Name: intratracheal administration of dry powder formulation in mice
Uploaded: 2020-07-25T15:00:00
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Les auteurs tiennent à remercier M. Ray Lee, M. HC Leung et M. Wallace So pour leur aimable aide dans la fabrication de la source lumineuse et de l’insufflateur de poudre; et l’installation de base de la faculté pour l’aide en imagerie animale. Les travaux ont été soutenus par le Research Grant Council, Hong Kong (17300319).

Les expériences menées dans le présent rapport ont été approuvées par le Comité sur l’utilisation d’animaux vivants à des fins d’enseignement et de recherche (CULATR) de l’Université de Hong Kong. Des formulations de poudre sèche préparées par lyophilisation par pulvérisation (DFC) contenant 0,5 % d’ARN messager de luciférase (ARNm), 5 % de peptide synthétique PEG12KL4 et 94,5 % de mannitol (p/p) sont utilisées dans cette étude pour démontrer l’expression de l’ARNm dans le poumo...

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F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+aerosol+generator+for+homogenous+distribution+of+powder+over+the+lungs+after+pulmonary+administration+to+small+laboratory+animals.">A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).</li><li>Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+evaluation+of+the+DP-4M+PennCentury+insufflator.">In vitro evaluation of the DP-4M PennCentury insufflator.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (1), 153-159 (2014).</li><li>Liao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Porous+and+highly+dispersible+voriconazole+dry+powders+produced+by+spray+freeze+drying+for+pulmonary+delivery+with+efficient+lung+deposition.">Porous and highly dispersible voriconazole dry powders produced by spray freeze drying for pulmonary delivery with efficient lung deposition.</a> International Journal of Pharmaceutics. 560, 144-154 (2019).</li><li>Ito, T., Okuda, T., Takashima, Y., Okamoto, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Naked+pDNA+Inhalation+Powder+Composed+of+Hyaluronic+Acid+Exhibits+High+Gene+Expression+in+the+Lungs.">Naked pDNA Inhalation Powder Composed of Hyaluronic Acid Exhibits High Gene Expression in the Lungs.</a> Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 489-497 (2019).</li><li>Chaurasiya, B., Zhou, M., Tu, J., Sun, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+and+validation+of+a+simple+device+for+insufflation+of+dry+powders+in+a+mice+model.">Design and validation of a simple device for insufflation of dry powders in a mice model.</a> European Journal of Pharmaceutical Sciences. 123, 495-501 (2018).</li></ol>

En ce document, des dispositifs faits sur mesure pour l’insufflation sèche de poudre et l’intubation intratrachéale sont présentés. Dans l’étape de chargement de la poudre, la poudre sèche est chargée dans une pointe de pipette de chargement de gel de 200 μL. Il est important de taper doucement la pointe pour permettre l’emballage en vrac de poudre à l’extrémité étroite de la pointe. Cependant, si la poudre est emballée trop étroitement, ils resteront coincés dans la pointe et ne pourront pas êt...

La voie pulmonaire de l’administration offre de divers avantages en fournissant la thérapeutique pour des actions locales et systémiques. Pour le traitement des maladies pulmonaires, une concentration locale élevée de médicament peut être obtenue par administration pulmonaire, réduisant ainsi la dose requise et réduisant l’incidence des effets secondaires systémiques. De plus, les activités enzymatiques relativement faibles dans les poumons peuvent réduire le métabolisme prématuré des médicaments. Les poumons sont également efficaces pour l’absorption des médicaments pour l’action systémique en raison de la grande surface bien perfusée, de la couche de cellules épithéliales extrêmement mince et du volume sanguin élevé dans les capillaires pulmonaires1.
Les formulations de poudre sèche inhalée ont été largement étudiées pour la prévention et le traitement de diverses maladies telles que l’asthme, la maladie pulmonaire obstructive chronique, le diabète sucré et la vaccination pulmonaire2,3,4. Les médicaments à l’état solide sont généralement plus stables que sous forme liquide, et les inhalateurs à poudre sèche sont plus portables et conviviaux que les nébuliseurs5,6. Dans le développement de formulations de poudre sèche inhalée, l’innocuité, le profil pharmacocinétique et l’efficacité thérapeutique doivent être évalués dans des modèles animaux précliniques après administration pulmonaire7. Contrairement aux humains qui peuvent inhaler activement de la poudre sèche, l’administration pulmonaire de poudre sèche aux petits animaux est difficile. Il est nécessaire d’établir un protocole efficace d’administration de poudre sèche aux poumons des animaux.
Les souris sont largement utilisées comme modèles animaux de recherche parce qu’elles sont économiques et qu’elles se reproduisent bien. Ils sont également faciles à manipuler et de nombreux modèles de maladies sont bien établis. Il existe deux approches principales pour administrer de la poudre sèche au poumon de la souris : l’inhalation et l’administration intratrachéale. Pour l’inhalation, la souris est placée dans une chambre du corps entier ou du nez seulement où la poudre sèche est aérosolisée et où les animaux respirent l’aérosol sans sédation8,9. Un équipement coûteux est nécessaire et l’efficacité de l’administration des médicaments est faible. Bien que la chambre du corps entier puisse être techniquement moins difficile, la chambre d’exposition du nez seulement pourrait minimiser l’exposition des médicaments à la surface du corps. Quoi qu’il en soit, il est toujours difficile de contrôler et de déterminer avec précision la dose administrée aux poumons. La poudre sèche est principalement déposée dans la région du nasopharynx où la clairance mucociliaire est proéminente10. De plus, les souris à l’intérieur de la chambre sont soumises à un stress important pendant le processus d’administration car elles sont contraintes et privées de nourriture et d’eau11. Pour l’administration intratrachéale, il s’agit généralement de l’introduction de la substance directement dans la trachée. Il existe deux techniques différentes pour y parvenir : la trachéotomie et l’intubation orotracheal. Le premier nécessite une intervention chirurgicale qui fait une incision dans la trachée, qui est invasive et rarement utilisée pour l’administration de poudre. Seule la deuxième technique est décrite ici. Par rapport à la méthode d’inhalation, l’administration intratrachéale est la méthode la plus couramment utilisée pour l’administration pulmonaire chez la souris en raison de son efficacité d’administration élevée avec une perte minimale de médicament12,13. C’est une méthode simple et rapide pour livrer avec précision une petite quantité de poudre en quelques milligrammes à la souris. Bien que la souris soit anatomiquement et physiologiquement distincte de l’homme et que l’anesthésie soit nécessaire pendant le processus d’intubation, l’administration intratrachéale contourne les voies respiratoires supérieures et offre un moyen plus efficace d’évaluer les activités biologiques de la formulation de poudre sèche telles que l’absorption pulmonaire, la biodisponibilité et les effets thérapeutiques14,15.
Pour administrer de la poudre sèche par voie intratrachéale, la souris doit être intubée, ce qui pourrait être difficile. Dans cet article, la fabrication d’un insufflateur de poudre sèche sur mesure et d’un dispositif d’intubation est décrite. Les procédures d’intubation et d’insufflation de poudre sèche dans le poumon de la souris sont démontrées.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>BALB/c mouse</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CleanCap Firefly Luciferase mRNA</td>
			<td>TriLink Biotechnology</td>
			<td>L-7602</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry Powder Insufflator</td>
			<td>PennCentury</td>
			<td>Model DP-4M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine 10%</td>
			<td>Alfasan International B.V.</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light emitting diode (LED) torch</td>
			<td>Unilite Internation</td>
			<td>PS-K1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mannitol (Pearlitol 160C)</td>
			<td>Roquette</td>
			<td>450001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-filter round gel loading pipette tip (200 &#181;L)</td>
			<td>Labcon</td>
			<td>1034-800-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon floss</td>
			<td>Reach</td>
			<td>30017050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>One milliliter syringe without needle</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SS-01T</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optical fibre</td>
			<td>Fibre Data</td>
			<td>OMPF1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PEG12KL4 peptide</td>
			<td>EZ Biolab</td>
			<td></td>
			<td>(PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic Pasteur fine tip pipette</td>
			<td>Alpha Labotatories</td>
			<td>LW4061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Three-way stopcock</td>
			<td>Braun</td>
			<td>D201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine 2%</td>
			<td>Alfasan International B.V.</td>
			<td>NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zerostat 3 anti-static gun</td>
			<td>MILTY</td>
			<td>5036694022153</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intratracheal administration of dry powder formulation in mice

Dans le développement de formulations de poudre sèche inhalable, il est essentiel d’évaluer leurs activités biologiques dans des modèles animaux précliniques. Ce document présente une méthode non envahissante de livraison intratrachéale de formulation sèche de poudre chez les souris. Un dispositif de chargement de poudre sèche constitué d’une pointe de pipette de chargement de gel de 200 μL reliée à une seringue de 1 mL par l’intermédiaire d’un robinet d’arrêt à trois voies est présenté. Une petite quantité de poudre sèche (1-2 mg) est chargée dans la pointe de la pipette et dispersée par 0,6 mL d’air dans la seringue. Parce que les pointes de pipette sont jetables et peu coûteuses, différentes formulations de poudre sèche peuvent être chargées dans différentes pointes à l’avance. Diverses formulations peuvent être évaluées dans le cadre d’une même expérience animale sans nettoyage de l’appareil et remplissage de dose, ce qui permet de gagner du temps et d’éliminer le risque de contamination croisée par la poudre résiduelle. L’étendue de la dispersion de la poudre peut être inspectée par la quantité de poudre restant dans la pointe de la pipette. Un protocole d’intubation chez la souris avec une source lumineuse sur mesure et une canule de guidage est inclus. L’intubation appropriée est l’un des facteurs clés qui influencent l’administration intratrachéale de la formulation de poudre sèche à la région pulmonaire profonde de la souris.

Lorsqu’un insufflateur de poudre sèche est utilisé pour administrer un aérosol de poudre aux poumons d’un animal, le volume d’air utilisé est essentiel car il affecte la sécurité ainsi que l’efficacité de la dispersion de la poudre. Pour optimiser la méthode, différents volumes d’air (0,3 mL, 0,6 mL et 1,0 mL) ont été utilisés pour disperser la poudre sèche (1 mg de mannitol séché par pulvérisation) et le poids des souris a été surveillé pendant 48 heures après l’administration<strong clas...

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Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

Les formulations de poudre sèche pour inhalation ont un grand potentiel dans le traitement des maladies respiratoires. Avant d’entrer dans les études humaines, il est nécessaire d’évaluer l’efficacité de la formulation de poudre sèche dans les études précliniques. Une méthode simple et non envahissante de l’administration de la poudre sèche chez les souris par l’itinéraire intratrachéal est présentée.

Administration intratrachéale de formulation de poudre sèche chez la souris

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

Intratracheal administration of dry powder is essential to evaluate the performance and biological activities of an inhaled powder formulation, such as pulmonary absorption, bioavailability, and therapeutic effects in pre-clinical animal models. The intubation process is non-invasive and could deliver powder formulation to the mice safely and accurately. The custom-made dry powder insufflator is disposable, inexpensive, and efficient in disbursing powder formulations.The insufflators could be used in evaluating different formulations on multiple mice in the same experiments without a risk of cross-contamination from residual powder. The intubation process is challenging for non-experienced researchers. The ability to visualize and aim the finest tip of the cannula at the opening of the trachea is crucial for correct insertion of the guiding cannula.This technique requires practice to minimize improper insertion. My postdoc Carol and my PhD student Rachel are going to demonstrate the preparation and intubation procedure. To begin, neutralize the static charges of the dry powder and the 200 microliter non-filter round gel loading pipette tip with an anti-static gun or a balance with deionizing function.Prepare a weighing paper with an approximate size of four by four centimeters. Fold the paper in half diagonally and then unfold it. Then use it to weigh one to two milligrams of dry powder.Fill a gel loading pipette tip with powder through the wider opening and tap it gently to pack the powder until it forms loose agglomerates near the narrow end of the tip. Avoid packing the powder too tightly as it may hamper dispersion. Connect the powder loaded tip to a one milliliter syringe through a three-way stopcock holding the tip and syringe vertically during connection to prevent spillage of powder.The size of the syringe can be changed according to the volume of air used to disperse the powder. If administration is not performed immediately, use parafilm to seal the openings of the tip and store it temporarily under suitable conditions until administration. After anesthetizing the seven to nine-week-old BALB/c mouse with ketamine and xylazine, place it on a plexiglass platform mounted to a stand.Suspend the mouse by hooking its incisors on a nylon floss and secure its position with a piece of tape or a rubber band. Adjust the height and angle of the platform. Insert the optical fiber into the guiding cannula with the tip of the fiber level with the opening of the cannula.Then turn on the LED torch to illuminate. Gently protrude the tongue of the mouse with a pair of forceps to expose its trachea. Use the other hand to hold the guiding cannula with optical fiber and insert them through the oral cavity.With the illumination from the optical fiber, the opening of the trachea can be visualized as an orifice between the vocal cords. Align the bevel of the guiding cannula towards the midline of the opening and gently intubate it with the optical fiber into the trachea by aiming the finest tip of the cannula at the tracheal opening. Upon intubation, swiftly remove the optical fiber and leave the guiding cannula inside the trachea.Normal restoration should be observed. Hold the fine tip pipette at the opening of the guiding cannula and insufflate a small puff of air into the lung of the mouse. A slight inflation in the chest indicates proper intubation.Remove the fine tip pipette prior to powder administration. Hold the power loaded tip that is connected to the syringe, making sure that the air flow between the syringe and the tip is disconnected. Pull the syringe plunger backward to withdraw 0.6 milliliters of air.Turn the valve of the three-way stopcock to connect the air flow between the syringe and the power loaded tip. Then insert the power loaded tip into the guiding cannula which has already been placed in the trachea of the mouse. Hold the guiding cannula and push the syringe plunger forcefully in one continuous action to disperse the powder as aerosols into the lung minimizing any forward motion to avoid injury to the animal.Remove the tip and check if the powder has been emptied. Once the administration is complete, remove the guiding cannula from the trachea. Allow the mouse to recover by positioning it horizontally in a supine position with its tongue half protruded to avoid a blockage of the airways.To optimize the method, different volumes of air were used to disperse one milligram of the spray dried mannitol and the weight of mice was monitored. The use of 0.3 and 0.6 milliliters of air did not cause weight loss of the mice up to 48 hours post-administration. Dispersing the powder with one milliliter of air resulted in over 5%weight loss within 24 hours, which was not fully recovered after 48 hours.The mice were intratracheally administered with one milligram of SFD powder containing five micrograms of mRNA and the luciferase expression in the lungs was evaluated at 24 hours post-administration using an in vivo imaging system. The SFD powder was dispersed in the deep lung and luciferase expression was observed. As a comparison, the powder was reconstituted in water and administered with a micro sprayer using the same intubation procedure.The luciferase expression of the reconstituted formulation was significantly higher than the dry powder formulation, which could be due to the powder disillusion issue or different pharmacokinetic profile between powder and liquid form. The histological characteristics of the lungs treated with mRNA dry powder aerosol were compared with untreated control and LPS-treated groups. The lung without any treatment illustrated a healthy presentation while the lung treated with LPS showed irregular distribution of airspace and inflammatory cell infiltration into the interstitial and alveolar spaces.The lungs treated with SFD powder did not show any signs of inflammation. For successful powder dispersion, the powder in the loading tip should be tapped gently and not packed too tightly in the tip. This intubation setting can also be adapted to administer liquid formulations either with a pipette or a micro sprayer.

Research

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Medicine

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