie van belangrijke variabelen die helpen om de levensvatbaarheid van de rattenspier te behouden15, is een uitgebreide evaluatie van de metabole levensvatbaarheid in kleine geïncubeerde muisspieren nog steeds gerechtvaardigd. Daarom is het glycogeengehalte momenteel voornamelijk gebruikt als een marker van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde muizenskeletspieren16,17.
Hier beschrijven we een gedetailleerd protocol om basale, insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname te meten in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spieren van muizen met behulp van radioactief gelabelde [3H] 2-deoxy-D-glucose en [14C] mannitol als extracellulaire marker. In de huidige studie werd de glucoseopname gemeten gedurende een periode van 10 minuten en de methode wordt gepresenteerd met behulp van submaximaal en maximaal effectieve insulineconcentraties en een enkel contractieprotocol. De hierin beschreven protocollen kunnen echter gemakkelijk worden gewijzigd met betrekking tot incubatietijd, insulinedosering en elektrisch stimulatieprotocol. Verder bieden we een grondige karakterisering van verschillende markers van metabole levensvatbaarheid in geïncubeerde soleus- en EDL-muizenspier. De resultaten geven aan dat glucosesuppletie aan de incubatiebuffer essentieel is om de metabole levensvatbaarheid van de geïncubeerde spieren gedurende 1 uur te behouden.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>[14C]D-mannitol</td>
			<td>American Radiolabeled Chemicals, Inc.</td>
			<td>ARC 0127</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>[3H]2-deoxy-D-glucose&#160;</td>
			<td>American Radiolabeled Chemicals, Inc.</td>
			<td>ART 0103A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Deoxy-D-glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D8375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-0 USP non-sterile surgical nylon suture</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>51-7698</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Streptavidin/HRP (Conjugate)</td>
			<td>DAKO</td>
			<td>P0397</td>
			<td>Used to detect ACC protein</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Akt2 antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>3063</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AMPK&#945;2 antibody</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>SC-19131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>aprotinin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A1153</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>benzamidine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>B6505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1020831000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calibration kit (force)</td>
			<td>Danish Myo Technology A/S</td>
			<td>300041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chemiluminescence</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>WBLUF0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Glucose</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1084180100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Mannitol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M4125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data collection program</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>LabVIEW software version 7.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dialysis tubing</td>
			<td>Visking</td>
			<td>DTV.12000.09 Size No.9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital imaging system</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>ChemiDoc MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma EDS</td>
			<td>E9884</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E4378</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electrical Pulse Stimulator</td>
			<td>Digitimer</td>
			<td>D330 MultiStim System</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7757</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H7637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGEPAL CA-630&#160;</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I8896</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin</td>
			<td>Novo Nordisk</td>
			<td>Actrapid, 100 IE/mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1049361000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Merck</td>
			<td>104873025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>leupeptin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L2884</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1058860500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Muscle Strip Myograph System</td>
			<td>Danish Myo Technology A/S</td>
			<td>Model 820MS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na-Orthovanadate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S6508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na-Pyrophosphate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>221368</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Na-Pyruvate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P2256</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>106041000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaF</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>S1504</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>VWR</td>
			<td>27778260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pACC Ser212 antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>3661</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pAkt Thr308 antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>9275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pAMPK Thr172 antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>2531</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phenylmethylsulfonylfluoride</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P7626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Platinum electrodes</td>
			<td>Danish Myo Technology A/S</td>
			<td>300145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pTBC1D4 Ser588 antibody</td>
			<td>Cell Signaling</td>
			<td>8730</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scintillation counter</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>Tri-Carb-2910TR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scintillation fluid&#160;</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>6013329</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Statistical analyses software</td>
			<td>Systat</td>
			<td>SigmaPlot version 14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TBC1D4 antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>ab189890</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TissueLyser II&#160;</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>85300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrapure water</td>
			<td>Merck</td>
			<td>Milli-Q Reference A+ System</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#946;-glycerophosphate</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G9422</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

measurement of insulin- and contraction-stimulated glucose uptake in isolated and incubated mature skeletal muscle from mice

Skeletspieren zijn een insuline-responsief weefsel en nemen meestal het grootste deel van de glucose op die na een maaltijd in het bloed komt. Bovendien is gemeld dat skeletspieren de extractie van glucose uit het bloed tijdens inspanning tot 50-voudig kunnen verhogen in vergelijking met rustomstandigheden. De toename van de opname van spierglucose tijdens inspanning en insulinestimulatie is afhankelijk van de translocatie van glucosetransporter 4 (GLUT4) van intracellulaire compartimenten naar het spierceloppervlakmembraan, evenals fosforylering van glucose naar glucose-6-fosfaat door hexokinase II. Isolatie en incubatie van muisspieren zoals m. soleus en m. extensor digitorum longus (EDL) is een geschikt ex vivo model om de effecten van insuline en elektrisch geïnduceerde contractie (een model voor lichaamsbeweging) op glucoseopname in volwassen skeletspieren te bestuderen. Het ex vivo-model maakt dus evaluatie van de gevoeligheid van spierinsuline mogelijk en maakt het mogelijk om de spierkrachtproductie tijdens contractie te matchen, wat zorgt voor een uniforme rekrutering van spiervezels tijdens metingen van spierglucoseopname. Bovendien is het beschreven model geschikt voor farmacologische samengestelde testen die van invloed kunnen zijn op de insulinegevoeligheid van de spieren of van hulp kunnen zijn bij het afbakenen van de regulerende complexiteit van de glucoseopname van de skeletspier.
Hier beschrijven en bieden we een gedetailleerd protocol over het meten van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde soleus- en EDL-spierpreparaten van muizen met behulp van radioactief gelabelde [3H] 2-deoxy-D-glucose en [14C] mannitol als een extracellulaire marker. Dit maakt een nauwkeurige beoordeling van de glucoseopname in volwassen skeletspieren mogelijk in afwezigheid van verstorende factoren die het intacte diermodel kunnen verstoren. Bovendien geven we informatie over de metabole levensvatbaarheid van geïncubeerde muizenskeletspieren, wat suggereert dat de toegepaste methode onder bepaalde omstandigheden enkele kanttekeningen bevat bij het bestuderen van het spierenergiemetabolisme.

Zoals te zien is in figuur 2 waren de basale glucoseopnamesnelheden vergelijkbaar tussen geïsoleerde soleus- en EDL-spieren van vrouwelijke muizen. Dit is ook meerdere keren gemeld voor 12,13,19,20. De glucoseopname nam toe met ~ 0,8 en ~ 0,6 keer en bereikte 12 en 9 μmol / g eiwit / h in respectievelijk soleus- en EDL-spieren, al...

Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice at JoVE.com

Measurement of Insulin- and Contraction-Stimulated Glucose Uptake in Isolated and Incubated Mature Skeletal Muscle from Mice

Intacte regulatie van spierglucoseopname is belangrijk voor het behoud van glucosehomeostase van het hele lichaam. Dit protocol presenteert een beoordeling van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren bij het afbakenen van de impact van verschillende fysiologische interventies op het glucosemetabolisme van het hele lichaam.

Meting van insuline- en contractie-gestimuleerde glucoseopname in geïsoleerde en geïncubeerde volwassen skeletspieren van muizen

Skeletal muscle is an insulin-responsive tissue and typically takes up most of the glucose that enters the blood after a meal. Moreover, it has been ...

Het ex vivo model is een nuttige methode voor het evalueren van de impact van verschillende fysiologische interventies en farmacologische verbindingen en spierglucose opname. Deze techniek maakt de nauwkeurige beoordeling van glucoseopname in geïsoleerde skeletspieren van muizen mogelijk in afwezigheid van verstorende factoren die een intact diermodel kunnen verstoren. Schakel voordat u aan een experiment begint het geïntegreerde spierstripsysteem in en verwarm de kamers tot 30 graden Celsius.Open de software voor gegevensverzameling en kalibreer de geforceerde transducers om vergelijkbaarheid tussen gegevenssets te garanderen. Voeg vier milliliter voorverwarmd basaal incubatiemedium van 30 graden Celsius toe aan elke incubatiekamer en zorg ervoor dat het medium continu van zuurstof wordt voorzien met 95% zuurstof en 5% koolstofdioxide. Plaats de muis in buikligging op een dissectielade en bevestig een gebrek aan reactie op de pedaalreflex.Pin vervolgens een enkele voorpoot vast met een naald. Gebruik een schaar om de huid van het onderbeen te verwijderen totdat zowel de achillespees als het kniegewricht zichtbaar zijn. Bevestig voor dissectie van de soleusspier een enkele hechtlus met een diameter van 0,4 centimeter, bereid uit een niet-absorbeerbaar chirurgisch nylon stuk hechtdraad van 16 centimeter aan de achillespees en bevestig peentangen aan de achillespees distaal aan de lus.Snijd om de soleus- en gastrocnemiusspieren van de poot los te maken en schuif de peentang voorzichtig over de muis om de soleusspier bloot te leggen. Pin de peentang vast en plaats een tweede hechtlus rond de proximale pees van de soleusspier. Snijd de proximale pees door en ontleed de soleus inclusief de twee aangehechte hechtlussen vrij van de gastrocnemiusspier.Gebruik bij het verzamelen de lussen om de soleusspier snel aan de respectievelijke haken in een van de incubatiekamers te bevestigen. Gebruik een tang om de fascia te verwijderen die de tibialis anterieure spier bedekt. De distale pezen van de tibialis anterieure of EDL-spieren moeten helder wit, zichtbaar en van elkaar gescheiden zijn.Snijd de destille pees van de tibialis anterieure spier en ontleed de spier. Gebruik een tang om de EDL-spier voorzichtig te bevrijden van de omliggende weefsels, waardoor de spier intact blijft zonder de pezen door te snijden. Plaats individuele hechtlussen rond de destillerende en proximale EDL-pezen.Wanneer de lussen zijn geplaatst, knipt u de pezen door om de EDL-spier los te maken met de hechtlussen bevestigd en bevestigt u de lussen snel aan de haken in de tweede incubatiekamer. Pas vervolgens de rustspanning van elke spier aan tot ongeveer vijf millinewton en laat de spieren gedurende ten minste 10 minuten in het medium balanceren voordat het experiment wordt gestart. Om de insuline gestimuleerde glucoseopname te meten, vervangt u het basale incubatiemedium in de kamers door het incubatiemedium zonder insuline, een submaximaal effectieve insulineconcentratie of een maximaal effectieve insulineconcentratie gedurende een incubatie van 20 minuten.Vervang aan het einde van de stimulatieperiode het incubatiemedium door het glucoseopname-incubatiemedium met een identieke insulineconcentratie gedurende een incubatie van 10 minuten. Verwijder aan het einde van de glucoseopname-incubatie voorzichtig de spieren uit de incubatiekamers en was de monsters in ijskoud basaal incubatiemedium. Droog na de wassing de spieren snel op filterpapier en vries het weefsel in zonder de hechtlussen in vloeibare stikstof.Verzamel vervolgens 100 microliter van het glucoseopname-incubatiemedium uit elke kamer voor 20 graden celsius opslag en spierglucoseopnameanalyse. Om de contractie gestimuleerde glucoseopname te meten, plaatst u platina-elektroden centraal en aan beide zijden van de spieren in de incubatiekamers en start u spiercontractie onmiddellijk na vervanging van het basale incubatiemedium door glucose-opname-incubatiemedium. Noteer de geforceerde productie van elke geïncubeerde spier.Na 10 minuten verzamelt en bevriest u voorzichtig de spieren zoals aangetoond, waarbij 100 microliter aliquots van het glucoseopname-incubatiemedium uit elke kamer worden opgeslagen voor analyse van de spierglucoseopname zoals aangetoond. Om de myocellulaire signalering te bepalen door western blotting-analyse in dezelfde set spiermonsters, homogeniseert u elk bevroren spiermonster in 400 microliter ijskoude homogenisatiebuffer en roteert u het monster uiteinde over het uiteinde gedurende één uur bij vier graden Celsius. Verzamel vervolgens de licate door centrifugalisatie en meet de hoeveelheid eiwit van belang binnen elk monsterpallet volgens standaard western blot-analyseprotocollen.Om de glucoseopname in elk monster te meten, voegt u 150 microliter supernatant uit elk monster en 25 microliter glucose-opname-incubatiemedium uit de overeenkomstige incubatiekamers toe om injectieflacons met vloeibare scintillatie te scheiden die drie milliliter vloeibare scintillatievloeistof per injectieflacon bevatten. Laad vervolgens de injectieflacons op een vloeibare scintillatieteller en meet de radioactiviteit van twee deoxyglucose en mannitol volgens de richtlijnen van de fabrikant. In deze representatieve analyse waren de basale glucoseopnamesnelheden vergelijkbaar tussen soleus- en EDL-spieren geïsoleerd van vrouwelijke muizen.De glucoseopname nam toe in soleus- en EDL-spieren als reactie op zowel submaximale als maximaal effectieve insulineconcentraties. Bovendien waren zowel submaximale als maximale insuline gestimuleerde glucoseopnames significant hoger in de soleusspier. Daarentegen was de door contractie geïnduceerde glucoseopname significant hoger in de EDL in vergelijking met de soleusspier.Hier kan de maximale spierkracht worden waargenomen die tijdens de stimulatieperiode van 10 minuten in soleus- en EDL-spieren wordt geproduceerd. Zoals verwacht genereerde de EDL-spier meer kracht tijdens het eerste deel van de stimulatieperiode, gevolgd door een snelle afname later in de stimulatieperiode. Submaximale en maximale insulineconcentraties veroorzaakten een toename van de fosforylering van Akt threonine 308 en TBC1D4 Serine 588, terwijl contractie een toename van de fosforylering van AMPK Alpha threonine 172 en ACC serine 212 veroorzaakte.Noch insuline, noch contractie leidde tot een verandering in het totale eiwitgehalte. Voordat u probeert de glucoseopname in geïsoleerde muisspieren te meten, is het van vitaal belang om de dissectie van de soleus- en EDL-spieren grondig te oefenen. Na de beoordeling van de spierglucoseopname kan het resterende spiereiwitlysaat worden gebruikt voor aanvullende biochemische analyse die de waargenomen veranderingen in glucoseopnamesnelheden kan ophelderen.

Research

JoVE Journal

Biology

In vivo Micro-circulation Measurement in Skeletal Muscle by Intra-vital Microscopy

In vivo micro-circulatie meting in de skeletspier door Intra-vitale Microscopie

BACKGROUND: Regulatory factors and detailed physiology of in vivo microcirculation have remained not fully clarified after many different modalities of ...

Adult and Embryonic Skeletal Muscle Microexplant Culture and Isolation of Skeletal Muscle Stem Cells

Volwassen en embryonale skeletspier Microexplant Cultuur en isolatie van de skeletspieren Stem Cells

Cultured embryonic and adult skeletal muscle cells have a number of different uses. The micro-dissected explants technique described in this chapter is a ...

Mitochondrial Isolation from Skeletal Muscle

Mitochondriale Isolatie van skeletspieren

Mitochondria are organelles controlling the life and death of the cell. They participate in key metabolic reactions, synthesize most of the ATP, and ...

Purification of Progenitors from Skeletal Muscle

Zuivering van voorlopercellen uit Skeletal Muscle

Skeletal muscle contains multiple progenitor populations of distinct embryonic origins and developmental potential. Myogenic progenitors, usually residing ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Fluorescentie-gebaseerde waardering van Store-bediende Calcium Entry in levende cellen: van Cultured Cancer Cell op Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Ex Vivo Assessment of Contractility, Fatigability and Alternans in Isolated Skeletal Muscles

Ex Vivo Beoordeling van contractiliteit, vermoeidheid en alternantie in geïsoleerde skeletspieren

 
Described here is a method to measure contractility of isolated skeletal muscles. Parameters such as muscle force, muscle power, contractile kinetics, ...

Isolation and Culture of Individual Myofibers and their Satellite Cells from Adult Skeletal Muscle

Isolatie en Cultuur van individuele myovezels en hun satelliet cellen van volwassen skeletspier

Muscle  regeneration in the adult is performed by resident stem cells called satellite  cells. Satellite cells are defined by  their position between the ...

Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers

Beoordeling van Calcium Sparks in Intact Skeletal spiervezels

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in ...

Isolation of Blood-vessel-derived Multipotent Precursors from Human Skeletal Muscle

Isolatie van bloedvatgeassocieerde afgeleid Multipotente Voorlopers van Human Skeletal Muscle

Since the discovery of mesenchymal stem/stromal cells (MSCs), the native identity and localization&#160;of MSCs have been obscured by their retrospective ...

Measurement of Smooth Muscle Function in the Isolated Tissue Bath-applications to Pharmacology Research

Meting van de gladde spieren Functie in het Geïsoleerde Tissue Bath-applicaties om Farmacologie Onderzoek

Isolated tissue bath assays are a classical pharmacological tool for evaluating concentration-response relationships in a myriad of contractile tissues.  ...