Name: detection of phytophthora capsici in irrigation water using loop-mediated isothermal amplification
Uploaded: 2020-06-25T13:00:00
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Diese Arbeit erhielt die finanzielle Unterstützung der Georgia Commodity Commission for Vegetables Projekt ID- FP00016659. Die Autoren danken Dr. Pingsheng Ji, University of Georgia und Dr. Anne Dorrance, Ohio State University für die Bereitstellung reiner Kulturen von Phytophthora spp. Wir danken auch Li Wang und Deloris Veney für ihre technische Unterstützung während der gesamten Studie.

1. Vor-Ort-Nachweis von Phytophthora capsici aus Bewässerungswasser mittels tragbarer, schleifenvermittelter isothermaler Amplifikation
<ol><li>Einrichten der Pumpe und des Filters<ol>
<li>Befestigen Sie einen Filterkolben an einem Rohr, das mit einer Handpumpe verbunden ist, so dass bei Aktivierung der Pumpe Luft durch den Mund des Filterkolbens eingezogen wird.</li>
		<li>Den Buchner-Trichter in den Gummistopfen in den Mund des Filterkolbens einbauen und das entsprechend große Stück Filterpapier in den Bu...

<ol>
	<li>Hong, C., Moorman, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plant+pathogens+in+irrigation+water:+challenges+and+opportunities.">Plant pathogens in irrigation water: challenges and opportunities.</a> Critical Reviews in Plant Sciences. 24 (3), 189-208 (2005).</li><li>Malkawi, H. I., Mohammad, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology,+Genetics,+Morphology,+&amp;+Microorganisms,+E.+o.+Survival+and+accumulation+of+microorganisms+in+soils+irrigated+with+secondary+treated+wastewater.">Physiology, Genetics, Morphology, &amp; Microorganisms, E. o. Survival and accumulation of microorganisms in soils irrigated with secondary treated wastewater.</a> Journal of Basic Microbiology. 43 (1), 47-55 (2003).</li><li>Bush, E. A., Hong, C., Stromberg, E. 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Die Prüfung von Bewässerungswasser auf Phytopathogene ist ein entscheidender Schritt für Züchter, die Bewässerungsteiche und recyceltes Wasser verwenden27. Bewässerungsteiche bieten ein Reservoir und Brutplatz für eine Reihe von Phytopathogenen, da überschüssiges Bewässerungswasser vom Feld zum Teich geleitet wird, der alle Krankheitserreger mit sich führt, die möglicherweise vorhanden waren16,27. Die traditionelle Methode zum ...

Das Recycling von Wasser in landwirtschaftlichen Betrieben und Baumschulen wird aufgrund der steigenden Wasserkosten und der Umweltbedenken hinter der Wassernutzung immer beliebter. Viele Bewässerungsmethoden wurden für Züchter entwickelt, um die Ausbreitung und das Auftreten von Pflanzenkrankheiten zu reduzieren. Unabhängig von der Quelle des Wassers (Bewässerung oder Niederschlag) wird Abflusses erzeugt, und viele Gemüse- und Gärtnereien haben einen Teich, um Abflusses zu sammeln und zu recyceln1. Dadurch entsteht ein Reservoir für eine mögliche Anhäufung von Krankheitserregern, die die Ausbreitung von Krankheitserregern begünstigt, wenn das recycelte Wasser zur Bewässerung von Pflanzen2,3,4verwendet wird. Oomycete Pflanzenpathogene profitieren besonders von dieser Praxis, da Zoosporen sich im Wasser ansammeln und die primäre dispersive Sporen ist selbst-motil, erfordert aber Oberflächenwasser5,6,7. Phytophthora capsici ist ein Oomycete-Erreger, der eine erhebliche Anzahl von solanaceous und Cucurbit Kulturen in verschiedenenWeisen8 betrifft. Oft sind die Symptome Dämpfung von Sämlingen, Wurzel und Krone Fäulnis; Bei Kulturen wie Gurke, Kürbis, Melone, Kürbis, Wassermelone, Auberginen und Pfeffer können jedoch ganze Ernten durch Fruchtfäule verloren gehen9. Obwohl es bekannte Methoden zum Nachweis dieses Pflanzenerregers gibt, benötigen die meisten eine Infektion, die bereits stattgefunden hat, was zu spät ist, damit irgendwelche präventiven Fungizide eine signifikante Wirkung haben10.
Die traditionelle Methode, Bewässerungswasser für den Nachweis und die Diagnose von gezielten Mikroorganismen zu testen, ist ein antiquierter Ansatz, wenn Geschwindigkeit und Empfindlichkeit entscheidend für den Erfolg und profitable Pflanzenproduktion sind11,12. Pflanzengewebe, das für den gezielten Erreger empfänglich ist (z. B. Auberginen für P. capsici), wird an einer modifizierten Falle befestigt, die über einen längeren Zeitraum in einem Bewässerungsteich aufgehängt wird, bevor sie entfernt und auf Infektionen untersucht wird. Proben aus dem Pflanzengewebe werden dann auf semiselektiven Medien (PARPH) plattiert und für das Kulturwachstum inkubiert, dann wird die morphologische Identifizierung mit einem zusammengesetzten Mikroskop13durchgeführt. Es gibt andere ähnliche Nachweismethoden für andere Pflanzenpathogene, die selektive Medien verwenden und kleine Mengen kontaminierten Wassers plattieren, bevorsie 14,15sub-culturing sub-culturing. Diese Methoden erfordern zwischen 2 und 6 Wochen, mehrere Unterkultivierungsrunden, um den Organismus zu isolieren, und Erfahrung mit Phytophthora-Diagnostik, um die wichtigsten morphologischen Charaktere jeder Art erkennen zu können. Diese traditionellen Methoden eignen sich nicht gut für den Nachweis von Bewässerungswasser, das durch P. capsici aufgrund von Faktoren wie Interferenzen durch andere Mikroorganismen kontaminiert ist, die auch in den Wasserquellen vorhanden sind. Einige schnell wachsende Mikroorganismen wie Pythium spp. und wassergetragene Bakterien können auf der Platte überwuchern, so dass P. capsici nicht nachweisbar16,17.
Der Zweck dieser Studie war die Entwicklung einer empfindlichen und spezifischen molekularen Methode, die sowohl in Feld- als auch laboratoriumsspezifischen Umgebungen zum Nachweis von P. capsici Zoosporen im Bewässerungswasser verwendet werden kann. Das Protokoll beinhaltet die Entwicklung eines neuartigen schleifenvermittelten isothermen Amplifikations-Primers (LAMP)-Primers, das in der Lage ist, P. capsicispezifisch zu verstärken, basierend auf einem 1121-Basenpaar (bp) Fragment von P. capsici18,19. Ein zuvor entwickelter LAMP Primer von Dong et al. (2015) wurde im Vergleich zu dem für diese Studie entwickelten Test verwendet20.
Der LAMP-Assay ist eine relativ neue Form der molekularen Detektion, die nachweislich schneller, empfindlicher und spezifischer ist als herkömmliche Polymerase-Kettenreaktion (PCR)21. Im Allgemeinen können herkömmliche PCR-Assays nicht unter 500 Kopien (1,25 pg/l) erkennen; Im Gegensatz dazu haben frühere Studien gezeigt, dass die Empfindlichkeit von LAMP 10 bis 1.000 Mal höher sein kann als herkömmliche PCR und leicht sogar 1 fg/l genomische DNA22,23erkennen kann. Darüber hinaus kann der Test schnell (oft in 30 min) und vor Ort (im Feld) mit einem tragbaren Heizblock für die Verstärkung und einem kolorimetrischen Farbstoff durchgeführt werden, der die Farbe für eine positive Probe ändert (wodurch die Elektrophorese entfällt). In dieser Studie haben wir die Empfindlichkeit von PCR- und LAMP-Assays mit einer Filterextraktionsmethode verglichen. Die vorgeschlagene Nachweismethode ermöglicht es Forschern und Erweiterungsmitteln, das Vorhandensein von P. Capsici-Sporen aus verschiedenen Wasserquellen in weniger als zwei Stunden leicht zu erkennen. Der Test ist nachweislich empfindlicher als herkömmliche PCR und wurde vor Ort durch den Nachweis des Vorhandenseins des Erregers in dem von einem Züchter verwendeten Bewässerungswasser validiert. Diese Nachweismethode wird es den Züchtern ermöglichen, das Vorhandensein und die Populationsdichte des Erregers in verschiedenen Wasserquellen zu schätzen, die für die Bewässerung verwendet werden, wodurch verheerende Ausbrüche und wirtschaftliche Verluste verhindert werden.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Agarose gel powder</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>C997J85</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buchner funnel</td>
			<td>Southern Labware</td>
			<td>JBF003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bullet Blender</td>
			<td>Next Advance</td>
			<td>BBX24</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge 5430</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>22620509</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>C298-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CTAB solution</td>
			<td>Biosciences</td>
			<td>786-565</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dneasy Extraction Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Flask</td>
			<td>United</td>
			<td>FHFL1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter Paper</td>
			<td>United Scientific Supplies</td>
			<td>FPR009</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gel Green 10000X</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>B003B68 (1/EA)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Genie III</td>
			<td>OptiGene</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hand pump</td>
			<td>Thomas Scientific</td>
			<td>1163B06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iso-amyl Alcohol</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>BP1150-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LAVA LAMP master mix</td>
			<td>Lucigen</td>
			<td>30086-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic bead DNA extraction</td>
			<td>Genesig</td>
			<td>genesigEASY-EK</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic Separator</td>
			<td>Genesig</td>
			<td>genesigEASY-MR</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>polyvinylpyrrolidone</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>PVP40-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Primers</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism Mini Centrifuge</td>
			<td>Labnet</td>
			<td>C1801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T100 Thermal Cycler</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1861096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Gel Doc</td>
			<td>Analytik Jena</td>
			<td>849-00502-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Warmstart Colorimetric Dye</td>
			<td>Lucigen</td>
			<td>E1800m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide Mini ReadySub-Cell GT Cell</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1704489EDU</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70% isopropanol</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>A451-1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

detection of phytophthora capsici in irrigation water using loop-mediated isothermal amplification

Phytophthora capsici ist ein verheerender Oomycete-Erreger, der viele wichtige solanaceous und cucurbit Kulturen betrifft, die erhebliche wirtschaftliche Verluste in der Gemüseproduktion jährlich verursachen. Phytophthora capsici ist bodenbedingt und aufgrund seiner langlebigen Überlebensstrukturen (Oosporen und Chlamydosporen), die Witterung und Degradation widerstehen, ein anhaltendes Problem auf Gemüsefeldern. Die Hauptmethode der Dispersion ist durch die Herstellung von Zoosporen, die einzellig sind, flagellated Sporen, die durch dünne Wasserschichten auf Oberflächen oder in wassergefüllten Bodenporen schwimmen können und in Pfützen und Teichen ansammeln können. Daher können Bewässerungsteiche eine Quelle des Erregers und der Anfangspunkte von Krankheitsausbrüchen sein. Der Nachweis von P. capsici in Bewässerungswasser ist mit traditionellen kulturbasierten Methoden schwierig, da andere Mikroorganismen, die in der Umwelt vorkommen, wie Pythium spp., in der Regel P. capsici überwuchern, was es nicht nachweisbar macht. Um das Vorhandensein von P. capsici-Sporen in Wasserquellen (Bewässerungswasser, Abflusses usw.) zu bestimmen, haben wir ein Handpumpen-basiertes Filterpapier (8-10 m) entwickelt, das die Sporen des Erregers (Zoosporen) erfasst und später verwendet wird, um die DNA des Erregers durch eine neuartige, schleifenvermittelte isotherme isotherme Amplifikation (LAMP) zu verstärken. Diese Methode kann DNA aus einer Konzentration von bis zu 1,2 x 102 Zoosporen/ml verstärken und detektieren, was 40-mal empfindlicher ist als herkömmliche PCR. Bei der Prüfung eng verwandter Arten wurde keine Kreuzverstärkung erreicht. LAMP wurde auch mit einem kolorimetrischen LAMP-Master-Mix-Farbstoff durchgeführt, der Ergebnisse anzeigte, die mit bloßem Auge für die schnelle Erkennung vor Ort gelesen werden konnten. Dieses Protokoll könnte an andere Krankheitserreger angepasst werden, die sich über kontaminierte Bewässerungssysteme aufhalten, ansammeln oder dispergieren.

Optimierung der LAMP-Methode In dieser Studie haben wir das Vorhandensein von Phytophthora capsici im Bewässerungswasser mit einem tragbaren, schleifenvermittelten isothermen Amplifikationstest (LAMP) festgestellt. Zunächst wurde der vorgeschlagene LAMP-Test durch die Prüfung verschiedener LAMP-Primerkonzentrationen optimiert [F3, B3 (jeweils 0,1–0,5 m); LF, LB (je 0,5–1,0 M) und FIP, BIP (je 0,8–2,4 M)], Dauern (30–70 min) und Temperaturen (55–70 °C). Der letzte LAMP-Primer-Mix...

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Detection of Phytophthora capsici in Irrigation Water using Loop-Mediated Isothermal Amplification

Wir haben eine Methode entwickelt, um Phytophthora capsici zoospores in Wasserquellen mit einer Filterpapier-DNA-Extraktionsmethode in Verbindung mit einem schleifenvermittelten isothermen Amplifikationstest (LAMP) zu detektieren, der im Feld oder im Labor analysiert werden kann.

Nachweis von Phytophthora capsici im Bewässerungswasser mit Loop-Mediad Isothermale Amplifikation

Phytophthora capsici is a devastating oomycete pathogen that affects many important solanaceous and cucurbit crops causing significant economic losses in ...

Der Nachweis von Phytopathogenen ist ein entscheidender Schritt im Management von Pflanzenkrankheiten. Dieses Protokoll bietet eine Schnellerkennungsmethode für die Kontamination von Bewässerungswasser aufgrund eines häufigen wasserbasierten Kampferregers. Mit dieser Technik können spezifische Erreger wie Phytophthora capcici aus unserem großen Volumen an Bewässerungswasser verarbeitet und schnell nachgewiesen werden, während sie vor Ort bleiben.Demonstriert wird das Verfahren von Owen Hudson, einem Master-Studenten aus meinem Labor, und Sumyya Waliullah, einer Postdoktorandin aus dem Labor von Dr.Pingxi G, um eine Pumpe und einen Filter für den Phytophthora capcici-Nachweis vor Ort im Bewässerungswasser einzurichten. Befestigen Sie einen Filterkolben an einem Rohr, das mit einer Handpumpe verbunden ist, und montiert buchner Trichter in den Gummistopfen im Mund des Filterkolbens. Dann passen Sie ein entsprechend großes Stück Filterpapier mit einer Retentionsgröße von 15 Mikrometern in den Trichter.Um Wasserproben zu erhalten, sammeln Sie Bewässerungswasser aus der Zielquelle. Das Wasser kann kleine Mengen an Schutt haben, aber nicht signifikante Sedimente oder Boden. Gießen Sie langsam zwischen 50 bis 1000 Milliliter Testwasser über das Filterpapier im Trichter, während Sie die Handpumpe verwenden, um eine Absaugung zu erzeugen, um das Wasser durch den Trichter zu ziehen.Wenn das gesamte Wasser gefiltert wurde, verwenden Sie Zangen, um das Filterpapier aus dem Trichter zu entfernen. Und verwenden Sie sterile Schere, um das Papier in kleine Stücke zu schneiden. Acht bis zwölf Stück Papier in 400 Mikroliter Extraktionspuffer in einem 1,5-Milliliter-Rohr für eine fünfminütige Inkubation bei Raumtemperatur untertauchen.Wirbel oder anderweitig das Papier für 10 Sekunden einmal pro Minute aufregen. Verwenden Sie am Ende der Inkubation Zangen, um das Papier mit so wenig Puffer wie möglich zu entfernen. Und wiederholen Sie die Lizenz mit dem nächsten Satz von Filterpapierstücken.Zur DNA-Extraktion aus den Filterpapierproben wurden der Probe 20 Mikroliter Proteinase K und 10 Mikroliter 10 Nanogramm pro Mikroliter RNAs zugesetzt und die Lösung bei Raumtemperatur 15 Minuten lang mit Wirbeln oder Schütteln alle drei Minuten inkubiert. Am Ende der Inkubation 500 Mikroliter Magnetperlen in Bindungspuffer in die Probe geben und durch Schütteln gut vermischen. Legen Sie nach fünf Minuten bei Raumtemperatur das Rohr und das magnetische Trennträgerfürrack zwei Minuten auf, bevor Sie den Überstand entfernen und entsorgen.Entfernen Sie das Rohr aus dem magnetischen Separator und hängen Sie die Perlen in 500 Mikroliter Waschpuffer kräftig wieder auf. Nach 30 Sekunden kehren Sie das Rohr zum Magneten zurück und warten Sie zwei Minuten, bevor Sie den Überstand entsorgen. Wiederholen Sie die Wäsche mit 500 Mikroliter Waschpuffer und 500 Mikroliter 80% Ethanol, wie gerade gezeigt.Und Luft fahren das magnetische Perlenpellet für 15 Minuten bei Raumtemperatur. Am Ende der Inkubation hängen Sie die Perlen in 50 MikroliterElutionspuffer mit Pipettierung für eine Minute wieder auf, bevor Sie das Rohr für zwei Minuten wieder auf den Magneten legen, um die Aufnahme des Überstandes zu ermöglichen. Nach der Vorbereitung der LAMP Primer Mischung, wie in der Tabelle angegeben, fügen Sie bei 2,5 Mikroliter Primer Mix 12,5 Mikroliter eines Lava LAMP Mastermix einen Mikroliter extrahierte DNA und neun Mikroliter doppeldestilliertes Wasser zu einem PCR-Rohr und richten Sie eine positive und eine negative Kontrolle.alle Proben in einem 64 Grad Celsius Wärmeblog für 45 Minuten oder das genie drei Amplifikationsinstrument am Ende der Inkubation, eine Last von fünf Mikroliterjeder verstärkten Probe auf ein 1%Agarose-Gel zu inkubieren und die resultierenden Bänder auf einer ultravioletten Bildgebungsmaschine abzubilden. Wenn ein kalorimetrischer Farbstoff verwendet wurde, zeigen Sie die Farbänderung an, um die Ergebnisse als positiv oder negativ zu bestimmen. Wenn ein tragbares Verstärkungsinstrument verwendet wurde, zeigen Sie das Amplifikationsdiagramm auf dem Bildschirm an, um die Ergebnisse zu ermitteln.Die optische Zeit für den Betrieb des LAMP-Assays bei 64 Grad beträgt 45 Minuten, da die niedrigsten Konzentrationen, die positiv für die Detektion waren, erst nach 40 Minuten verstärkt werden, während höhere Konzentrationen bei 20 Minuten verstärkt werden. Die Amplifikation kann auf einem 1%agarose Gel bestätigt werden, das mit einem Nukleinsäurefleck gekennzeichnet ist. Wie dargestellt ist die herkömmliche PCR 40-mal weniger empfindlich als LAMP.4,8 mal 10 bis die dritten Zoosporen pro Milliliter konzentrationen bei den niedrigsten. Bei dieser Analyse wurden Wasserproben aus sieben Teichen entnommen, die für die kommerzielle Gemüseproduktion in Tift County, Georgia, verwendet wurden. Drei davon zeigten positive LAMP-Ergebnisse.Als die Proben jedoch mit konventioneller PCR getestet wurden, wurden Zoosporen nur in einer der drei positiven Proben nachgewiesen. In dieser Tabelle werden die Unterschiede zwischen Erkennungsmethoden mit Variablen wie Empfindlichkeit, Zeit, erforderliche Vorbereitung, Materialien und Kosten zusammengefasst. LAMP ist die kostengünstigste Methode unter den getesteten Methoden und ist auch die schnellste, die nur 30 bis 60 Minuten für die Amplifikation im Vergleich zur herkömmlichen PCR-Verstärkung benötigt.Die Verwendung dieses Protokolls dna aus eng verwandten UMI-Samen-Erregern extrahiert führt zu keinem Nachweis für eine der Proben, bestätigt die Spezifität der Primer. Achten Sie darauf, das Probenwasser nicht zu schnell zu gießen und seien Sie vorsichtig, wenn Sie extrahierte DNA zu den LAMP-Röhren hinzufügen, um die Kontamination zu begrenzen. Sobald andere wasserbasierte Krankheitserreger ihre spezifischen Primer-Sets entwickelt haben, können die Filtrations- und Lampensäuremethoden für andere Krankheitserreger angepasst werden.

Research

JoVE Journal

Environment

Detection of Phytophthora capsici in Irrigation Water using Loop-Mediated Isothermal Amplification

Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

Colorimetric Paper-based Detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from Large Volumes of Agricultural Water

Farbmetrische Papierbasierte Erkennung von<em&gt; Escherichia coli</em&gt;,<em&gt; Salmonellen</em&gt; Spp. Und<em&gt; Listeria monocytogenes</em&gt; Von großen Mengen von Landwirtschaftliche Wasser

This protocol describes rapid colorimetric detection of Escherichia coli, Salmonella spp., and Listeria monocytogenes from large volumes (10 L) of ...

Forschung

Umwelt

Laboratory-determined Phosphorus Flux from Lake Sediments as a Measure of Internal Phosphorus Loading

Labor-Phosphor bestimmt Flux von Seesedimenten als Maß der internen Phosphorbelastung

Eutrophication is a water quality issue in lakes worldwide, and there is a critical need to identify and control nutrient sources. Internal phosphorus (P) ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser von Kultur und RT-qPCR. I. Sammlung von Virenproben

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated (WATER-PAM) Fluorometry

A Small Volume Bioassay to Assess Bacterial/Phytoplankton Co-culture Using WATER-Pulse-Amplitude-Modulated WATER-PAM Fluorometry

A Small Volume Bioassay um bakterielle / Phytoplankton Co-Kultur Bewerten Sie mit Wasser-Pulse-amplitudenmodulierten (WATER-PAM) Fluorometrie

Conventional methods for experimental manipulation of microalgae have employed large volumes of culture (20 ml to 5 L), so that the culture can be ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser, Kultur und RT-qPCR. Teil III. Virenerkennung durch RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

A Duplex Digital PCR Assay for Simultaneous Quantification of the Enterococcus spp. and the Human Fecal-associated HF183 Marker in Waters

A Duplex Digital PCR Assay for Simultaneous Quantification of the Enterococcus spp. and the Human Fecal-associated HF183 Marker in Waters

Eine Duplex-Digital-PCR-Assay für Simultaneous Quantifizierung der<em&gt; Enterococcus spp.</em&gt; Und das menschliche Fecal-assoziierte HF183 Marker in Waters

This manuscript describes a duplex digital PCR assay (EntHF183 dPCR) for simultaneous quantification of Enterococcus spp. and the human fecal-associated ...

Screening for Endocrine Activity in Water Using Commercially-available In Vitro Transactivation Bioassays

Screening for Endocrine Activity in Water Using Commercially-available In Vitro Transactivation Bioassays

Screening für Endokrine Aktivität in Wasser unter Verwendung von handelsüblichen<em&gt; In Vitro</em&gt; Trans Biotests

In vitro transactivation bioassays have shown promise as water quality monitoring tools, however their adoption and widespread application has been ...

A Simple Planting Technique for Re-establishing Trees Where Frequent Inundation Occurs

Eine einfache Bepflanzung Technik für Wiederherstellung des Bäume wo tritt häufig Überschwemmung

Many of the Everglades tree islands have lost elevation over the past century and most of their trees have died such that they are now covered with ...

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Bioindication Testing of Stream Environment Suitability for Young Freshwater Pearl Mussels Using In Situ Exposure Methods

Bioindikation Prüfung von Stream Umwelt Eignung für junge Süßwasser Perle Miesmuscheln mit In Situ Belichtungsmethoden

Knowledge of habitat suitability for freshwater mussels is an important step in the conservation of this endangered species group. We describe a protocol ...

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

Optimierte Verfahren zur Bestimmung der Adsorption von Phosphonaten auf Granular Ferric Hydroxid mit einer miniaturisierten Phosphor Entschlossenheit Methode

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...